Waiting
登录处理中...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Chemistry
Click here for the English version

Chemistry

Un ensemble d’outils analytiques établis pour étudier l’altération à l’état solide des excipients à base de lipides

Published: August 9, 2022 doi: 10.3791/63993
Automatic Translation
1,2, 1, 1
1Research Center Pharmaceutical Engineering, GmbH, 2Institute of Pharmaceutical Sciences, Department of Pharmaceutical Technology and Biopharmacy, University of Graz

Summary

Cette publication montre l’application de la diffraction des rayons X et de la calorimétrie différentielle à balayage comme étalons de référence pour étudier l’état solide des excipients à base de lipides (LBE). Comprendre l’altération à l’état solide dans les LBE et son effet sur la performance des produits pharmaceutiques est le facteur clé pour la fabrication de formes posologiques robustes à base de lipides.

Abstract

Les excipients à base de lipides (LBE) sont peu toxiques, biocompatibles et naturels, et leur application soutient la durabilité de la fabrication pharmaceutique. Cependant, le principal défi est leur état solide instable, affectant la stabilité du produit pharmaceutique. Les propriétés physiques critiques des lipides pour leur traitement - telles que la température de fusion et la viscosité, la rhéologie, etc. - sont liées à leur structure moléculaire et à leur cristallinité. Les additifs, ainsi que les contraintes thermiques et mécaniques impliquées dans le processus de fabrication, affectent l’état solide des lipides et donc la performance des produits pharmaceutiques de ceux-ci. Par conséquent, la compréhension de l’altération de l’état solide est cruciale. Dans ce travail, la combinaison de la diffraction des rayons X en poudre et de la calorimétrie différentielle à balayage (DSC) est présentée comme l’étalon-or pour la caractérisation de l’état solide des lipides. La diffraction des rayons X est la méthode la plus efficace pour cribler le polymorphisme et la croissance cristalline. L’arrangement polymorphe et la longueur des lamelles sont caractérisés dans les régions grand angle et petit angle de diffraction des rayons X, respectivement. La région de diffusion des rayons X aux petits angles (SAXS) peut être utilisée pour étudier la croissance des cristaux. La transition de phase et la séparation peuvent être indiquées. La DSC est utilisée pour analyser le comportement thermique des lipides, estimer la miscibilité des additifs et / ou des ingrédients pharmaceutiques actifs (API) dans la matrice lipidique et fournir des diagrammes de phase. Quatre études de cas sont présentées dans lesquelles les LBE sont utilisés soit comme matériau de revêtement, soit comme matrice d’encapsulation pour fournir des systèmes multiparticules enrobés de lipides et des nanosuspensions lipidiques, respectivement. L’état solide lipidique et son altération potentielle pendant le stockage sont étudiés et corrélés à l’altération dans la libération de l’IPA. Les méthodes microscopiques qualitatives telles que la microscopie à lumière polarisée et la microscopie électronique à balayage sont des outils complémentaires pour étudier la cristallisation au niveau micro. D’autres méthodes d’analyse doivent être ajoutées en fonction du procédé de fabrication choisi. La relation structure-fonction-traitabilité doit être comprise avec soin pour concevoir des produits pharmaceutiques à base de lipides robustes et stables.

Introduction

Les lipides sont une classe de matériaux qui contiennent des hydrocarbures aliphatiques à longue chaîne et leurs dérivés. Ils couvrent un large éventail de structures chimiques, y compris les acides gras, les acylglycérols, les stérols et les esters de stérols, les cires, les phospholipides et les sphingolipides1. L’utilisation des lipides comme excipients pharmaceutiques a commencé en 1960 pour intégrer des médicaments dans une matrice de cire afin de fournir des formulations à libération prolongée2. Depuis lors, les excipients à base de lipides (LBE) ont attiré l’attention pour diverses applications, telles que la libération de médicaments modifiés, le masquage du goût, l’encapsulation de médicaments et l’amélioration de la biodisponibilité des médicaments. Les LBE peuvent être appliqués dans une large gamme de formes pharmaceutiques via des procédés de fabrication polyvalents, à savoir le revêtement thermofusible, le séchage par atomisation, l’extrusion de lipides solides, l’impression 3D, le comprimé et l’homogénéisation à haute pression, entre autres. Les formes posologiques telles que les comprimés, les films à désintégration orale, les systèmes multiparticulaires, les nanoparticules et microparticules, les granulés et les formes imprimées en 3D en sont le résultat 2,3,4.

Les LBE possèdent le statut « General Recognized as Safe », une faible toxicité, une bonne biocompatibilité et une tolérance améliorée des patients. Leur origine naturelle et leur grande disponibilité leur permettent de favoriser une fabrication pharmaceutique verte et durable. Néanmoins, l’utilisation de LBE a été associée à des formes posologiques instables. Des altérations des propriétés des produits à base de lipides après stockage ont été largement rapportées. L’état solide des LBE et l’existence d’un polymorphisme lipidique sont considérés comme les principales raisons de l’instabilité des formes posologiques à base de lipides 5,6,7,8.

Les propriétés mécaniques et physiques des lipides sont étroitement liées à leurs propriétés de cristallisation et à la structure de leur réseau cristallin, qui montre des hiérarchies distinctes d’organisation structurelle. Lorsque les lipides sont utilisés dans la fabrication de produits pharmaceutiques, la structure cristalline est affectée par les paramètres du procédé appliqués, tels que la température, les solvants organiques, le cisaillement et les forces mécaniques, ce qui affecte à son tour la performance du produit pharmaceutique 5,7,9,10,11,12 . Pour comprendre cette relation structure-fonction, il est important de connaître les fondements de la cristallisation des lipides et de la structure cristalline et les méthodes analytiques pour les dépister.

Au niveau moléculaire, la plus petite unité d’un cristal lipidique est appelée « cellule unitaire ». Une répétition tridimensionnelle régulière des cellules unitaires construit les réseaux cristallins, avec des interactions moléculaires plus fortes le long de leurs directions latérales que les longitudinales, expliquant la construction en couches des cristaux lipidiques. Le tassement transversal répété des chaînes d’hydrocarbures est connu sous le nom de sous-cellule 1,12,13 (Figure 1). Les lamelles sont l’emballage latéral des molécules lipidiques. Dans l’emballage cristallin, les interfaces entre les différentes lamelles sont constituées de groupes méthyliques, tandis que les groupes glycérol polaire sont placés dans les parties intérieures de la lamelle14. Pour différencier chaque chaîne d’acides gras dans la lamelle, le terme foliole est utilisé, qui représente une sous-couche composée de chaînes d’acides gras simples. Les acylglycérols peuvent être disposés en longueurs de chaîne de folioles doubles (2L) ou triples (3L)14. L’énergie de surface des lamelles les pousse à s’empiler épitaxialement les unes aux autres, pour fournir des nano-cristallites. Différents facteurs de traitement tels que la température et la vitesse de refroidissement affectent le nombre de lamelles empilées et, par conséquent, l’épaisseur de cristallite (~10-100 nm). L’agrégation des cristallites conduit à la formation de sphérulites à l’échelle microscopique, et l’agrégation des sphérulites fournit au réseau cristallin des LBE un comportement macroscopique défini13.

Les transitions à l’état solide commencent au niveau moléculaire. La transition géométrique d’une sous-cellule à une autre est appelée polymorphisme. Trois polymorphes majeurs de α, β'-, et β-formes se trouvent généralement dans les acylglycérols, ordonnés en fonction d’une stabilité accrue. L’inclinaison de la lamelle par rapport aux groupes terminaux se produit lors des transitions polymorphes 1,13. Les BLBE subissent des transitions polymorphes de stockage et de fusion médiées par la fusion. Les transitions de stockage se produisent lorsque la forme métastable est stockée en dessous de sa température de fusion, tandis que les transitions médiées par fusion se produisent lorsque la température s’élève au-dessus du point de fusion d’une forme métastable, provoquant la fusion et la cristallisation successive de la forme plus stable.

En outre, la séparation de phase et la croissance cristalline peuvent également se produire. La séparation de phase est entraînée par la cristallisation multiphasique initiale et la croissance d’une phase ou plus. Les interactions particule-particule, y compris le frittage, les interactions moléculaires, les caractéristiques microstructurales et les composants étrangers, peuvent également déclencher la croissance cristalline 1,5.

La surveillance des transitions à l’état solide des ELB et de leur impact sur la performance des formes posologiques revêt une importance considérable. Entre autres, la calorimétrie différentielle à balayage (DSC) et la diffraction des rayons X, en particulier la diffusion simultanée des rayons X à petit et grand angle (SWAXS), sont deux étalons de référence pour évaluer l’état solide lipidique.

DSC est couramment utilisé pour mesurer les changements d’enthalpie du matériau d’intérêt associés au flux de chaleur en fonction du temps et de la température. La méthode est largement utilisée pour le criblage du comportement thermique des lipides, tels que les voies possibles de fusion et de cristallisation, la température et l’enthalpie correspondantes de différentes formes polymorphes, ainsi que les fractions mineures et principales des compositions lipidiques. Ces données peuvent être utilisées pour décrire l’hétérogénéité, les phases multiples et le polymorphisme lipidique 5,7,13.

Les techniques de diffraction des rayons X sont les méthodes les plus puissantes pour la détermination de la structure à l’état solide. Possédant une nanostructure ordonnée avec des lamelles répétées, la réflexion du faisceau de rayons X à partir de cristaux lipidiques peut être étudiée en utilisant la loi de Bragg:

d = λ/2sinθ (Équation 1)

où λ est la longueur d’onde des rayons X de 1,542 Å, θ est l’angle de diffraction du faisceau diffusé, et d est l’espacement interplanaire des couches répétées, défini comme la longueur des lamelles dans les lipides. La région à petit angle de la radiographie peut être parfaitement utilisée pour détecter le long espacement et calculer la longueur de la lamelle (d). Plus la distance répétée d est grande, plus l’angle de diffusion est petit (1-15°, région à petit angle) puisque d est inversement proportionnel à sin θ. L’arrangement sous-cellulaire des lipides peut être caractérisé comme le motif d’espacement court dans la région grand angle de la diffraction des rayons X. Les modèles d’espacement long et court des lipides (longueur des lamelles et disposition des sous-cellules) peuvent être utilisés pour indiquer la transformation polymorphe monotropique. Par exemple, la forme α (hexagonale) peut être modifiée en β (triclinique) en raison d’un changement de l’angle d’inclinaison des chaînes, avec des modifications de la longueur des lamelles (long espacement, dans la région du petit angle, 1-15°) et du mode de tassement transversal (espacement court, dans la région grand angle, 16-25°) (figure 2).

Les informations obtenues à partir de la région SAXS peuvent en outre être utilisées pour étudier la croissance cristalline en mesurant son épaisseur (D) via l’équation de Scherrer15:

D = Kλ/FWHMcosθ (Équation 2)

Où, FWHM est la largeur en radians de la diffraction maximale mesurée à mi-hauteur entre le bruit de fond et le pic, généralement appelée pleine largeur à demi-maximum (FWHM); θ est l’angle de diffraction; λ est la longueur d’onde des rayons X (1,542 Å) et K (constante de Scherrer) est un nombre sans dimension qui fournit des informations sur la forme du cristal (en l’absence d’informations détaillées sur la forme, K = 0,9 est une bonne approximation). Veuillez noter que l’équation de Scherrer peut être utilisée pour estimer des tailles cristallines moyennes allant jusqu’à environ 100 nm puisque l’élargissement du pic est inversement proportionnel à la taille de la cristallite. Par conséquent, son application est utile pour déterminer l’épaisseur des nanoplaquettes et, indirectement, le nombre de lamelles agrégées. Des exemples d’utilisation de cette approche bien connue pour le criblage des propriétés cristallines des lipides dans le développement de la formulation pharmaceutique et l’instabilité correspondante dans les performances du produit peuvent être trouvés dans 5,12,16,17,18.

La surveillance de l’état solide des LBE à chaque stade de développement à l’aide de techniques analytiques bien établies fournit une stratégie efficace pour concevoir des procédés de fabrication performants et des produits pharmaceutiques stables à base de lipides.

Cette publication présente l’application critique d’une analyse complète à l’état solide des ELB pour surveiller les changements à l’état solide et sa corrélation avec la modification du profil de libération de l’ingrédient pharmaceutique actif (IPA) de la forme posologique pharmaceutique. Les systèmes multiparticules basés sur des cristaux d’API enrobés de lipides via un revêtement thermofusible et les suspensions nanolipidiques produites par homogénéisation à haute pression sont pris comme études de cas. Cette publication se concentre sur l’application de la diffraction des rayons X en poudre et de la DSC comme outils analytiques. Les deux premiers exemples montrent l’effet de la transformation polymorphe et de la croissance cristalline, respectivement, sur l’altération de la libération d’API à partir d’échantillons revêtus. Le dernier exemple révèle la corrélation entre l’état solide stable des lipides et la performance stable du produit pharmaceutique dans les systèmes multiparticules enrobés de lipides et dans les suspensions nanolipidiques.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Calorimétrie différentielle à balayage (DSC)

  1. Préparation des instruments
    1. Utilisez un calorimètre différentiel à balayage équipé d’un refroidisseur intra, d’un échantillonneur automatique et du logiciel de contrôle des instruments et d’analyse des données.
    2. Allumez l’alimentation en azote gazeux et réglez la pression entre 0,2 et 0,5 bar et mettez sous tension l’instrument DSC et le changeur d’échantillon automatique.
    3. Ouvrez le logiciel et activez le mode veille en cliquant sur le bouton Oui . Permettre l’équilibrage de l’appareil pendant au moins une heure
    4. Purgez le four avec de l’azote, cliquez sur l’icône Nouvelle méthode et accédez à Définition de la méthode. Activez l’option Modulation de température dans la fenêtre d’aperçu.  Allez dans l’onglet d’en-tête et sélectionnez la méthode en cliquant sur « échantillon ».
    5. Allez dans l’onglet Programme de température, sélectionnez Purger 2 MFC et sur MFC de protection, tous deux à 50 mL/min.
    6. Insérer la méthode de mesure suivante: veille à 20 °C, cycle de chauffage à 5 K/min de 20 °C ou au-dessus de la température de fusion des lipides, maintien isotherme à cette température pendant 5 min, cycle de refroidissement à 0 °C à 5 K/min à -20 °C, température de réinitialisation d’urgence finale à une température de 10 °C au-dessus de la température la plus élevée du programme, et température de veille finale à 20 °C.
    7. Accédez à l’onglet d’étalonnage et sélectionnez le fichier de température et de sensibilité approprié. Enregistrer la méthode
  2. Préparation et mesure des échantillons
    1. Peser 3 à 4 mg de chaque échantillon dans des creusets en aluminium. Notez le poids exact chargé dans chaque creuset et scellez le creuset en aluminium avec un couvercle percé.
    2. Placez les creusets dans le plateau de l’échantillonneur automatique et activez le mode échantillonneur automatique dans le logiciel et la méthode associée à la charge pour chaque échantillon.
    3. Remplissez la position de l’échantillon, le nom de l’échantillon et le poids de chaque échantillon, ainsi que la position du creuset de référence dans la fenêtre Vue du plateau d’échantillon et commencez les mesures.
  3. Analyse des données
    1. Ouvrez les données brutes à l’aide du logiciel d’analyse des données et tracez la température en fonction du flux de chaleur, en cliquant sur le bouton « X-time / X-temperature »
    2. Dans la fenêtre contextuelle, cliquez sur « Masquer les segments isothermes ». Sur le côté gauche de l’écran, sélectionnez uniquement les courbes à analyser (par exemple, décochez les données « Supplémentaires »).
    3. Vérifier le comportement thermique des lipides en tant qu’événements endothermiques et exothermiques d’énergie absorbée ou libérée sous forme de chaleur, respectivement, en fonction de la température.
    4. Cliquez sur la courbe, suivie de Evaluation et Aire, pour calculer l’enthalpie de fusion comme l’aire sous la courbe des endothermes.
    5. Sélectionnez les limites d’intégration en déplaçant les lignes verticales autour de 2 à 3 degrés Celsius avant et après le début et la fin du pic.
    6. Sélectionnez une ligne de base linéaire pour l’intégration de pointe. L’aire entre la courbe et la ligne de base est proportionnelle au changement d’enthalpie. Cliquez sur Appliquer pour terminer le calcul. De même, calculer l’enthalpie de cristallisation comme l’aire sous la courbe des exothermes
    7. Déterminez le début de la température de fusion (To) en cliquant sur la courbe à analyser, puis sur Evaluation et Début.
    8. Sélectionnez les limites de quantification en déplaçant les lignes verticales vers la section la plus droite de la courbe. C’est généralement autour de 5-10 ° C avant et après le pic. Ensuite, déterminez la température de fusion en cliquant sur la courbe à analyser, suivie de Evaluation et Peak. La valeur obtenue est le maximum de crête.

2. Diffusion des rayons X à petit et grand angle (SWAXS)

  1. Préparation des instruments
    1. Utiliser un système de diffusion des rayons X, composant une caméra à mise au point fixée à un générateur de rayons X à tube scellé et équipée d’une unité de commande et du logiciel associé.
    2. Utilisez le tonnelier (λ = 1,54 Å) à 50 kV et 1 mA comme source de rayons X et deux détecteurs sensibles positionnés linéairement pour couvrir les régions de diffusion des rayons X à petit et grand angle.
    3. Assurer les exigences de sécurité pour protéger contre l’exposition aux rayons X.
    4. Allumez le système d’eau de refroidissement de l’unité de commande, la pompe à vide, les vannes de gaz et le système de contrôle de l’alimentation et de la sécurité.
    5. Allumez les vannes de contrôle de tension et de purge des détecteurs à un débit de gaz compris entre 10 et 20 mL/min.
    6. Allumez le tube à rayons X et l’option de veille et attendez environ 10 minutes. Désactivez le mode veille et mettez le tube à rayons X à pleine puissance (>50 kV) et attendez au moins 30 minutes.
    7. Démarrez le logiciel de contrôle et cliquez sur RESET TPF. Choisissez le filtre Tugsten et définissez la position. Allez dans Position pour fixer la position du filtre en tungstène
  2. Préparation et mesure des échantillons
    1. Assurez-vous que les échantillons sont disponibles sous forme de poudre fine. Si nécessaire, broyer doucement les échantillons à basse température pour obtenir une poudre fine.
    2. Remplissez les échantillons dans des capillaires en verre spéciaux d’un diamètre extérieur d’environ 2 mm, en évitant tout piégeage d’air dans les capillaires. Scellez le capillaire en verre avec de la cire et placez-le soigneusement dans le support capillaire.
    3. Allumez le moteur pour la rotation de l’échantillon et fermez la soupape de dépression jusqu’à ce que la pression soit inférieure à 5 mbar.
    4. Dans le logiciel, corrigez le paramètre de mesure en sélectionnant une résolution de position de 1024. Fixer le temps d’exposition à 1200 s.
    5. Configurez les limites d’énergie en cliquant sur Outils, puis cliquez sur énergie et résolution, puis cliquez sur redémarrer. Réglez les limites d’énergie à une plage appropriée comprise entre 400 et 900.
    6. Ouvrez l’obturateur de sécurité et commencez les mesures. Assurez-vous que la fenêtre de mesure affiche un maximum de 80 comptages par seconde. Si ce n’est pas indiqué, adaptez la position du filtre.
  3. Analyse des données
    1. Exportez les données sous forme de fichiers p00. Les données comprennent l’intensité de la transmission et de l’absorption par rapport au numéro de canal et à l’angle de diffraction.
    2. Transférez les données pour évaluation vers un logiciel statistique et corrigez les données en normalisant les intensités à l’aide de la masse de diffusion mesurée avec le filtre au tungstène.
    3. Créez un graphique d’intensité normalisée par rapport à deux fois l’angle de diffraction [(2Θ) 2xtheta].
    4. Utilisez la fonction de « lecteur d’écran » pour trouver des pics de diffraction dans les régions SAXS et CIRES.
    5. Appliquez l’équation de Bragg pour calculer les pics de diffraction avec l’intensité maximale en espacement D court et long pour les régions WAXS et SAXS, respectivement.
    6. Calculez les rapports de la position du pic de la région SAXS pour connaître la symétrie cristalline des lipides (par exemple, lamellaire, hexagonal, cubique).
    7. Utilisez le pic de diffraction principal de la région SAXS pour quantifier l’épaisseur de cristallite (D). Ajustez le pic dans une fonction gaussienne via les moindres carrés classiques et obtenez le FWHM en cliquant sur Analyse, Pics et lignes de base, Analyseur de pics, Ouvrir la boîte de dialogue.
    8. Dans la fenêtre contextuelle, sélectionnez l’option « Fit Peaks Pro ». Sélectionnez une ligne de base constante avec y = 0, sélectionnez le pic de diffraction principal de la région SAXS et cliquez sur « Ajuster le contrôle » pour sélectionner les paramètres d’ajustement du pic.
    9. Choisissez la fonction GaussAmp. Définissez les paramètres y_0, xc_1 et A_1 comme fixes et obtenez le FWHM de l’ajustement. Utilisez l’équation de Scherrer pour calculer l’épaisseur de la cristallite.

3. Tests de dissolution

  1. Libération d’API par les systèmes multiparticules revêtus
    1. Utiliser l’appareil USP 2 (pagaie) pour les études de dissolution.
    2. Remplir les récipients d’essai de dissolution avec un tampon phosphate pH 6,8 et chauffer à 37 °C.
    3. Peser trois exemplaires d’échantillons de particules enrobées équivalant à une dose unique d’IPA et placer les échantillons dans des récipients d’essai de dissolution.
    4. Démarrez la palette à une vitesse de 100 tr/min.
    5. Régler l’échantillonneur automatique pour prélever des échantillons de 1 mL aux points d’échantillonnage suivants : 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h et 24 h.
    6. Analyser les échantillons par une méthode CLHP appropriée 5,7,17.
    7. Analysez les données en traçant la version cumulative de l’API en fonction du temps.
    8. Réaliser les expériences pour les échantillons stockés sous une température à long terme (25 °C, 60% d’humidité relative) et accélérée (40 °C et 70% d’humidité relative).
  2. Libération d’API à partir de nanoparticules lipidiques solides (SLN)
    1. Préparer le liquide pulmonaire simulé (SLF) en mélangeant 0,02% (p / p) de dipalmitoylphosphatidylcholine dans la solution saline tampon phosphate de Dulbecco (D-PBS), avec la composition suivante: KCl (2,683 mM), KH 2 PO 4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM),Na 2HPO4· 2H2 O (8.058 mM), CaCl2· 2H2 O (0,884 mM) et MgCl2· 6H2O (0,492 mM). Préchauffez-le à 37 °C.
    2. Utiliser des cassettes de dialyse avec un sac à membrane de cellulose d’un seuil contrôlé de 7 000 Da en triple exemplaire pour chaque échantillon.
    3. Attribuez une cassette de dialyse pour chaque temps d’échantillonnage : 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h et 24 h. Hydratez les cassettes de dialyse pendant 2 min en les immergeant dans le SLF. Ensuite, séchez soigneusement leur surface avec des serviettes en papier douces.
    4. Injecter 3 mL de l’échantillon (lipide-nanosuspension), équivalent à 600 μg de dexaméthasone, dans chaque cassette.
    5. Immerger chaque cassette dans 200 ml de SLF à 37 °C (conditions d’évier) et agiter le système à 125 tr/min.
    6. Prélever des échantillons de 200 mg à l’intérieur de la cassette à l’aide d’une seringue à chaque moment d’échantillonnage déterminé.
    7. Déterminer le contenu de l’API à l’aide de la méthode HPLC-MSdéveloppée 18.
    8. Calculer brièvement l’IPA libérée par SLN par bilan massique, selon18, comme la différence entre la quantité totale d’IPA dans SLN et la quantité restante d’IPA après échantillonnage.
    9. Répétez le processus pour les échantillons stockés.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Corrélation entre la transition polymorphe des lipides et la libération d’API dans les cristaux d’API enrobés de lipides:
Les cristaux d’API enrobés de monostéarate de glycérol sont mesurés par DSC et rayons X directement après le revêtement et après 3 mois de stockage dans des conditions accélérées (40 °C, 75 % d’humidité relative)7. Le monostéarate de glycéryle est un système multiphasique contenant 40% à 55% de monoglycérides, 30% à 45% de diglycérides et 5% à 15% de glycérides, principalement de la trisarine19. Les formes polymorphes des sous-α, α, β-premiers et β sont rapportées pour la monostéarine20. La tristearine et la 1 ,2-détéarine présentent des formes polymorphes α, β-prime et β14.

Les données DSC des échantillons T0 et des échantillons stockés dans des conditions accélérées sont présentées à la figure 3A. Le cycle de chauffage sur l’échantillon T0 a montré un large événement endothermique jusqu’à 10 °C, qui peut être corrélé à la transition réversible sous-α / α décrite pour la 1-monostéarine et la 1-monopalmitine21. Deux événements endothermiques à To = 54,0 °C et 46,7 sont corrélés à la forme β et à une phase coexistante de point de fusion inférieur. Une phase coexistante peut être vue dans les données radiographiques comme le court espacement D de 4,16 Å correspondant à la forme α polymorphe, organisée en une phase lamellaire de 57,3 Å et correspondant à différents composants du mélange. L’arrangement lamellaire de l’enrobage lipidique de l’échantillon T0 est donné en raison du pic harmonique disponible à 18,7 Å correspondant à la réflexion du troisième ordre dans le diffractogramme SAXS7 (Figure 3B).

Les données DSC des échantillons après 3 mois de stockage dans des conditions accélérées montrent une endotherme à To = 55,7 °C, avec deux événements qui se chevauchent à Tm = 60,2 °C pour la forme α restante et à Tm = 63,8 °C comme événement principal pour la fusion de la forme β. La transition polymorphe est confirmée par les données radiographiques en détectant de courts espacements d de 4,66 Å, 4,58 Å, 4,37 Å, 3,92 Å et 3,83 Å, typiques de la forme β, combinés à la réduction de l’épaisseur des lamelles de 57,3 Å à 50,4 Å, en raison de l’inclinaison moléculaire7.

La comparaison du profil de rejet de l’IPA provenant du revêtement à T0 et après 3 mois de stockage dans des conditions accélérées (figure 3C) montre une altération significative des profils de rejet, qui peut s’expliquer par la transformation polymorphe évidente de la forme α en forme β avec un arrangement de sous-cellules plus dense, résultant en une surface hydrofuge 7,21.

Corrélation entre la croissance cristalline du revêtement lipidique, la séparation potentielle de la phase et l’altération de la libération dans les cristaux d’API enrobés de lipides : Les cristaux d’API sont recouverts d’un mélange de tripalmitine et de polysorbate 65 dans un rapport de 90:10 % p/p. La tripalmitine est un triglycéride d’une pureté de 99%5. Les triglycérides montrent généralement les formes polymorphes α, β-prime et β, ordonnées par la densité accrue du bloc cristallin et une stabilité accrue.

Le polysorbate 65 est un émulsifiant avec une valeur d’équilibre hydrophile-lipophile (HLB) de 10,5 et une température de fusion de 32 °C. Les triglycérides sont généralement cristallisés dans leur α-polymorphe à partir de la masse fondue. Certains additifs induisent la transformation de α en β de TAG, parmi lesquels le polysorbate 65. De plus, le polysorbate 65 agit comme une impureté dans le système, provoquant une cristallisation hétérogène de la tripalmitine à des forces motrices plus faibles et déclenchant la croissance des cristaux.

Les données DSC et radiographiques des échantillons T0 et des échantillons stockés dans des conditions accélérées sont présentées à la figure 4A, B. Le cycle de chauffage des mesures DSC sur l’échantillon T0 montre un événement endothermique aigu avec un pic à 64,8 °C, correspondant à la β-forme polymophique de la tripalmitine5. Ceci est également détectable dans la région WAXS, montrant le court espacement à 4,6 Å, caractéristique de la sous-cellule de la forme β (Figure 4A,B). Les données montrent clairement la forme β polymorphe induite de la tripalmitine en présence de polysorbate 65 dans des échantillons T0 et, bien sûr, dans des échantillons stockés. L’épaisseur lamellaire correspondante est calculée à l’aide de l’équation de Bragg comme d = 2π/q001 = 42 Å5.

L’épaisseur cristalline (D) des échantillons T0 et des échantillons stockés peut être mesurée à l’aide de l’équation de Scherrer décrite ci-dessus. Les calculs montrent une épaisseur cristalline de 24 nm dans les échantillons T0 et une épaisseur accrue de 37 nm dans les échantillons stockés, correspondant respectivement à 5,7 et 8,8 lamelles.

La comparaison du profil de rejet de l’IPA provenant du revêtement à T0 et après 3 mois de stockage dans des conditions accélérées montre à nouveau une modification significative des profils de rejet après le stockage (figure 4C).

En raison du fait que le mélange de tripalmitine et de polysorbate 65 est un système biphasique, la croissance cristalline de la tripalmitine est déclenchée par l’existence d’une phase polysorbate, en particulier dans les conditions accélérées (40 ° C, 75% d’humidité relative) où le polysorbate 65 est sous sa forme fondue liquide. La transition de phase et la croissance de la phase polysorbate à l’état accéléré sont très probablement dues au mouvement de la matière liquide dû aux forces de capillarité et de gravité 5,22. La conséquence est l’altération de la libération de l’API du revêtement5.

Corrélation entre la stabilité de l’état solide des lipides et la performance stable des produits pharmaceutiques à base de lipides : Deux produits pharmaceutiques à base de lipides différents sont évalués : (a) une forme posologique solide composée de cristaux d’API recouverts d’excipients lipidiques17 et (b) une forme posologique liquide composée de nanoparticules de lipides solides en suspension chargées d’un API18 . Les LBE employés pour les deux produits sont des esters polyglycériques d’acides gras (PGFA), un groupe de molécules lipidiques constituées d’hydroxyéthers oligomères de glycérol totalement ou partiellement estérifiés avec des acides gras. Les PGFA sont caractérisés par une cristallisation monophasique en forme α, l’absence de transitions polymorphes et la stabilité globale de leur molécule, nanostructure et microstructure23.

Dans le premier produit, les cristaux d’API ont été recouverts de PG3-C16/C18p, une PGFA composée de 3 unités glycérol partiellement estérifiées avec de l’acide palmitique et stéarique. Les données DSC et radiographiques des échantillons T0 et des échantillons stockés à 3 mois dans des conditions accélérées sont présentées à la figure 5. L’analyse DSC (figure 5A) montre un seul pic de fusion au cours du premier cycle de chauffage correspondant à l’existence d’une seule forme polymorphe de PG3-C16/C18p avec To = 54,2 °C. Le cycle de refroidissement révèle la cristallisation monophasique du lipide par l’existence d’un seul pic avec Tc = 45,4°C. Les échantillons stockés révèlent également des thermogrammes inchangés, qui ne représentent aucun polymorphisme et aucune séparation de phase. L’état solide stable de PG3-C16/C18p est confirmé par les modèles SWAXS (Figure 5B). La région WAXS montre un pic correspondant à un espacement court de d = 4,15 Å dans T0 et les échantillons stockés17. Un tel espacement D court est associé à la forme α des TAG 1,13. Le signal WAXS inchangé après stockage confirme l’absence de polymorphisme de PG3-C16/C18p. La région SAXS révèle un pic principal à un long espacement d de d = 63,7 Å, correspondant à une structure lamellaire de configuration 2L. La taille cristallite (D) des échantillons T0 obtenus par analyse de Scherrer représente 23 nm, correspondant à quatre lamelles empilées. Aucune altération de l’épaisseur des lamelles (63,5 Å) ou de la croissance des cristaux (quatre lamelles) n’est montrée après le stockage. Une comparaison du profil de libération des échantillons de T0 et après stockage (figure 5C) montre la stabilité exceptionnelle du produit développé. L’état solide stable de la matrice lipidique fournie par PG3-C16/C18p se traduit par la performance stable du profil de libération du produit17.

Pour le deuxième produit, des nanoparticules lipidiques solides (SLN) chargées d’API sous forme de nanosuspension aqueuse ont été préparées en utilisant PG2-C18f comme matrice lipidique et Poloxamer 188 comme émulsifiant18. PG2-C18f est une molécule de PGFA composée de 2 unités glycérol entièrement estérifiées avec de l’acide stéarique. Le poloxamère 188 est un polymère bloc non ionique avec un HLB élevé de 29. La structure chimique est composée de pièces en polyoxypropylène et en polyoxyéthylène. L’API est encapsulé dans la matrice lipidique. Dans ce produit, l’état solide du lipide peut être affecté non seulement par les conditions de traitement, mais aussi par les interactions eau-nanoparticules et les interactions émulsifiant-lipide. Les données DSC et rayons X des nanosuspensions à T0 et après 3 mois de stockage dans des conditions accélérées sont présentées à la figure 6. L’analyse DSC montre un événement endothermique à To = 55,3 °C suivi d’une large endotherme étendue jusqu’à 100 °C. Le premier événement attribué à la fusion du SLN de PG2-C18f et de l’endotherme large est dû à l’évaporation de l’eau. Comme le poloxamère 188 est dissous dans la phase aqueuse, aucun endotherme n’est représenté dans le premier cycle. Le comportement thermique stable est décrit dans l’analyse DSC des échantillons stockés, qui ne montrent aucune altération. Bien que le polymorphisme lipidique soit généralement accéléré dans les systèmes nanométriques, l’analyse SWAXS confirme le comportement stable de la matrice lipidique. Le court espacement D mesuré de 4,15 Å pour le PG2-C18f après sa cristallisation dans le SLN fraîchement fabriqué et après 6 mois de stockage des échantillons dans des conditions accélérées (6m/AC) indique la présence de la forme α stable. L’épaisseur de lamelles de PG2-C18f dans SLN à T0 (56,5 Å) et après stockage (56,3 Å) ne présente aucune altération. La structure lamellaire du lipide est mise en évidence par un signal harmonique à 18,7 Å. La taille de cristallite (D) de PG2-C18f par l’analyse de Scherrer est de 10,8 nm (deux lamelles), ne montrant aucune croissance cristalline après stockage des nanosuspensions (11,7 nm, deux lamelles)18. L’utilisation de la SLN dans l’industrie pharmaceutique a été entravée en raison de problèmes de stabilité bien signalés après le stockage, tels que l’agglomération et la gélification des particules, la perte d’encapsulation (expulsion de l’API) et le profil de libération instable. Au lieu de cela, l’application d’une matrice lipidique stable, PG2-C18f, comme illustré ici, entraîne la performance du produit présentée à la figure 7. Aucune agglomération de particules, profil de libération stable et efficacité d’encapsulation stable n’est représentée. L’instabilité générale de la SLN a été attribuée au polymorphisme lipidique et à d’autres transitions à l’état solide24. Les lipides polymorphes subissent des transitions pendant le stockage de formes cristallines moins denses (α-forme) à plus denses (β-prime et β). Cette transition polymorphe peut affecter la surface des nanoparticules fabriquées, en particulier si la surface n’est pas suffisamment stabilisée par l’émulsifiant. Les conséquences peuvent être des instabilites telles que l’agglomération ou la gélification. En outre, l’altération de la densité cristalline de α à β entraîne la perte d’espace suffisant pour l’API dans la matrice lipidique, ce qui entraîne l’expulsion de l’API, des altérations de l’efficacité de l’encapsulation et du profil de libération. Compte tenu de la petite taille de la SLN (dans cette étude x50 = 234,3 nm), les effets de la croissance des cristaux sur les performances du produit deviennent également critiques. L’utilisation d’une matrice lipidique à l’état solide stable a permis d’obtenir des performances de produit stables18.

Figure 1
Figure 1 : Configurations de la fourche et de la chaise d’une molécule TAG, de la sous-cellule, de la lamelle et de la plaquette cristalline. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2
Figure 2 : Espacement court (à gauche) et espacement long (à droite) de la tripalmitine dans les régions grand angle et petit angle des diffractogrammes de rayons X, respectivement. (A) La forme alpha, et (B) la forme bêta. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3 : Cristaux d’API recouverts de monostéarate de glycérol : analyse à l’état solide des lipides comme matériau de revêtement et profil de libération des API d’échantillons fraîchement préparés (T0) et après un stockage de 3 mois dans des conditions accélérées (AC). (A) DSC, (B) SWAXS et (C) profil de libération. Ce chiffre a été modifié par rapport à7. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4
Figure 4 : Cristaux d’API recouverts de tripalmitine et de polysorbate 65 (90:10 % p/p) : Analyse à l’état solide du matériau de revêtement et libération d’API d’échantillons fraîchement préparés (T0) et après un stockage de 3 mois dans des conditions accélérées (AC). (A) DSC, (B) SWAXS, (C) Profil de libération de l’API. Ce chiffre a été modifié par rapport à5. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5
Figure 5 : Cristaux API recouverts de PG3-C16/C18p : Analyse à l’état solide du PG3-C16/C18p comme matériau de revêtement et profil de libération des API d’échantillons fraîchement préparés (T0) et après un stockage de 3 mois dans des conditions accélérées (AC). (A) DSC, (B) SWAXS, (C) Profil de libération de l’API. Ce chiffre a été modifié par rapport à17. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6
Figure 6 : Analyse à l’état solide d’échantillons SLN fraîchement préparés (T0), après stockage de 3 mois dans des conditions accélérées (AC), et excipient lipidique brut. (A) DSC et (B) SWAXS. Ce chiffre a été modifié par rapport à18. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7
Figure 7 : Performance du produit des SLN fraîchement préparés (T0) et après un stockage de 3 et 6 mois dans des conditions accélérées (3m/AC, 6m/AC). (A) Distribution granulométrique, (B) profil de libération, (C) efficacité de l’encapsulation. Ce chiffre a été modifié par rapport à18. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

La diffraction des rayons X en poudre et la DSC ont été décrites dans ce manuscrit comme des étalons-or pour l’analyse à l’état solide des LBE. La diffraction des rayons X en poudre présente l’avantage exceptionnel de traiter les mesures in situ, avec une manipulation minimale des échantillons à l’état solide pendant les mesures. De plus, les mêmes capillaires remplis peuvent être stockés dans différentes conditions après les mesures initiales pour étudier l’altération de l’état solide pendant le stockage. Dans ce travail, nous nous sommes concentrés sur les régions grand angle et petit angle de la radiographie, ce qui nous permet de fournir des données structurelles de dimensions allant jusqu’à environ 100 nm.

Ultra SAXS (USAXS) peut être utilisé pour suivre l’agrégation et la croissance cristalline des nanoplaquettes cristallites (CNP) dans des dimensions plus grandes. La méthode a été appliquée avec succès dans des systèmes particuliers pour analyser des tailles de CNP dans la région d’environ 100 à 1 000 nm 15,26,27. La caractérisation des cristaux lipidiques dans les systèmes liquides nécessite une résolution plus élevée. Le rayonnement synchrotron et la fourniture d’un flux de rayons X d’intensité plus élevée sont normalement utilisés pour une telle caractérisation28. La diffraction synchrotron des rayons X et la diffusion neutronique aux petits angles (SANS) sont des outils puissants pour la caractérisation des cristaux liquides et des systèmes auto-émulsifiants multicouches tels que les liposomes, qui ne sont pas dans le champ d’application de cet article25,28,29. Les systèmes liquides peuvent également être caractérisés à l’aide de la configuration à rayons X décrite dans le protocole en ajustant le temps de rayonnement pour une période plus longue.

Les points suivants doivent être notés pour la mise en œuvre de la radiographie pour le criblage de l’état solide des lipides et de leurs compositions: (i) En général, le temps de rayonnement doit être choisi individuellement, en fonction de la nature des échantillons et des paramètres de l’équipement. ii) L’intensité des signaux est directement proportionnelle à la concentration du matériau dans un mélange. Par conséquent, il est important de cribler, dans un premier temps, le mélange physique d’une composition multiphasique. Cela évitera une mauvaise interprétation des données dans les dispersions solides amorphes (ASD), si la recristallisation de l’IPA amorphe dans sa composition traitée avec un LBE est étudiée. Pour détecter de petites fractions de cristaux dans de telles compositions, il est important de zoomer sur les régions dans lesquelles les signaux sont attendus. (iii) Le broyage des échantillons pour fournir une poudre fine pour le remplissage des capillaires doit être effectué à basse température pour éviter la chaleur extérieure et le stress. Cela peut provoquer une altération de l’état solide du lipide dans l’échantillon. Le remplissage dense des capillaires est important pour éviter le piégeage de l’air entre les particules et pour assurer la diffusion impeccable des rayons X par les particules.

DSC est un outil puissant pour cribler le comportement thermique des lipides, estimer la miscibilité des additifs et / ou des API dans la matrice lipidique et fournir des diagrammes de phase. L’événement thermodynamique, y compris les onsets et pics de fusion et de cristallisation, ainsi que l’enthalpie de chaque événement, fournit des informations utiles sur les formes polymorphes disponibles, les transitions polymorphes possibles et les différentes transitions de phase. Cependant, contrairement à la diffraction des rayons X, la chaleur appliquée dans les mesures DSC peut manipuler le comportement à l’état solide des lipides et provoquer une transition polymorphe et de phase pendant les mesures. Par conséquent, il est fortement recommandé d’éviter l’utilisation exclusive de cette technique pour l’analyse lipidique à l’état solide. Cette méthode doit être utilisée comme technique complémentaire à la diffraction des rayons X. La DSC couplée et la diffraction des rayons X ont été largement utilisées dans l’industrie alimentaire pour l’analyse lipidique à l’état solide 30,31,32,33,34. Son application dans l’industrie pharmaceutique est plutôt limitée à la détection de changements polymorphes dans les IPA35,36,37. L’autre inconvénient de la seule utilisation de DSC est la caractérisation des systèmes lipidiques multiphasiques, car l’intensité des événements thermiques dépend de la concentration. De plus, des événements thermiques qui se chevauchent peuvent se produire. Le DSC modulé en température peut être utilisé pour la caractérisation de systèmes multiphasiques, ce qui permet la séparation d’événements cinétiques et de transitions superposées38,39.

Les points suivants doivent être notés pour la mise en oeuvre des essais DSC décrits dans le protocole: (i) Sur la base des expériences, un deuxième cycle de chauffage peut être appliqué si nécessaire. (ii) En raison du comportement constant de la capacité thermique spécifique (Cp) des lipides pendant l’analyse, la sélection d’une ligne de base linéaire est appropriée. iii) Pour obtenir le début de la fusion (To), il convient de définir les limites de calcul. Les limites minimale et maximale devraient inclure le point extrême de la courbe dérivée et l’intervalle le plus linéaire de la ligne de base. Le point d’intersection entre la tangente flexionnelle et la ligne de base est déterminé comme To.

Dans le cas de thermogrammes avec des pics bien séparés, il est recommandé de considérer l’enthalpie de chaque événement en calculant l’aire sous la courbe. Les données sont utiles pour expliquer le degré de transition polymorphe ou de phase dans le système, en combinaison avec les données de diffraction des rayons X.

Ce manuscrit traite des étalons-or pour l’analyse des LBE et de leurs produits pharmaceutiques. D’autres méthodes analytiques peuvent être utilisées comme méthodes complémentaires. Des exemples sont des méthodes microscopiques qualitatives telles que la microscopie à lumière polarisée et la microscopie électronique à balayage, pour étudier l’effet de la contrainte de procédé sur le taux de cristallisation et, par conséquent, la forme et la morphologie des cristaux. L’approche du développement de produits pharmaceutiques à base de lipides devrait être basée sur la caractérisation des LBE physico-chimiques, afin de définir leurs attributs critiques pertinents pour certains procédés de fabrication et de prédire leur transformabilité. Les interactions excipient-IPA doivent également être soigneusement examinées pour chaque API40 individuel. D’autres méthodes d’analyse doivent être ajoutées en fonction du procédé de fabrication choisi. La relation structure-fonction-traitabilité doit être comprise avec soin pour concevoir des produits pharmaceutiques à base de lipides robustes et stables.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Les auteurs divulguent tout conflit d’intérêts.

Acknowledgments

Le Centre de Recherche en Génie Pharmaceutique (RCPE) est financé dans le cadre de COMET - Centres de Compétence pour les Technologies d’Excellence par BMK, BMDW, Land Steiermark et SFG. Le programme COMET est géré par la FFG.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
CaCl2·2H2O Sigma-Aldrich 223506
Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K Fisher Scientific Inco, USA
Control software of x-ray system HECUS dedicated house equipment
Control unit of x-ray system HECUS dedicated house equipment
Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids Netzsch, Germany
Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany). Netzsch, Germany
Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC) Sigma-Aldrich 850355P
Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH Erweka GmbH, Langen, Germany
Dynasan 116 IOI OLEO Tripalmitin
Geleol Gattefosse Glyceryl monosterarate 
KCl  Sigma-Aldrich 529552
KH2PO4 Sigma-Aldrich P0662
Kolliphor P 188 BASF Chem Trade Poloxamer 188 
MgCl2·6H2O Sigma-Aldrich M2670
Na2HPO4·2H2O Sigma-Aldrich S9763
NaCl Sigma-Aldrich S9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1 Netzsch, Germany 6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software OriginLab, Northampton, MA
Proteous Analysis Software Netzsch, Germany
Tween 65 Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683 IOI OLEO Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified)
Witepsol PMF 282 IOI OLEO Diglycerol ester of stearic acid 
X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors HECUS dedicated house equipment

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sato, K. Crystallization behaviour of fats and lipids a review. Chemical Engineering Science. 56 (7), 2255-2265 (2001).
  2. Becker, K., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. Solvent-free melting techniques for the preparation of lipid-based solid oral formulations. Pharmaceutical Research. 32 (5), 1519-1545 (2015).
  3. Rosiaux, Y., Jannin, V., Hughes, S., Marchaud, D. Solid lipid excipients - Matrix agents for sustained drug delivery. Journal of Controlled Release. 188, 18-30 (2014).
  4. Siepmann, J., et al. Lipids and polymers in pharmaceutical technology: lifelong companions. International Journal of Pharmaceutics. 558, 128-142 (2019).
  5. Lopes, D., et al. Microphase separation in solid lipid dosage forms as the cause of drug release instability. International Journal of Pharmaceutics. 517 (1-2), 403-412 (2017).
  6. Reitz, C., Kleinebudde, P. Solid lipid extrusion of sustained release dosage forms. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 67 (2), 440-448 (2007).
  7. Salar-Behzadi, S., Corzo, C., Schaden, L., Laggner, P., Zimmer, A. Correlation between the solid state of lipid coating and release profile of API from hot melt coated microcapsules. International Journal of Pharmaceutics. 565, 569-578 (2019).
  8. Windbergs, M., Gueres, S., Strachan, C. J., Kleinebudde, P. Two-step solid lipid extrusion as a process to modify dissolution behavior. AAPS PharmSciTech. 11 (1), 2-8 (2010).
  9. Schertel, S., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. Impact of surface properties of core material on the stability of hot melt-coated multiparticulate systems. Pharmaceutics. 13 (3), 366 (2021).
  10. Tang, D., Marangoni, A. G. Microstructure and fractal analysis of fat crystal networks. Journal of the American Oil Chemists' Society. 83, 377-388 (2006).
  11. Corzo, C., et al. Lipid-microparticles for pulmonary delivery of active pharmaceutical ingredients: Impact of lipid crystallization on spray-drying processability. International Journal of Pharmaceutics. 610, 121259 (2021).
  12. Acevedo, N. C. Characterization of the nanostructure of triacylglycerol crystal networks. Structure-Function Analysis of Edible Fats. Marangoni, A. G. , AOCS Press. Urbana, USA. (2012).
  13. Marangoni, A. G. Structure-function analysis of edible fats. Structure-Function Analysis of Edible Fats. , (2018).
  14. Sato, K. Crystallization of lipids. Fundamentals and Applications in Food, Cosmetics, and Pharmaceuticals. Sato, K. , Wiley. Blackwell, NJ, USA. (2018).
  15. Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. Toward nanoscale engineering of triacylglycerol crystal networks. Crystal Growth and Design. 10 (8), 3334-3339 (2010).
  16. Lopes, D. G., et al. Role of lipid blooming and crystallite size in the performance of highly soluble drug-loaded microcapsules. Journal of Pharmaceutical Sciences. 104 (12), 4257-4265 (2015).
  17. Salar-Behzadi, S., et al. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 2: Application of polyglycerol esters of fatty acids as hot melt coating excipients. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 107-117 (2020).
  18. Corzo, C., Meindl, C., Lochmann, D., Reyer, S., Salar-Behzadi, S. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 3: Application of polyglycerol esters of fatty acids for the next generation of solid lipid nanoparticles. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 152, 44-55 (2020).
  19. Tylor, A. K. Glyceryl monostearate. Handbook of Pharmaceutical Excipients. Rowe, R. C., Sheskey, P. J., Quinn, M. E. , Pharmaceutical Press and American Pharmacists Association. UK, USA. 290-293 (2009).
  20. Lutton, R. S., Jackson, F. L. The polymorphism of 1- monostearin and 1-monopalmitin. Journal of the American Chemical Society. 70 (7), 2445-2449 (1948).
  21. Fang, W., Mayama, H., Tsujii, K. Spontaneous formation of fractal structures on triglyceride surfaces with reference to their super water-repellent properties. The Journal of Physical Chemistry. B. 111 (3), 564-571 (2007).
  22. Maleky, F., Marangoni, A. Nanoscale effects on oil migration through triacylglycerol polycrystalline colloidal networks. Soft Matter. 7, 6012-6024 (2011).
  23. Corzo, C., et al. Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 1: Screening of solid-state and physical properties of polyglycerol esters of fatty acids as advanced pharmaceutical excipients. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 134-147 (2020).
  24. Gordillo-Galeano, A., Mora-Huertas, C. E. Solid lipid nanoparticles and nanostructured lipid carriers: A review emphasizing on particle structure and drug release. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 133, 285-308 (2018).
  25. Fan, Y., Marioli, M., Zhang, K. Analytical characterization of liposomes and other lipid nanoparticles for drug delivery. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 192, 113642 (2021).
  26. Peyronel, F., Pink, D. A., Marangoni, A. G. Triglyceride nanocrystal aggregation into polycrystalline colloidal networks: Ultra-small angle X-ray scattering, models and computer simulation. Current Opinion in Colloid & Interface Science. 19 (5), 459-470 (2014).
  27. Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. Functionalization of non-interesterified mixtures of fully hydrogenated fats using shear processing. Food and Bioprocess Technology. 7 (2), 575-587 (2014).
  28. Dong, Y. D., Boyd, B. J. Applications of X-ray scattering in pharmaceutical science. International Journal of Pharmaceutics. 417 (1-2), 101-111 (2011).
  29. Di Cola, E., Grillo, I., Ristori, S. Small angle X-ray and neutron scattering: Powerful tools for studying the structure of drug-loaded liposomes. Pharmaceutics. 8 (2), 10 (2016).
  30. Lopez, C., Lesieur, P., Bourgaux, C., Ollivin, M. Thermal and structural behavior of anhydrous milk fat. 3. Influence of cooling rate. Journal of Dairy Science. 88 (2), 511-526 (2005).
  31. Kalnin, D., Garnaud, G., Amenitsch, H. Ollivon. Monitoring fat crystallization in aerated food emulsions by combined DSC and time-resolved synchrotron X-ray diffraction. Food Research International. 35 (10), 927-934 (2002).
  32. Bugeat, S., et al. Unsaturated fatty acid enriched vs. control milk triacylglycerols: Solid and liquid TAG phases examined by Synchrotron radian X-ray diffraction coupled with DSC. Food Research International. 67, 91-101 (2015).
  33. Brubach, J. B., et al. Structural and thermal characterization of glyceryl behenate by X-ray diffraction coupled to differential calorimetry and infrared spectroscopy. International Journal of Pharmaceutics. 336 (2), 248-256 (2007).
  34. Chong, C. L., et al. Thermal and structural behaviour of crude palm oil: Crystallisation at very low cooling rate. European Journal of Lipid Science and Technology. 109 (4), 410-421 (2007).
  35. Askin, S., et al. A simultaneous differential scanning calorimetry-X-ray diffraction study of olanzapine crystallization from amorphous solid dispersions. Molecular Pharmaceutics. 17 (11), 4364-4374 (2020).
  36. Clout, A., et al. Simultaneous differential scanning calorimetry - synchrotron X-ray powder diffraction: A powerful technique for physical form characterization in pharmaceutical materials. Analytical Chemistry. 88 (20), 10111-10117 (2016).
  37. Jendrzejewska, I., Goryczka, T., Pietrasik, E., Klimontko, J., Jampilek, J. X-ray and thermal analysis of selected drugs containing acetaminophen. Molecules. 25 (24), 5909 (2020).
  38. Righetti, M. C. Crystallization of Polymers Investigated by Temperature-Modulated DSC. Materials. 10 (4), 442 (2017).
  39. Sauer, B. B., Kampert, W. G., Neal Blanchard, E., Threefoot, S. A., Hsiao, B. S. Temperature modulated DSC studies of melting and crystallization in polymers exhibiting multiple endotherms. Polymer. 41 (3), 1099-1108 (2000).
  40. Ali, F., Kumar, R., Lal Sahu, P., Singh, G. N. Physicochemical characterization and compatibility study of roflumilast with various pharmaceutical excipients. Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 130, 1627-1641 (2017).

Tags

Chimie numéro 186
Un ensemble d’outils analytiques établis pour étudier l’altération à l’état solide des excipients à base de lipides
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Salar-Behzadi, S., Corzo, C.,… More

Salar-Behzadi, S., Corzo, C., Laggner, P. A Package of Established Analytical Tools to Investigate the Solid-State Alteration of Lipid-Based Excipients. J. Vis. Exp. (186), e63993, doi:10.3791/63993 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter