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方法文章

利用急性淋巴细胞白血病患者来源的异种移植小鼠模型评估嵌合抗原受体T细胞相关毒性

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DOI：

10.3791/64535

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2023年2月10日

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester, 2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester, 3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester, 4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester, 5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester, 6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

本文内容

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摘要

本文描述了一种利用急性淋巴细胞白血病患者来源的异种移植模型，作为评估和监测靶向CD19的嵌合抗原受体T细胞相关毒性的策略。

摘要

嵌合抗原受体T（CART）细胞疗法已成为治疗多种CD19+恶性肿瘤的有力工具，这也促使美国食品药品监督管理局（FDA）近期批准了多个靶向CD19的CART（CART19）细胞治疗产品。然而，CART细胞疗法伴随一系列独特的毒性反应，可能导致显著的发病率和死亡率，其中包括细胞因子释放综合征（CRS）和神经炎症（NI）。在CART技术的研发过程中，临床前小鼠模型的应用至关重要，可用于评估CART细胞的疗效与毒性。目前可用于测试这种过继性细胞免疫疗法的临床前模型包括同源性模型、异种移植模型、转基因模型以及人源化小鼠模型。尚无单一模型能够完全模拟人类免疫系统，每种模型均有其优势与局限性。本方法学论文旨在介绍一种利用急性淋巴细胞白血病患者来源的白血病母细胞建立的患者来源异种移植模型，用于评估CART19相关的毒性反应，包括CRS和NI。该模型已被证实能够重现临床上观察到的CART19相关毒性反应以及治疗效果。

引言

嵌合抗原受体T（CART）细胞疗法彻底改变了癌症免疫治疗领域，在治疗复发/难治性急性淋巴细胞白血病（ALL）、大B细胞淋巴瘤、套细胞淋巴瘤、滤泡性淋巴瘤和多发性骨髓瘤方面已显示出显著疗效1,2,3,4,5,6,7，从而推动了近期美国食品药品监督管理局（FDA）的批准。尽管临床试验初期取得成功，但CAR-T细胞治疗仍可引发毒性反应，这些反应通常较为严重，偶有致死情况。CAR-T细胞治疗后最常见的毒性反应包括细胞因子释放综合征（CRS）和神经系统毒性（NI），后者也被称为免疫效应细胞相关神经毒性综合征（ICANS）。8,9CRS 是由于 CAR-T 细胞的过度活化和大量扩增所致 体内，进而导致多种炎症性细胞因子的分泌，包括干扰素-γ、肿瘤坏死因子-α、粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）和白细胞介素-6（IL-6）。这可引起低血压、高热、毛细血管渗漏综合征、呼吸衰竭、多器官功能衰竭，严重时可导致死亡。10,11在CAR-T19细胞治疗后，50-100%的病例会发展为CRS11,12,13ICANS 是与 CART 细胞治疗相关的另一种独特不良事件，其特征为全身性脑水肿、意识模糊、嗜睡、失语、运动无力，偶尔还可出现癫痫发作。9,14. 任何级别的ICANS在高达70%的患者中发生，3-4级ICANS在20-30%的患者中出现5,10,15,16总体而言，CRS 和 ICANS 较为常见，且可能致命。

CAR-T细胞治疗后对ICANS的管理具有挑战性。大多数ICANS患者同时会出现CRS17，通常可使用IL-6受体拮抗剂托珠单抗或类固醇进行治疗18。既往有研究报告指出，早期使用托珠单抗干预可降低重度CRS的发生率，但对ICANS的发生率或严重程度并无影响19。目前尚无针对ICANS的有效治疗或预防药物，因此研究预防策略至关重要20。

髓系细胞及其相关的细胞因子/趋化因子被认为是 CRS 和 ICANS 发生发展的主要驱动因素21。尽管 CRS 与细胞因子的极度升高及 T 细胞扩增直接相关，ICANS 的病理生理机制在很大程度上仍不清楚22,23。因此，建立一种在 CAR-T 细胞治疗后能够重现这些毒性的小鼠模型，对于研究其发生机制并开发预防策略至关重要。

目前有多种临床前动物模型可用于研究、优化和验证CAR-T细胞的疗效，以及监测其相关毒性。这些模型包括同源性模型、异种移植模型、免疫活性转基因模型、人源化转基因模型和患者来源的异种移植小鼠模型，此外还有灵长类动物模型。然而，每种模型均存在局限性，部分模型无法真实反映CAR-T细胞的实际疗效或安全性问题24,25。因此，必须根据研究的预期目标谨慎选择最合适的模型。

本文旨在描述利用急性淋巴细胞白血病（ALL）患者来源的异种移植瘤（PDX）模型评估嵌合抗原受体T细胞（CART细胞）相关毒性，即细胞因子释放综合征（CRS）和神经毒性（NI）的方法学。 体内 模型（图1）。具体而言，本文所述方法中使用了作者实验室按照先前已发表方案制备的CART19细胞。简言之，人T细胞自健康供体外周血单个核细胞（PBMCs）中分离获得 通过 采用密度梯度法分离细胞，在第0天用CD3/CD28磁珠刺激，并于第1天通过慢病毒转导导入CAR基因，该CAR由靶向CD19的单链可变区片段与4-1BB和CD3ζ信号结构域融合而成。随后扩增CAR-T细胞，于第6天去除磁珠，并于第8天进行冻存。26,27,28,29,30如前所述，小鼠接受淋巴清除治疗，随后给予患者来源的白血病母细胞（ALL）。28首先，验证肿瘤是否成功移植 通过 下颌下采血。在建立适当的肿瘤负荷后，将CART19细胞给予小鼠。随后每日称量小鼠体重以评估其健康状况。通过小动物磁共振成像（MRI）评估神经毒性（NI），同时采集尾静脉血以评估T细胞扩增及细胞因子/趋化因子的产生。以下所述技术强烈推荐作为在PDX模型中研究CART细胞相关毒性的模型方法。

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方案

本方案遵循梅奥诊所机构审查委员会（IRB）、机构动物护理和使用委员会（IACUC A00001767）以及机构生物安全委员会（IBC, Bios00000006.04）的指南。

注意：所有用于小鼠操作的材料必须是无菌的。

1. 向NSG小鼠注射白消安

  1. 获取雄性、8–12 周龄、免疫缺陷型 NOD-SCID IL2rγnull (NSG) 小鼠，在注射前称重。
    注意：为确保统计学显著性，建议每组至少使用五只小鼠，并至少再用雌性小鼠重复实验一次。
  2. 准备用于腹腔（i.p.）注射的白消安。使用 1 mL 胰岛素注射器，缓慢而小心地吸取准确剂量为 30 mg/kg 的白消安，随后对小鼠进行腹腔注射，并将其放回笼中。

2. 注射ALL患者来源的原始细胞（CD19+) 到NSG小鼠

注意：本方案遵循梅奥诊所机构生物安全委员会（IBC，Bios00000006.04）的指导方针。

  1. 从复发性和难治性急性淋巴细胞白血病（ALL）患者的外周血中收集原代白血病母细胞。
  2. 制备用于静脉内（i.v.）注射的靶细胞。
    1. 使用血细胞计数板对CD19+靶细胞进行计数，并记录细胞的最终体积和浓度。
      注意：为确定细胞活力，强烈建议在计数时使用台盼蓝染色法。
    2. 在4 °C条件下，以300 × g离心5分钟，使细胞沉淀。
    3. 将细胞沉淀重悬于磷酸盐缓冲液（PBS）中，调整终浓度为50 × 106 个细胞/mL，置于1.5 mL微量离心管中，并放置于冰上。
    4. 轻轻手指涡旋含有靶细胞的1.5 mL微量离心管，直至细胞完全混匀。
    5. 使用1 mL胰岛素注射器，缓慢而小心地吸取准确体积为100 µL的制备好的靶细胞悬液，并轻弹注射器以去除气泡。
      注意：100 µL体积将向每只小鼠注射5 × 106 个细胞。
    6. 将小鼠置于暖光下照射5–10分钟。待尾静脉充血并肉眼更清晰可见后，将小鼠放入合适的固定/束缚装置中。
    7. 用酒精棉片擦拭小鼠尾部，将靶细胞直接注射入尾静脉（i.v.），然后将小鼠放回笼中。接种靶细胞后，应每日或按照当地动物伦理委员会建议的频率监测小鼠状态。

3. 肿瘤移植效果评估

  1. 在靶细胞注射后第6周开始，通过流式细胞术检测外周血中CD19+细胞的表达，评估肿瘤移植情况。
  2. 外周血检测以评估CD19+细胞扩增
    1. 在CART19细胞注射后6–8周从小鼠采集血液。
      注意：可采用多种方法采集血液。本方案推荐下颌下静脉采血作为首选方法。
    2. 使用5%异氟烷在诱导室中对小鼠进行麻醉。麻醉成功后，通过鼻罩吸入1–3%异氟烷维持麻醉状态。
      注意：强烈建议涂抹眼药膏以防止角膜干燥。
    3. 将小鼠从诱导室中取出，用非优势手抓住颈部松弛皮肤固定小鼠，在下颌骨稍后方用采血针穿刺静脉。
      注意：仅需针尖部分（1–2 mm）进入静脉即可。
    4. 当血液滴出时，收集至少50 µL至肝素包被的采血管中，并通过反复倒置混匀数次。将30 µL血液转移至一个5 mL圆底聚苯乙烯管中。
      注意：对于剩余血液，于4 °C下以17,000 × g离心10分钟，将血清（上清层）转移至洁净并标记好的1.5 mL微量离心管中，于−80 °C保存（用于细胞因子检测）。
    5. 向含有血液的5 mL圆底管中加入2 mL裂解缓冲液（使用无核酸酶水将10倍浓度的氯化铵裂解缓冲液稀释至1倍浓度），充分涡旋混匀。室温孵育20分钟，确保红细胞完全裂解。
    6. 加入2 mL流式缓冲液（PBS，含0.2 g/L氯化钾、0.2 g/L一碱磷酸钾、8 g/L氯化钠和1.15 g/L二碱磷酸钠，并添加2%胎牛血清和1%叠氮化钠）。
    7. 于4 °C下以300 × g离心5分钟，弃去上清，加入2 mL流式缓冲液。重复洗涤步骤两次。
    8. 小心弃去管内液体，观察管底沉淀物及少量残留液体。加入100 µL流式缓冲液，充分重悬细胞。
    9. 将5 mL流式管中所有剩余液体转移至96孔板中，确保每个样本正确标记。向对应孔中加入100 µL流式缓冲液，于4 °C下以650 × g离心3分钟。
  3. 通过流式细胞术评估CD19+靶细胞的扩增情况（图2）。
    1. 为每份样本配制总反应体积为50 µL的主混合液，包含0.3 µL活/死染料、0.13 µg（2.5 µL）抗人CD19抗体、0.06 µg（2.5 µL）抗人CD45抗体、5 µg（2.5 µL）抗小鼠CD45抗体以及42.2 µL流式缓冲液。避光、室温孵育15分钟。
    2. 加入150 µL流式缓冲液洗涤，于4 °C下以650 × g离心3分钟。弃去上清，将沉淀重悬于195 µL流式缓冲液和5 µL计数微球中。
    3. 上机进行流式细胞仪检测，以确定CD19+细胞表达水平。在设门与分析过程中，首先根据前向散射与侧向散射特征圈选目标细胞群（CD19+），然后选择单细胞群，再圈选活细胞。在活细胞门内，分析人CD45与小鼠CD45细胞群，并从人源细胞群中进一步圈选CD19+靶细胞群。
  4. 通过公式（1）计算70 µL样本中的细胞数量，并换算为细胞/µL：
    绝对CD19+细胞计数 = ([CD19+细胞数/计数微球数] × 5 µL内计数微球数量)/70
    ​​注意：每5天重复一次外周血检测以评估CD19+细胞扩增情况。根据当地动物伦理委员会指南，每2周累计采血量不得超过200 μL。当小鼠疾病负荷达到≥10个细胞/µL时，将其随机分配至CART19细胞组或对照组（第4节）。

4. CART19 细胞的给药  体内

  1. CART19 细胞的制备（约第80天）：
    注意：CART19 细胞的制备方法已有先前文献报道27,30,31该操作必须在生物安全柜二级以上环境中，采用无菌技术和个人防护装备进行。
    1. 将CART19细胞置于37 °C水浴中解冻，随后用预热的T细胞培养基（TCM）洗涤细胞，以去除二甲基亚砜。
      注意：TCM 由 10% 人 AB 血清（v/v）、1% 青霉素-链霉素-谷氨酰胺（v/v）和无血清造血细胞培养基组成27,30.
    2. 将CART19细胞在300 × g 4 °C下离心8分钟，然后在预热的TCM中重悬，最终浓度为2 × 106 细胞/mL。将CART细胞置于培养箱中静置（37 °C，5% CO₂）。2过夜，但不超过16小时。
  2. CART19 细胞的给药 通过 静脉注射（第 ~80 天）
    1. 计数CART19细胞，并在300 × g离心 g 4 °C下离心8分钟。
    2. 用 10 mL PBS 重悬 CART19 细胞，300 × g 4 °C下离心8分钟。
    3. 将CART19细胞重悬至终浓度为40 × 106 细胞/mL，转移至无菌的1.5 mL微量离心管中，置于冰上。
    4. 通过尾静脉注射（如上所述）将100 µL重悬细胞进行CART19细胞静脉注射
      ​注意：100 µL 体积可递送 4 × 106 每只小鼠接种细胞。设立一组未经处理的小鼠作为阴性对照。

CART19 细胞相关毒性的评估

  1. 给予CART19细胞后，每天监测小鼠两次，评估其健康状况的变化，例如运动无力、蜷缩体态和体重下降。
    注：在该模型中，所有这些生理变化均与CRS症状相关28。
  2. 当小鼠开始出现运动无力和体重减轻（较基线下降10-20%）时，采集外周血以分析肿瘤负荷，并按照第3节所述方法进行血清分离用于细胞因子检测（图3）。
  3. 将血清微量离心管储存于−80 °C，用于通过多重检测法分析趋化因子和细胞因子（图4）。
    注：若小鼠出现后肢瘫痪、濒死或 嗜睡状态，且 体重减轻超过其初始体重的> 20%，以致无法正常接触食物和/或饮水，则应实施安乐死。

6. MRI 成像

注意：使用了一台用于小型动物的临床前垂直孔径磁体 MRI 扫描仪 体内 磁共振与图像采集32,33.

  1. 将120 µL 钆与880 µL 生理盐水混合，加入1 mL 胰岛素注射器中。每只小鼠注射100 µL（腹腔注射）。
    注意：钆应在实验开始前15-20分钟注射。
  2. 使用异氟烷（2-3%）在诱导室中对小鼠进行麻醉，持续10-15分钟。
    注意：强烈建议使用眼膏以防止眼睛干涩。
  3. 将小鼠脊柱置于与啮齿类动物兼容的托架探头上，然后通过将小鼠牙齿钩在咬合杆上固定其位置。
  4. 将小鼠头部放入25 mm体积线圈中，调整与异氟烷麻醉系统相连的鼻罩。拧紧咬合杆的旋钮，以在扫描期间保持小鼠位置固定。
    注意：若进行增强磁共振成像扫描，须确保在将装置放入磁体孔洞前至少10分钟注射钆（本例中）或其他对比剂。 在整个成像过程中，小鼠将通过鼻罩吸入含2-3%异氟烷的空气进行麻醉，同时监测其呼吸频率。
  5. 使用呼吸监测设备进行呼吸评估。
    注意：还需评估动物的体温，以防止因长时间暴露于麻醉环境而导致可能的低体温。建议使用加热装置 用于控制体温的垫片
    1. 将呼吸监测探头靠近膈肌处固定，并用手术胶带固定。保持呼吸频率在每分钟20–60次，以确保小鼠状态稳定。
      注意：该呼吸频率可提供更稳定的 MRI 图像，并防止所获图像中出现运动伪影。若呼吸频率高于每分钟 20-60 次，应增加异氟烷浓度；若呼吸频率低于每分钟 20 次，则表明麻醉过深，需降低麻醉浓度。
  6. 将动物探头插入垂直孔径的小动物磁共振成像系统的小孔内。调整动物头部至线圈中心位置。用锁具固定装置以保持其直立，并将仪器连接至计算机。
  7. 打开并使用软件（例如 Paravision）设置扫描位置和扫描类型。在保持所有实验组一致的前提下，确定最佳的轴向和矢状位扫描位置。
    注意：建议在进行正式的完整 MRI 扫描前，先获取一次试扫描的图像作为参考。
  8. 继续进行 MRI 数据采集（如前所述）32,34,35,36）。使用下述建议的设置获取T1加权和T2加权的MRI图像。
    1. 对于 T1加权MRI图像，采用T1加权多层面多回波（MSME）序列，重复时间（TR）为300 ms，回波时间（TE）为9.5 ms，视野（FOV）为4 厘米 × 2 厘米 × 2 厘米，矩阵为 192 x 96 x 96。
    2. 对于 T2加权MRI图像，使用多层多回波（MSME）序列，TR 为 300 ms，TE 为 9.5 ms，视野（FOV）为 4 厘米 × 2 厘米 × 2 厘米，采用192 x 96 x 96的矩阵。
  9. 扫描完成后，将探头从磁体孔中取出。轻轻将小鼠的牙齿从咬合杆上取下，小心取出小鼠。将动物置于单独的笼子中进行监测，直至其完全清醒并恢复足够的运动功能。
  10. 在从软件中提取数据后，使用分析软件进行定量分析和三维体积渲染（图4高信号区域的体积。
    注意：如果可能，强烈建议由两名独立的盲法观察者进行数据分析。

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结果

本方案旨在利用来自急性淋巴细胞白血病（ALL）患者肿瘤细胞的PDX小鼠模型，评估CART细胞相关毒性。图1首先，NSG小鼠通过腹腔注射白消安（30 mg/kg），旨在实现免疫抑制，促进CART细胞的植入。28第二天，他们接受了约 5 × 106 来自白血病（ALL）患者的外周血单个核细胞（PBMCs，静脉注射）。小鼠移植情况监测约13周。 通过 尾部出血实验。收集红细胞并进行裂解，随后制备流式细胞术样品以检测CD19的表达水平+ 肿瘤细胞（图2).

当小鼠达到≥10个肿瘤细胞/µL，他们被随机分组并准备接受 4 × 106 CART19 细胞（静脉注射）。为评估 CART19 相关毒性，小鼠每日称重一次（图3A）。选择体重减轻作为CRS出现的症状，因为先前研究已表明其与CAR...

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讨论

在本报告中，描述了一种利用急性淋巴细胞白血病PDX模型评估CAR-T细胞相关毒性的方法。更具体而言，该模型旨在模拟患者在输注CAR-T细胞后常出现的两种危及生命的毒性反应：细胞因子释放综合征（CRS）和神经毒性（NI）。该模型再现了临床中观察到的CAR-T细胞毒性的多种特征：体重减轻、运动功能障碍、神经炎症、炎症性细胞因子和趋化因子的产生，以及不同效应细胞向中枢神经系统的浸润8,20,28此前，该PDX模型已被用于模拟CRS和NI的初始发生过程（表1并评估不同的毒性预防和治疗方法。一项在此PDX模型中开展的研究利用了耗竭GM-CSF的CART19细胞。更具体而言，这些结果表明，GM-CSF的耗竭可减少与细胞因子释放综合征（CRS）相关的细胞因子和趋化因子的分泌，这一点在该急性淋巴细胞白血病（ALL）PDX小鼠模型中得到了明确验证。29该PDX模型还已成功用于评估CAR-T...

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披露

S.S.K. 是CAR免疫疗法领域多项专利的发明人，这些专利已授权给诺华公司（通过梅奥诊所、宾夕法尼亚大学与诺华之间的协议）以及Mettaforge公司（通过梅奥诊所）。R.L.S. 和 S.S.K. 是CAR免疫疗法领域多项专利的共同发明人，这些专利已授权给人源化抗体公司（Humanigen）。S.S.K. 接收来自Kite、Gilead、Juno、Celgene、Novartis、Humanigen、MorphoSys、Tolero、Sunesis、Leahlabs和Lentigen的研究资助。

致谢

本工作部分得到了美国国立卫生研究院（R37CA266344、1K99CA273304）、美国国防部（CA201127）、梅奥诊所K2R项目（S.S.K.）、梅奥诊所个体化医学中心（S.S.K.）以及Predolin基金会（R.L.S.）的支持。此外，我们感谢梅奥诊所核磁共振核心设施工作人员的帮助。图1使用BioRender.com制作

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材料

本文使用的材料清单
姓名公司目录编号评论
 APC 抗人 CD19Biolegend302211
酒精消毒片Wecol6818
Analyze 14.0 软件AnalyzeDirect Inc.N/Ahttps://analyzedirect.com/analyze14/
人工泪液（矿物油和凡士林）Akorn17478-062-35用于预防眼部干燥的局部眼用凝胶
BD FACS 溶血溶液 BD349202红细胞裂解缓冲液
BD Micro-Fin IV 胰岛素注射器BD329461
Brilliant Violet 421 抗人 CD45Biolegend304032
Bruker Avance II 7 特斯拉 Bruker BiospinN/AMRI 设备
白消安（NSC-750）SelleckchemS1692
CountBright 绝对计数微球InvitrogenC36950
CytoFLEX 系统 B4-R2-V2Beckman CoulterC10343流式细胞仪
杜氏磷酸盐缓冲液Gibco14190-144 
ERT 控制/门控模块 SA InstrumentsModel 1030小动物呼吸监测与门控系统
胎牛血清Millipore SigmaF8067
血细胞计数板Bright-LineZ359629-1EA
人 AB 型血清；男性供体；AB 型；美国来源Corning35-060-CI
异氟烷（液体）Sigma-Aldrich792632
LIVE/DEAD 可固定 Aqua 死细胞染色试剂盒（适用于 405 nm 激发）InvitrogenL34966
Microvette 500 锂肝素采血管Sarstedt20.1345.100血液采集管
MILLIPLEX 人细胞因子/趋化因子磁珠检测面板Millipore SigmaHCYTMAG-60K-PX38免疫学多重检测，用于鉴定细胞因子和趋化因子
OmniscanGE Healthcare Inc.0407-0690-10基于钆的对比剂
Pd 抗小鼠 CD45Biolegend103106
青霉素-链霉素-谷氨酰胺（100 倍浓度），液体Gibco10378-016
圆底聚苯乙烯试管Corning352008
叠氮化钠，5% (w/v)Ricca Chemical7144.8-16
不锈钢外科手术刀片Bard-Parker371215
X-VIVO 15 无血清造血细胞培养基Lonza04-418Q

参考文献

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Formal Correction: Erratum: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model
Posted by JoVE Editors on 3/14/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Assessment of Chimeric Antigen Receptor T Cell-Associated Toxicities Using an Acute Lymphoblastic Leukemia Patient-derived Xenograft Mouse Model. The Authors section was updated from:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

to:

Claudia Manriquez Roman1,2,3,4,5
R. Leo Sakemura1,2
Brooke L. Kimball1,2
Fang Jin6
Roman H. Khadka6
Mohamad M. Adada1,2
Elizabeth L. Siegler1,2
Aaron J. Johnson6
Saad S. Kenderian1,2,6
1T Cell Engineering Laboratory, Mayo Clinic, Rochester,
2Division of Hematology, Mayo Clinic, Rochester,
3Mayo Clinic Graduate School of Biomedical Sciences, Mayo Clinic, Rochester,
4Department of Molecular Medicine, Mayo Clinic, Rochester,
5Regenerative Sciences PhD Program, Mayo Clinic, Rochester,
6Department of Immunology, Mayo Clinic, Rochester

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利用急性淋巴细胞白血病患者来源的异种移植小鼠模型评估嵌合抗原受体T细胞相关毒性
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