Summary
O ensaio padrão de alimentação de membrana (SMFA) é considerado como o padrão-ouro para a avaliação e identificação de potenciais compostos antimaláricos. Este sistema de alimentação artificial é usado para infectar mosquitos para avaliar ainda mais os efeitos desses compostos na intensidade e prevalência do parasita Plasmodium falciparum .
Abstract
A malária continua sendo uma das doenças mais devastadoras do mundo e, até o momento, a região africana ainda é responsável por 94% de todos os casos em todo o mundo. Esta doença parasitária requer um parasita protozoário, um vetor de mosquito Anopheles e um hospedeiro de vertebrados. O gênero Anopheles compreende mais de 500 espécies, das quais 60 são conhecidas como vetores do parasita. O gênero parasita Plasmodium é composto por 250 espécies, e 48 delas estão envolvidas na transmissão da doença. Além disso, o parasita Plasmodium falciparum contribuiu para cerca de 99,7% dos casos de malária na África Subsaariana nos últimos anos.
Os gametócitos fazem parte do estágio sexual do parasita e são ingeridos pelo mosquito fêmea ao se alimentarem de um hospedeiro humano infectado. O desenvolvimento do parasita dentro do mosquito é potencializado por condições ambientais favoráveis no meio do mosquito. Aqui, a fusão dos gametas femininos e masculinos ocorre, e os ookinetes motile se originam. Os ookinetes entram no epitélio médio do mosquito, e ookinetas maduros formam oócitos, que, por sua vez, produzem esporozoites motile. Esses esporozoitas migram para as glândulas salivares do mosquito e são injetados enquanto um mosquito toma uma refeição de sangue.
Para fins de descoberta de drogas, os mosquitos foram artificialmente infectados com sangue infectado por gametocito no ensaio padrão de alimentação de membrana (SMFA). Para detectar infecção dentro do mosquito e/ou avaliar a eficácia dos compostos antimaláricos, os meios-médios dos mosquitos fêmeas foram removidos após a infecção e foram manchados com mercurocromo. Este método foi utilizado para melhorar a detecção visual de oocistos sob o microscópio para a determinação precisa da prevalência e intensidade do oócito.
Introduction
A malária, conhecida como uma das doenças mais destrutivas do mundo, ainda representa uma grande ameaça para vários países - especialmente aqueles dentro da região africana - e contribui para aproximadamente 95% dos casos em todo o mundo1. Esta doença é causada por um parasita protozoário e, juntamente com seu vetor de mosquito Anopheles, esses culpados podem causar grandes danos ao hospedeiro humano2. Mais especificamente, a espécie falciparum do gênero parasita Plasmodium é responsável por cerca de 99% dos casos de malária na África Subsaariana1. Além disso, vários dos principais vetores de mosquito Anopheles (incluindo An. gambiae Giles, An. arabiensis Patton, An. coluzzii Coetzee & Wilkerson sp.n., e An. funestus Giles) poderiam ser culpados por mais de 95% da transmissão de parasitas globalmente 3,4,5,6,7,8 . Para que o companheirismo parasita-vetor ideal seja estabelecido, o vetor do mosquito deve ser suscetível ao parasita e ser capaz de transmiti-lo9. Além disso, tanto o vetor quanto o parasita devem superar barreiras físicas para formar a combinação infecciosa perfeita - o vetor do mosquito deve ser capaz de sustentar o desenvolvimento de parasitas, e o parasita deve ter a capacidade de superar os mecanismos de defesa do hospedeiro10,11.
Os gametócitos, a fase sexual do parasita P. falciparum, desempenham um papel crucial na conexão dos parceiros vetoriais e parasitas12. O desenvolvimento sexual ocorre in vivo, e gametocitogênese descreve o processo de diferenciação de gametócitos maduros em microgametas masculinos motile e macrogametas femininos13. Outro processo que ocorre dentro do mosquito é a exflagellação - o processo durante o qual o gametocito masculino se transforma em gametas e emerge dos glóbulos vermelhos tomados durante uma refeição sanguínea11. O processo de exflagellação é ainda sugerido para ser aprimorado por uma mudança favorável no ambiente do mosquito midgut14. Após a exflagellação, um zigoto é formado pela fusão dos gametas masculino e feminino13. Do zigoto, surge um ookinete motile e se move da refeição sanguínea para o epitélio do mosquito midgut13. Aqui, o ookinete amadurece, e um oocisto é formado, que, por sua vez, produz esporozoites motile13,15. Os esporozoitas então migram para as glândulas salivares do mosquito e, como o mosquito toma uma refeição sanguínea de seu hospedeiro, esses esporozoitas são injetados na corrente sanguínea do hospedeiro15.
As intervenções de controle da malária, combinando estratégias de controle vetorial e o uso de medicamentos antimaláricos eficazes, tornaram-se cruciais no combate a esta doença15. Com o aumento da resistência a parasitas e mosquitos, a urgência para a identificação de novos compostos antimaláricos está aumentandoem 16. Portanto, a avaliação in vivo dos compostos de bloqueio de transmissão é importante16. Após o desenvolvimento de medicamentos de bloqueio de transmissão tão eficazes, a SMFA tem sido utilizada para avaliar se esses compostos inibem o desenvolvimento sexual de P. falciparum no mosquito Anopheles 17,18,19. Este ensaio ganhou reconhecimento desde a década de 1970-1980 como o padrão-ouro para avaliar o bloqueio de transmissão 20,21. Este ensaio fornece uma alternativa mais barata do que outros ensaios, como o RT-qPCR, que requer equipamentos especializados. Além disso, não são necessários pacientes para executar os experimentos. Este ensaio também envolve o fornecimento de sangue induzido por gametocito para mosquitos fêmeas, que são então dissecados para avaliar se o desenvolvimento oocisto está presente21. Isso permite quantificação de gametocito e detecção de oocistos deformados por causa dos compostos22. Para que um composto seja classificado como eficaz, a prevalência (a proporção de mosquitos que abrigam pelo menos um oocisto no midgut) e o número de oocistos (intensidade) no mosquito midgut devem ser avaliadas para avaliar a inibição da infecção 17,21,22.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Consulte a Figura 1 para obter uma ilustração do protocolo. A liberação ética foi obtida do Comitê de Ética em Ciências da Saúde da Universidade de Pretória (506/2018) para a retirada e uso de sangue humano.
1. Cultura gametócica
NOTA: Antes da criação da SMFA, foi preparada uma cultura gametocito na Universidade de Pretória (ver Leitor et al.22 para o protocolo completo).
- Prepare uma cultura de gametocito que consiste em gametocitos estágio V da cepa de parasitas NF54.
- Certifique-se de que a gametocytemia da cultura está entre 1,5% e 2,5%, com hematócrito de 50% em soro masculino A+, ao qual são adicionados glóbulos vermelhos frescos.
- Separe a cultura em diferentes frascos e adicione 2 μM de cada composto para cada tratamento respectivo 48 h antes de conduzir a SMFA. Deixe o grupo de controle sem tratamento.
- Avalie a cultura gametócica pouco antes de conduzir a SMFA para garantir a exflagellação de gametas masculinos, com a presença de uma proporção 3:1 feminino:masculino.
2. Infecção artificial de mosquitos através da SMFA
NOTA: Biossegurança: os mosquitos infectados devem ser alojados em uma instalação de biossegurança nível 2 (BSL2) com acesso restrito.
- Usando um aspirador bucal, coloque 25 mosquitos an. gambiae fêmeas não alimentados em um copo de alimentação de 350 mL. Faça o mesmo para cada xícara de tratamento e rotule os copos claramente de acordo com se eles devem ser usados como grupos de controle ou tratamento. Escolha o número de copos por tratamento de acordo com o número de réplicas técnicas incluídas.
NOTA: Mosquitos colônias entre 5 e 7 dias de idade são usados em uma avaliação típica do composto de bloqueio de transmissão. Mosquitos famintos por 3-4 h ou mais antes da alimentação sanguínea facilitarão a absorção de sangue durante a SMFA. - Conecte o sistema alimentador de vidro ao banho de água e mantenha a temperatura a 37 °C.
NOTA: O alimentador de vidro consiste em dois braços, que estão conectados à tubulação de silicone à qual o banho de água está conectado (Figura 2). A estrutura oca do alimentador permite que a água circule e manum a temperatura do sangue. - Prepare o intestino da vaca (ou membrana sintética) enxaguando-o na água da torneira e corte-o em pedaços que são montados para cada alimentador. Cubra cada alimentador e aperte a membrana com uma faixa elástica.
NOTA: Não foi necessária autorização ética para o intestino, pois foi comprado de uma carnificina local, onde é vendido ao público para preparação de alimentos. - Coloque os copos de infecção debaixo dos alimentadores, com a membrana colocada em cima da rede do copo.
- Adicione 1 mL de sangue infectado por gametocito aos alimentadores dos copos de controle e sangue infectado por gametocitos com composto adicionado a cada alimentador composto correspondente e copo.
- Deixe os mosquitos se alimentarem por aproximadamente 40 minutos com os alimentadores descobertos.
NOTA: As alimentaçãos ocorrem em condições insetídas (25 °C, 80% de umidade relativa) no escuro. O diâmetro de um alimentador é de aproximadamente 13 mm. - Após a alimentação, remova os alimentadores dos copos, enxágue os alimentadores e trate o excesso de sangue com hipoclorito.
- Remova os mosquitos não-cidos do copo derrubando todos os mosquitos no gelo (por 1-2 min) e separando os mosquitos não-cidos daqueles que fizeram uma refeição de sangue. Procure por abdômens inchados e vermelhos (indicando sangue) para distinguir os mosquitos alimentados e totalmente engorgados dos não alimentados (Figura 3).
- Coloque os copos de infecção na câmara de biossegurança (Figura Suplementar S1) e forneça a cada xícara uma almofada de água 10% açucarada, substituindo a água de açúcar em dias alternados por 8-10 dias.
3. Preparação de mosquitos infectados
NOTA: Esta parte do protocolo ocorre dentro da sala de infecção BSL2. Apenas funcionários autorizados e treinados podem entrar na sala de infecção onde os mosquitos infectados estão alojados. Os mosquitos são mantidos em copos modificados que contêm apenas um ponto de entrada, que sela automaticamente quando o aspirador da boca é removido. Estes copos são colocados dentro de um recipiente transparente e termoplástico para evitar a fuga. O contêiner está localizado na sala de infecção atrás de um sistema de porta dupla. Todos os protocolos necessários devem estar em vigor para exposição acidental a mosquitos infectados (Arquivo Suplementar S1). Os protocolos são específicos do país e dependem das exigências da instituição.
- Nos dias 8-10 pós-infecção, derrube os mosquitos infectados colocando-os no gelo e transferindo-os para tubos rotulados com 70% de etanol (mantendo os mosquitos de cada grupo de controle e tratamento separados).
- Certifique-se de que todos os mosquitos estão mortos antes de sair da sala de infecção.
4. Dissecções de mosquitos infectados
NOTA: Esta parte do protocolo é realizada em laboratório.
- Transfira os mosquitos para placas de Petri rotuladas forradas com papel filtro, mantendo o controle e os grupos de teste separados.
- Coloque uma gotícula de soro fisiológico tamponado de fosfato (PBS) em um slide de microscópio (marcado de acordo com o grupo de controle/teste) e transfira um mosquito individual do papel filtro para o PBS.
- Remova o midgut da amostra imobilizada e infectada prendendo o tórax do mosquito com a agulha dissecando enquanto puxa o7º segmento abdominal com os fórceps.
- Com o intestino sendo exposto e visível, procure os túbulos malpighianos (Figura 4A,B) para distinguir o intestino dos ovários. Remova-o do PBS, transfira-o para uma gota de 0,1% de mercurocromo em um novo slide de microscópio, e deixe o intestino para manchar por 8-10 min.
- Após a coloração, coloque uma mancha no intestino manchado e veja o intestino sob iluminação de campo brilhante em ampliação de 20x-40x (Figura 4C,D).
- Regissuço a presença e o número de oocistos por midgut para cada grupo de controle e tratamento (Arquivo Suplementar S2).
- Calcular a atividade de bloqueio de transmissão usando Equação (1):
%TBA
(1)
onde TBA = atividade de bloqueio de transmissão (redução da prevalência de oócito); p = prevalência de oócito; C = controle; e T = tratamento. - Calcular a atividade redutor de transmissão usando Equação (2):
%TRA =
(2)
onde TRA = atividade redutor de transmissão (redução da intensidade do oocisto); I = intensidade oocicísto; C = controle; e T = tratamento.
NOTA: O TBA pode não ser significativamente reduzido, mas uma diferença significativa pode ser observada no TRA e vice-versa. Isso depende do material químico que está sendo avaliado. - Realizar análise estatística utilizando o t-test não paramétrico (Mann-Whitney).
(1)
(2)Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
O número total de amostras de controle dissecadas foi de 47, com prevalência média de 89% e intensidade de 9,5 oocistos por midgut (Tabela 1, conforme publicado anteriormente22). Para o composto MMV1581558, o tamanho da amostra atingiu um total de 42 espécimes, com prevalência de oocisto de 36% e intensidade média de 1,5 oocistos. Isso mostra uma redução na prevalência de oócito de 58% e uma TRA de 82% nas três réplicas biológicas (Tabela 1).
Tanto o %TRA quanto o %TBA para MMV1581558 foram acima de 50%; assim, este composto poderia ser considerado como um potencial candidato para o bloqueio e redução da transmissão. A análise estatística tanto para intensidade quanto para prevalência mostrou diferença significativa entre o grupo controle e o MMV1581558 (p < 0,0001) (Tabela 1 e Figura 5).
Figura 1: Ilustração do sistema de infecção artificial dos mosquitos Anopheles com gametocitos plasmodium falciparum . Abreviação: SMFA = ensaio padrão de alimentação da membrana. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Sistema de alimentação de membrana com água circulando pelos alimentadores de vidro e tubos de silicone para regular a temperatura da cultura gametócito. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Totalmente engorgado Anopheles fêmea após uma refeição de sangue. Por favor, clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Midgut de Anopheles feminino. (A) Com túbulos malpighianos; (B) com ovários; (C) com Plasmodium falciparum oocisto; e (D) midgut não infectado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5: Resumo estatístico da intensidade oocisto entre o grupo controle (n = 47) e o composto MMV1581558 (n = 42). Barras de erro, ±SE; asteriscos denotam diferença significativa (ns P > 0,05, ****P < 0,0001). Abreviação: DMSO = sulfóxido de dimetila. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Composto | Número de repetições. | Tamanho da amostra | Av. Prevalence | Av. Intensity/gut | %TBA | %TRA | Prevalência de valor P | Intensidade de valor P |
| Controle | 3 | 47 | 89% | 9.5 | ||||
| MMV1581558 | 3 | 42 | 36% | 1.5 | 58% | 82% | <0.0001 | <0.0001 |
Tabela 1: Conjunto de dados de um composto antimalárico, MMV1581558, avaliado durante três réplicas biológicas do ensaio de alimentação de membrana padrão. Para cada grupo de controle e teste, o tamanho da amostra (n) é indicado, juntamente com a prevalência média de oocisto e intensidade por midgut. A atividade de bloqueio de transmissão e a atividade de redução da transmissão são indicadas. Abreviaturas: TBA = atividade de bloqueio de transmissão; TRA = atividade redutor de transmissão.
Figura Suplementar S1: Mosquitos infectados contidos dentro de uma câmara na sala de infecção do inseto. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Arquivo Suplementar S1: Protocolo para exposição acidental a mosquitos infectados. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Arquivo Suplementar S2: Ficha de gravação para prevalência e intensidade oocisto. Clique aqui para baixar este Arquivo.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Para que este protocolo seja executado com sucesso, deve-se dar atenção a cada passo, embora possa ser um processo tedioso e trabalhoso. Um dos passos mais importantes é garantir que a cultura gametócito seja de boa qualidade e que ela consista em gametocitos maduros, com a razão masculina/feminina correta, antes de iniciar a SMFA23,24. Durante a SMFA, também é crucial manter a cultura gametocito na temperatura correta para evitar que os gametas machos exflagellating antes de entrar no mosquito. Outro fator que desempenha um papel crucial no estabelecimento de uma infecção artificial bem sucedida é garantir que os mosquitos fêmeas estejam interessados em fazer uma refeição sanguínea, pois o comportamento alimentar dos mosquitos também pode influenciar muito o resultado25. Para garantir que apenas mosquitos totalmente alimentados sejam dissecados após o desenvolvimento dos oocistos, é fundamental focar na remoção de todos os mosquitos não alimentados de cada xícara, pois isso poderia influenciar muito os resultados. A dissecção midgut é outro passo importante para garantir que espécimes suficientes estejam disponíveis para análise suplementar. Midguts têm uma tendência a rasgar, o que pode fazer com que o conteúdo do midgut se esgote. Outro passo importante neste protocolo é a coloração dos midguts, que é crucial para a detecção e contagem dos oocistos sob o microscópio.
Algumas limitações do método incluem o pequeno tamanho amostral dos mosquitos, que pode influenciar a precisão e a variância da estimativa de TRA20,26. Este é principalmente o resultado de uma baixa taxa de alimentação durante a SMFA. Como a maioria das colônias de mosquitos são mantidas em sangue animal, o fornecimento de uma cultura sanguínea humana infectada por gametocitos na SMFA pode contribuir para a taxa de alimentação subótima. Isso também é observado com a adição de certos compostos, que podem atuar como repelentes para os mosquitos. Oocistos de coloração com mercurocromo tem algumas desvantagens, pois mancha outras estruturas dentro do midgut27. Isso causa baixa visibilidade dos oocistos e torna a contagem de oocistos desafiadora, afetando os resultados28. Resultados conflitantes também surgem quando comparamos os do ensaio SFMA com ensaios alternativos29,30. Além disso, limitações como restrições de tempo e dissecções intensivas em mão-de-obra restringem o processamento de alto rendimento ao usar este método31. O número de gametócitos ingeridos pelos mosquitos durante esse processo de infecção artificial também foi baixo em alguns casos, possivelmente afetando a intensidade do oocítos 32,33,34.
Outros métodos alternativos também foram desenvolvidos, incluindo ensaios de bioluminescência, nos casos em que linhas de parasitas expressas expressas em luciferase de vagalumes são usadas36. Embora este último método aumente o rendimento das amostras, ele também tem suas próprias restrições, uma vez que tais linhas de parasitas não poderiam ser utilizadas para avaliar a transmissão de infecções que ocorrem naturalmente ou envolvem parasitas do tipo selvagem37. Outros métodos que envolvem reação em cadeia de polimerase (PCR) também são amplamente utilizados. Embora esses métodos aumentem a sensibilidade da detecção de oocistos, nem todos são totalmente quantitativos 38,39,40. O ensaio qPCR TaqMan é outro método promissor para a detecção de oócitos de P. falciparum, e este método foi encontrado para quantificar níveis muito mais baixos de parasitamia do que a microscopia 41,42,43,44. Este ensaio, no entanto, requer equipamentos e sondas caros. Além disso, possíveis alterações na morfologia oocisto devido aos compostos não podem ser detectadas visivelmente durante a QPCR. Em comparação com esses métodos, o método SFMA continua sendo uma ferramenta valiosa para detecção de infecções e avaliação composta, pois a maioria das limitações deste método são relativamente fáceis de superar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.
Acknowledgments
Os autores gostariam de reconhecer Prof. Lyn-Mari Birkholtz e a Dra. A cepa de parasita foi obtida a partir deste último departamento (não faz parte desta publicação). O Departamento de Ciência e Inovação (DSI) e a Fundação Nacional de Pesquisa (NRF); Iniciativa sul-africana de cadeiras de pesquisa (UID 64763 para LK e UID 84627 para LMB); as Comunidades de Prática nrf (UID 110666 para LMB e LK); e o Conselho De Pesquisa Médica da África do Sul Parcerias Estratégicas de Inovação em Saúde (SHIP) também são reconhecidos por fundos do DSI.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bovine intestine/ | Butchery | ||
| Compound MMV1581558 | MMV | Pandemic response box | |
| Dissecting needles | WRIM | Custom made | |
| falcon tube | Lasec | ||
| Glass feeders | Glastechniek Peter Coelen B.V. | ||
| Graphpad Prism (8.3.0) | Graphpad | ||
| Mercurochrome | Merck (Sigma-Aldrich) | 129-16-8 | |
| Microscope slides | Merch (Sigma-Aldrich) | S8902 | |
| Parafilm | Cleansafe | ||
| PBS tablets | ThermoFisher Scientific | BP2944 | |
| Perspex biosafety cabinet | Wits University | Made by the contractors at Wits | |
| Plastic cups (350 mL) | Plastic Land |
References
- World Malaria Report. World Health Organization. , Available from: https://www.who.int/publications/i/item/9789240040496 (2021).
- Takken, W., Verhulst, N. O. Host preferences of blood feeding mosquitoes. Annual Review of Entomology. 58, 433-453 (2013).
- Gillies, M. T., Coetzee, M. Supplement to the Anophelinae of Africa south of the Sahara Afrotropical region. Publications of the South African Institute for Medical Research. 55, 1 (1987).
- Gillies, M. T., De Meillon, B. The Anophelinae of Africa south of the Sahara. Publications of the South African Institute for Medical Research. 54, (1968).
- Antonio-Nkondjio, C., et al. Complexity of the malaria vectorial system in Cameroon: contribution of secondary vectors to malaria transmission. Journal of Medical Entomology. 43, 1215-1221 (2006).
- Sinka, M. E., et al. The dominant Anopheles vectors of human malaria in Africa, Europe and the Middle East: occurrence data, distribution maps and bionomic précis. Parasites and Vectors. 3, 117 (2010).
- Coetzee, M., Hunt, R. H., Wilkerson, R., Della Torre, A., Coulibaly, M. B., Besansky, N. J. Anopheles coluzzii and Anopheles amharicus, new members of the Anopheles gambiae complex. Zootaxa. 3619, 246-274 (2013).
- Kyalo, D., Amratia, P., Mundia, C. W., Mbogo, C. M., Coetzee, M., Snow, R. W. A geo-coded inventory of anophelines in the Afrotropical Region south of the Sahara: 1898-2016. Wellcome Open Research. 2, 57 (2017).
- Cohuet, A., Harris, C., Robert, V., Fontenille, D. Evolutionary forces on Anopheles: What makes a malaria vector. Trends in Parasitology. 309, (2009).
- Weathersby, A. B. The role of the stomach wall in the exogenous development of Plasmodium gallinaceum as studies by means of haemocoel injections of susceptible and refractory mosquitoes. The Journal of Infectious Diseases. 91, 198-205 (1952).
- Ally, A. S. I., Vaughan, A. M., Kappe, S. H. I. Malaria parasite development in the mosquito and infection of the mammalian host. The Annual Review of Microbiology. 63, 195-221 (2009).
- Delves, M. J., et al. Male and female Plasmodium falciparum mature gametocytes show different responses to antimalarial drugs. American Society for Microbiology Journal. , (2013).
- Sinden, R. E. Sexual development of malarial parasites in their mosquito vector. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 75, (1981).
- Garcia, G. E., Wirtz, R. A., Barr, J. R., Woolfitt, A. Xanthurenic acid induces gametogenesis in Plasmodium, the malaria parasite. Journal of Biological Chemistry. 15, 12003-12005 (1998).
- Oaks, S. C. Jr, Mitchell, V. S., Pearson, G. W., et al. Malaria: Obstacles and Opportunities. , National Academic Press. ISBN 0-309-54389-4 (1991).
- Le Manach, C., et al. Identification and profiling of a novel Diazaspirol[3.4]octane chemical series active against multiple stages of the human malaria parasite Plasmodium falciparum and optimization efforts. Journal of Medicinal Chemistry. 64, 2291-2309 (2021).
- Cibulskis, R. E., et al. Malaria: global progress 2000-2015 and future challenges. Infect Diseases of Poverty. 5, 61 (2016).
- Smith, T. A., Chitnis, N., Briet, O. J., Tanner, M. Uses of mosquito-stage transmission-blocking vaccines against Plasmodium falciparum. Trends in Parasitology. 27, 190-196 (2011).
- Boyd, M. F. Epidemiology: factors related to the definitive host. Malariology. Boyd, M. F. , W.B. Saunders. Philadelphia. 608-697 (1949).
- Ponnudurai, T., van Gemert, G. J., Bensink, T., Lensen, A. H., Meuwissen, J. H. Transmission blockade of Plasmodium falciparum: its variability with gametocyte numbers and concentration of antibody. Transactions of The Royal Society of Tropical Medicine. 81, 491-493 (1987).
- Rutledge, L. C., Ward, R. A., Gould, D. J. Studies on the feeding response of mosquitoes to nutritive solutions in a new membrane feeder. Mosquito News. 24 (4), (1964).
- Reader, J., et al. Multistage and transmission-blocking targeted antimalarials discovered from the open-source MMV Pandemic Response Box. Nature Communications. 12, 269 (2021).
- Bousema, T., et al. Mosquito feeding assays for natural infections. PLoS One. 7 (8), (2012).
- Churcher, T., et al. Measuring the blockade of malaria transmission - An analysis of the standard membrane feeding assay. International Journal for Parasitology. 42, 1037-1044 (2012).
- Medley, G. F., et al. Heterogeneity in patterns of malarial oocyst infections in the mosquito vector. Parasitology. 106, 441-449 (1993).
- Miura, K., et al. Transmission-blocking activity is determined by transmission reducing activity and number of control oocysts in Plasmodium falciparum standard membrane-feeding assay. Vaccine. 34, 4145-4151 (2016).
- Sattabongkot, J., Maneechai, N., Rosenberg, R. Plasmodium vivax: gametocyte infectivity of naturally infected Thai adults. Parasitology. 102 (01), 27-31 (1991).
- Vallejo, A. F., Garcia, J., Amado-Garavito, A. B., Arevalo-Herrera, M., Herrera, S. Plasmodium vivax gametocyte infectivity in sub-microscopic infections. Malaria Journal. 15 (1), 48 (2016).
- Ponnudurai, T., Lensen, A. H. W., van Gemert, G. J. A., Bolmer, M. G., Meuwissen, J. H. E. Feeding behavior and sporozoite ejection by infected Anopheles stephensi. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene. 85, 175-180 (1991).
- Miura, K., et al. Qualification of standard membrane-feeding assay with Plasmodium falciparum malaria and potential improvements for future assays. PLoS One. 8, 57909 (2013).
- Griffin, P., et al. Safety and reproducibility of a clinical trial system using induced blood stage Plasmodium vivax infection and its potential as a model to evaluate malaria transmission. PLoS Neglected Tropical Diseases. 10, 0005139 (2016).
- Delves, M. J., Sinden, R. E. A semi-automated method for counting fluorescent malaria oocysts increases the throughput of transmission blocking studies. Malaria Journal. 9, 35 (2010).
- vander Kolk, M., et al. Evaluation of the standard membrane feeding assay (SMFA) for the determination of malaria transmission-reducing activity using empirical data. Parasitology. 130, 13-22 (2005).
- van der Kolk, M., de Vlas, S. J., Sauerwein, R. W. Reduction and enhancement of Plasmodium falciparum transmission by endemic human sera. International Journal for Parasitology. 36, 1091-1095 (2006).
- Singh, M., et al. Plasmodium's journey through the Anopheles mosquito: A comprehensive review. Biochimie. 181, 176-190 (2021).
- Vos, M. W., et al. A semi-automated luminescence based standard membrane feeding assay identifies novel small molecules that inhibit transmission of malaria parasites by mosquitoes. Scientific Reports. 5, 18704 (2015).
- Azevedo, R., et al. Bioluminescence method for in vitro screening of Plasmodium transmission-blocking compounds. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 61, (2017).
- Okell, L. C., Bousema, T., Griffin, J. T., Ouedraogo, A. L., Ghani, A. C., Drakeley, C. J. Factors determining the occurrence of submicroscopic malaria infections and their relevance for control. Nature Communications. 3, 1237 (2012).
- Pasay, C. J., et al. Piperaquine monotherapy of drug-susceptible Plasmodium falciparum infection results in rapid clearance of parasitemia but is followed by the appearance of gametocytemia. The Journal of Infectious Diseases. 214, 105-113 (2016).
- Stone, W. J., et al. A scalable assessment of Plasmodium falciparum transmission in the standard membrane-feeding assay, using transgenic parasites expressing green fluorescent protein-luciferase. The Journal of Infectious Diseases. 210, 1456-1463 (2014).
- Hasan, A. U., et al. Implementation of a novel PCR based method for detecting malaria parasites from naturally infected mosquitoes in Papua New Guinea. Malaria Journal. 8, 182 (2009).
- Stone, W. J., et al. The relevance and applicability of oocyst prevalence as a read-out for mosquito feeding assays. Scientific Reports. 3, 3418 (2013).
- Marquart, L., Baker, M., O'Rourke, P., McCarthy, J. S. Evaluating the pharmacodynamic effect of antimalarial drugs in clinical trials by quantitative PCR. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 59, 4249-4259 (2015).
- McCarthy, J. S., et al. tolerability, pharmacokinetics, and activity of the novel long-acting antimalarial DSM265: a two-part first-in-human phase 1a/1b randomised study. TheLancet Infectious Diseases. 17, 626-635 (2017).
