Modèle de rat de transplantation cardiaque hétérotopique perfusée ex situ normamère

Summary

Nous présentons ici un protocole d’évaluation d’un cœur implanté hétérotopiquement après préservation ex situ normothermique dans le modèle du rat.

Abstract

La transplantation cardiaque est le traitement le plus efficace pour l’insuffisance cardiaque terminale. Malgré les améliorations apportées aux approches et aux interventions thérapeutiques, le nombre de patients atteints d’insuffisance cardiaque en attente d’une transplantation continue d’augmenter. La technique de conservation ex situ normotherme a été établie comme une méthode comparable à la technique conventionnelle d’entreposage frigorifique statique. Le principal avantage de cette technique est que les cœurs des donneurs peuvent être conservés jusqu’à 12 h dans un état physiologique. De plus, cette technique permet la réanimation du cœur du donneur après une mort circulatoire et applique les interventions pharmacologiques requises pour améliorer la fonction du donneur après l’implantation. De nombreux modèles animaux ont été établis pour améliorer les techniques de préservation ex situ normotherme et éliminer les complications liées à la conservation. Bien que les modèles de grands animaux soient faciles à manipuler par rapport aux modèles de petits animaux, ils sont coûteux et difficiles. Nous présentons un modèle de conservation du cœur de donneur normotherme ex situ suivie d’une transplantation abdominale hétérotopique. Ce modèle est relativement bon marché et peut être réalisé par un seul expérimentateur.

Introduction

La transplantation cardiaque reste le seul traitement viable pour l’insuffisance cardiaque réfractaire 1,2,3,4. Malgré une augmentation constante du nombre de patients nécessitant une transplantation cardiaque, une augmentation proportionnelle de la disponibilité des organes de donneurs n’a pas été observée⁵. Pour résoudre ce problème, de nouvelles approches visant à préserver le cœur des donneurs ont été élaborées dans le but d’améliorer les défis et d’accroître la disponibilité des donneurs 6,7,8,9.

La perfusion cardiaque ex situ normamère (NESHP) à l’aide de machines de système de soins d’organes (OCS) est apparue comme une intervention clinique ^1,3. Cette technique a été considérée comme une alternative appropriée à la méthode conventionnelle d’entreposage frigorifique statique (SCS) ^2,9. NESHP réduit efficacement la durée de l’ischémie froide, diminue la demande métabolique et facilite l’apport nutritionnel optimal et l’oxygénation pendant le transport des organes du donneur^10,11. Malgré le potentiel évident de cette méthode pour améliorer la conservation des organes des donneurs, son application clinique et ses recherches ultérieures ont été limitées par des coûts élevés. Par conséquent, les modèles animaux précliniques du NESHP sont cruciaux pour identifier les principaux défis techniques associés à cette technique^12,13. Les porcs et les rats sont les modèles animaux préférés pour les études précliniques en raison de leur tolérance ischémique⁹. Bien que le modèle porcin soit idéal pour la recherche fondamentale et translationnelle, il est limité par son coût élevé et la main-d’œuvre intensive requise pour les soins et la maintenance. En revanche, les modèles de rats sont moins chers et plus faciles à manipuler¹⁴.

Dans cette étude, nous introduisons un modèle simplifié de NESHP chez le rat, suivi d’une transplantation cardiaque hétérotopique, afin d’évaluer l’impact de la technique de préservation sur l’état du greffon post-implantation. Ce modèle est simple, rentable et peut être exécuté par un seul expérimentateur. La figure 1 montre les schémas de la procédure.

Protocol

Le comité d’éthique du Centre de recherche sur les animaux de laboratoire de l’hôpital universitaire national de Chonnam (approbation no. CNU IACUC - H - 2022-36) a approuvé toutes les expériences sur les animaux. Les rats Sprague-Dawley mâles (350-450 g) utilisés dans cette étude ont reçu des soins conformément aux lignes directrices sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les rats ont été logés dans des pièces à température contrôlée avec un cycle lumière-obscurité de 12 heures, avec de la nourriture et de l’eau standard disponibles.

1. Préparation

REMARQUE: Un seul expérimentateur peut effectuer toutes les procédures expérimentales.

1. Assembler l’appareil de Langendorff, y compris l’oxygénateur, la pompe et les conduites de perfusion, avant la chirurgie (figure 2). Remplissez le circuit de perfusion avec 20 ml de solution saline et faites-le circuler jusqu’à ce qu’il soit amorcé avec du sang autologue.
   NOTE: L’objectif de cette étape est de réchauffer le circuit extracorporel.
2. Fixer la ligne cardioplégique au circuit via le robinet fixé à la canule aortique et préparer la pompe à seringue pour la perfusion cardioplégique finale.
   REMARQUE: Assurez-vous de l’élimination des bulles d’air du circuit de perfusion et de la ligne cardioplégique.
3. Placez le capteur de température dans le réservoir où le cœur du donneur sera stocké, en maintenant la température du circuit à 37 °C.
4. Préparations chirurgicales
   1. Préparez un ensemble distinct de micro-instruments et de matériel stériles pour chaque rat donneur et receveur.
      1. Préparez l’ensemble chirurgical pour le donneur: paire de ciseaux chirurgicaux, paire de micro-pinces, pinces anti-moustiques tranchantes, sutures en soie 5-0, cotons-tiges, seringue de 50 mL, ligne de perfusion pour la solution cardioplégique (CPS), pompe à seringue, angiocathéter de 18 G, un jeu de 5 cathéters fémoraux Fr. et gazes stériles.
      2. Préparez l’ensemble chirurgical pour le receveur: ciseaux microchirurgicaux, rétracteur de plaie, paire de micro-pinces, pinces anti-moustiques, micro-pinces vasculaires, seringue de 1 mL, une suture en polypropylène 5-0 et 9-0, sutures en soie 5-0, cotons-tiges et gazes stériles.

2. Préservation du cœur du donneur et prélèvement sanguin

1. Induire l’anesthésie chez le rat donneur avec de l’isoflurane (5%) dans la chambre d’anesthésie et noter le poids du rat avant de le placer sur la table chirurgicale.
2. Placez le rat en décubitus dorsal sur la table chirurgicale et administrez une anesthésie continue en délivrant 2% à 2,5% d’isoflurane avec 90% d’oxygène par le nez.
3. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en vérifiant l’absence de réponse au pincement des orteils et la fréquence respiratoire, qui devrait être comprise entre 50 et 60 par minute.
   REMARQUE: Un niveau adéquat d’anesthésie est crucial pour éviter un stress et une douleur inutiles au rat donneur.
4. Appliquez du lubrifiant pour les yeux et rasez la région pubienne sur la clavicule, où la chirurgie sera effectuée. Nettoyez la zone avec un gommage à base d’iode et 70% d’alcool.
5. Cathétérisme
   1. Faites une incision abdominale médiane de 7 cm et des incisions bilatérales mesurant 3 cm du processus xiphoïde à la clavicule médiane. Retirez la peau de la région thoracique.
   2. À l’aide de cotons-tiges, mobiliser les organes abdominaux vers le côté gauche de l’abdomen. Isoler l’aorte abdominale du fascia rétropéritonéal et des tissus adipeux.
   3. Injecter 1 000 UI d’héparine dissoute dans 0,3 mL de solution saline isotonique à travers la veine cave inférieure (IVC) à l’aide d’une seringue de 1 mL. Arrêtez tout saignement du trou de l’aiguille en comprimant doucement avec un coton-tige.
      REMARQUE: Méfiez-vous de l’embolie gazeuse pendant l’injection, car elle peut entraîner un arrêt cardiaque.
   4. Insérez un cathéter fémoral de 5 Fr. dans l’aorte abdominale (Abd. A). Assurez-vous que l’extrémité du cathéter atteint l’arc aortique. Confirmer l’emplacement du cathéter en évaluant la longueur approximative de la partie insérée du cathéter.
6. Collecte de sang
   1. Prélever environ 10 mL de sang via le cathéter inséré dans l’Abd. A.
   2. Plus tard, diluez le sang d’amorçage avec une solution saline isotonique jusqu’à ce que le volume total atteigne 12 mL. Ajouter 5 mg de céfazoline dissoute dans 0,3 mL de solution saline et d’insuline (20 UI).
7. Arrêt cardiaque
   1. Connectez la ligne de perfusion CPS préalablement préparée au cathéter abdominal et commencez l’administration de CPS avec la pompe à seringue à un débit de 800 mL/h.
   2. Ouvrez la cavité thoracique du diaphragme et coupez l’IVC près du diaphragme pour éviter la distension ventriculaire. Couper les côtes bilatéralement le long de la colonne thoracique jusqu’à l’entrée thoracique. Réfléchissez la paroi thoracique ventrale mobilisée de manière supérieure avec des pinces anti-moustiques.
   3. Retirez entièrement le thymus à l’aide de micro-pinces pour visualiser l’arc aortique. Appliquer une légère compression si les artères thymiques saignent.
8. Extraction
   1. Après avoir administré tous les CPS, isolez l’arc aortique des tissus environnants. Disséquer soigneusement juste en dessous de l’artère sous-clavière gauche.
   2. Transecter les artères carotides brachiocéphales et gauches communes à distance, laissant les moignons plus longs de l’arc aortique pour une manipulation facile pendant la canulation de l’aorte. Transecter l’artère pulmonaire principale (PAM) aussi près que possible de la bifurcation. Veillez à ne pas endommager l’appendice auriculaire gauche.
   3. Ligaturez soigneusement la veine cave supérieure (SVC) et IVC avec des sutures de soie 5-0, empêchant l’obstruction de l’oreillette droite (PR) et du sinus coronaire. Couvrez les bords gauches du thorax avec de la gaze humide, placez le cœur dessus et rétractez doucement les ligatures SVC et IVC pour exposer le hile.
   4. Libellez les veines pulmonaires et azygos avec une suture en soie 5-0. Sectionner le tissu dorsal à la ligature et extraire le cœur. Examinez le cœur pour toute blessure. Enfin, pesez le cœur avant la canulation aortique.

3. Perfusion ex situ

1. Canulation et perfusion de l’aorte
   1. Avant la canulation de l’aorte, remplacez le circuit amorcé par une solution saline par un amorçage sanguin.
   2. Insérez la canule aortique dans l’arc aortique et fixez-la avec une micro-pince temporaire. Assurez-vous que la pointe de la canule est positionnée à la jonction brachiocéphalique.
   3. Confirmez la position correcte de la canule en saisissant doucement l’aorte avec des micro-pinces.
   4. Démarrer la perfusion à un débit de 2-3 mL/min, permettant au perfusat de s’échapper du site de canulation pour éliminer les bulles d’air.
   5. Surveillez la pression et la température de perfusion grâce au capteur connecté au système de surveillance.
   6. Massez doucement le cœur avec le premier et l’index jusqu’à ce que du sang veineux s’échappe de l’artère pulmonaire principale (AMP).
   7. Fixez l’aorte avec une ligature de soie 1-0 et retirez la pince après avoir vérifié tous les réglages (circuit de perfusion, pression de perfusion, température).
   8. Une fois la ligature permanente placée, assurez-vous que le cœur commence à se contracter en quelques secondes et atteint un rythme normal en 60 s. Une pression de perfusion moyenne de 55-65 mmHg avec un débit coronaire de 3-4 mL à 37 °C indique une perfusion adéquate.
   9. Prélever 0,15 mL de sang dans le réservoir et vérifier l’analyse des gaz du sang (BGA) au début de la perfusion et toutes les 20 minutes par la suite. Surveillez et enregistrez le pH, le pCO 2, le pO₂, le glucose, l’hématocrite, le potassium et le lactate pendant la perfusion. Après 120 minutes de perfusion, administrer 3 mL de Custodiol à travers la pompe à seringue à un débit de 250 mL/h pour arrêter le cœur.

4. Implantation

1. Préparation du destinataire
   1. Commencer la préparation du récipient 30 min avant l’arrêt de la perfusion ex situ .
   2. Anesthésier l’animal receveur en utilisant la même méthode que celle mentionnée à l’étape 2.2.
   3. Placez le rat en décubitus dorsal sur le coussin chauffant et insérez la sonde de température dans le rectum pour maintenir la température corporelle à 37 °C.
   4. Appliquez un lubrifiant pour les yeux, rasez le pubis sur la région épigastrique et nettoyez la zone avec un gommage à base d’iode et d’alcool à 70%.
2. Médicaments
   1. Injectez 2 mL de solution saline chaude par voie sous-cutanée pour compenser la perte de liquide pendant la chirurgie. Injecter 200 UI d’héparine par voie sous-cutanée.
   2. Administrer une antibioprophylaxie en injectant 10 mg/kg de céfazoline dissoute dans 0,3 mL de solution saline par voie sous-cutanée ou intramusculaire.
   3. Administrer un contrôle de la douleur en injectant 20 mg / kg de diclofénac par voie sous-cutanée.
3. Effectuez la laparotomie médiane et insérez un rétracteur pour élargir la cavité abdominale. Mobiliser les organes abdominaux vers le côté gauche du receveur à l’aide de coton-tiges pour faire de la place pour la procédure.
4. Prévenez la déshydratation en enveloppant les organes abdominaux avec de la gaze chaude et humide. Étaler par intermittence une solution saline chaude avec une seringue de 50 ml pendant la chirurgie.
5. À l’aide d’un microscope chirurgical avec un grossissement de 10x, mobiliser le duodénum et le jéjunum proximal par dissection contondante avec des cotons-tiges pour exposer l’Abd. A. et IVC. Préparez l’Abd. A et IVC pour l’anastomose et implanter systématiquement le cœur du donneur, conformément à la figure 3 ou aux méthodes précédemment documentées¹⁵.
   NOTE: Ne séparez pas l’Abd. A. et IVC.
   1. En supposant que l’anastomose vasculaire soit placée infrarénale, préparer une partie suffisante de l’aorte et de l’IVC pour le clampage.
   2. Effectuez une préparation émoussée à l’aide de coton-tiges ou de pinces dentelées pour enlever les graisses et le fascia autour des vaisseaux.
   3. Placez 5-0 ligatures de soie sur les branches mésentériques et les côtés crânien et caudale des principaux vaisseaux. Élever les vaisseaux abdominaux et coaguler ou ligaturer les branches lombaires avec des sutures de soie 5-0. N’oubliez pas d’épargner les artères et les veines testiculaires et de ne pas les serrer.
   4. Utilisez des ligatures pour soulever les vaisseaux et positionner les micro-pinces sur les branches mésentériques, les côtés caudal et crânien des principaux vaisseaux pour arrêter le flux sanguin au site de l’anastomose. Éteignez le coussin chauffant avant de placer les pinces, car un excès de chauffage peut exacerber l’ischémie des membres. Assurez-vous d’allumer le coussin chauffant après avoir déserré les récipients pour éviter l’hypothermie.
   5. Percer l’aorte à l’aide d’une aiguille de 27 G et allonger l’incision avec des micro-ciseaux à une longueur égale ou légèrement supérieure à l’ouverture de l’aorte ascendante donneuse (Asc. A), qui est d’environ 5 mm.
   6. Faites une incision longitudinale sur l’IVC de la même manière que l’aortotomie, mais faites-la 3 mm plus près de la face caudale par rapport à l’incision de l’aorte.
   7. En commençant les anastomoses, placez le cœur du donneur sur le côté droit de l’abdomen du receveur et attachez l’Asc du donneur. A à l’Abd du destinataire. A avec un point simple interrompu (polypropylène 9-0) au coin crânien de l’incision longitudinale.
   8. Déplacez le cœur vers le côté gauche de l’abdomen receveur et effectuez une anastomose de l’ASC du donneur. A avec Abd du destinataire. A utilisant une suture en polypropylène 9-0.
   9. Fixez l’artère pulmonaire donneuse à l’IVC avec deux sutures interrompues (polypropylène 9-0) aux coins caudale et crânien de l’incision longitudinale.
   10. Effectuer la première moitié de l’anastomose veineuse à partir du côté intraluminal du vaisseau et compléter la seconde moitié du côté extraluminal du vaisseau. Avant de serrer les nœuds, rincer le champ avec une solution saline pour éviter l’embolie gazeuse.
6. Désaération et décompression
   1. Retirez d’abord la pince veineuse mésentérique après avoir terminé l’anastomose pour permettre au côté droit du cœur de se remplir de sang veineux.
   2. Retirez l’air dans le circuit coronaire et Asc. A. en appliquant une perfusion coronaire rétrograde pendant plusieurs secondes.
   3. Placez un morceau de gaze des deux côtés des vaisseaux et retirez la pince caudale et la pince crânienne.
   4. Appliquer une légère compression avec des cotons-tiges pendant 1-2 min. Après avoir assuré une hémostase adéquate, retirez les écouvillons et lavez les anastomoses avec une solution saline chaude.
      REMARQUE: Le cœur devrait commencer à battre dans la première minute de la reperfusion. Si la température corporelle du rat receveur est inférieure à 35 °C, le rythme cardiaque se normalisera après que la température aura atteint 36 °C.
7. Replacez les organes abdominaux de manière sinueuse et fermez les couches de l’incision abdominale à l’aide de sutures continues en polypropylène 5-0.
8. Après la chirurgie, placez l’animal anesthésié sur un endroit propre au-dessus d’un coussin chauffant jusqu’à ce que la température corporelle atteigne 37 °C.
   REMARQUE: Ne commencez pas les examens postopératoires avant que la température corporelle atteigne 37 ° C. Maintenir l’anesthésie à 2-2,5% d’isoflurane jusqu’à la fin des expériences.
9. Surveiller l’ECG du cœur du donneur transplanté pendant 3 h. Ensuite, excisez le cœur sous anesthésie profonde pour des études histologiques.
   REMARQUE: Confirmez la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réflexe de pédale avant d’exciser le cœur. L’intervention chirurgicale et la surveillance de l’ECG prennent moins de 6 h. Le diclofénac, administré en périopératoire (étape 4.2.3.), permet de gérer la douleur pendant toute la durée de cette procédure. Le régime analgésique peut être ajusté conformément aux lignes directrices institutionnelles sur l’utilisation des animaux.

Representative Results

La figure 1 illustre le plan expérimental utilisé dans un modèle de petit animal. La figure 2 montre l’appareil de perfusion de Langendorff modifié, qui comprend un oxygénateur pour petits animaux. L’ordre de l’anastomose pour l’implantation abdominale hétérotopique est présenté à la figure 3.

La figure 4 montre les paramètres utilisés pour évaluer la viabilité du cœur pendant la perfusion ex situ , tels que le lactate, le potassium et la pression aortique moyenne. Dans cette étude, l’utilisation de la préservation ex situ normothermique a réduit le temps ischémique total de six cas réussis à 46,2 ± 4,7 minutes, tandis que le temps total hors du corps était de 166,2 ± 4,7 minutes (figure 5). L’extraction du cœur du donneur et la préparation pour la perfusion ex situ et la transplantation hétérotopique ont nécessité 5,8 ± 1,3 min, comme le montre la figure 5. Le taux de réussite global de la chirurgie était de 70% et le temps moyen d’anastomose des six cas réussis était de 38,4 ± 3,4 min. Dans toutes les expériences, la fréquence cardiaque a diminué de manière significative immédiatement après l’implantation, mais elle s’est finalement rétablie avec le temps, comme illustré à la figure 6. La structure brute des cœurs des donneurs a été bien préservée après la conservation ex situ et l’implantation hétérotopique, sans dommage visible détecté. Cependant, la coloration à l’hématoxyline-éosine a révélé une augmentation du nombre de cellules inflammatoires, principalement des neutrophiles, après 3 h d’implantation hétérotopique (Figure 7).

Figure 1 : Conception expérimentale de la préservation cardiaque normothermique ex situ avec transplantation cardiaque hétérotopique. Abréviations : BGA = analyse des gaz du sang, CPS = solution cardioplégique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Schémas de la préservation ex situ du cœur des petits animaux modifiés. Abréviations : Capteur de pression artérielle = capteur de pression artérielle, CPS = solution cardioplégique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Ordre de l’anastomose dans la transplantation cardiaque hétérotopique. (A) Schémas de la position du cœur du donneur dans l’abdomen du receveur et ordre de l’anastomose. (B) Aorte ascendante donneuse et anastomose abdominale receveuse. (C) Artère pulmonaire du donneur et anastomose IVC du receveur. Abréviations : VG = ventricule gauche, RV = ventricule droit, LA = oreillette gauche, MPA = artère pulmonaire principale, IVC = veine cave inférieure. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4: Paramètres pour l’évaluation de la viabilité pendant la perfusion ex situ. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Chronologie de préservation des six cœurs préservés avec succès. Extraction cardiaque et facilitation de la perfusion ex situ : 5,8 ± 1,3 min. Perfusion ex situ : 120 min. Implantation dans l’abdomen du rat receveur : 38,4 ± 3,4 min. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Performance électrophysiologique du cœur du donneur avant l’obtention et après l’implantation. (A) Changements dans la fréquence cardiaque. Pré-récolte, 30 min, 60 min, 90 min, 120 min, 150 min, 180 min : les temps après implantation. (B) Images électrocardiographiques avant prélèvement cardiaque du donneur et après 3 h d’implantation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 7 : Aspect macroscopique (A-C) et microscopique (D-F) du cœur du donneur. (A,D) Avant la conservation ex situ normotherme. (B, E) Après conservation ex situ normotherme. (C,F) Après 2 h d’implantation hétérotopique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Notre objectif en établissant ce modèle était de reproduire la transplantation cardiaque humaine normotherme. Les modèles non éjectifs sont la technique couramment préférée pour préserver le cœur du donneur dans un environnement ex situ ¹⁶. Bien que les modèles d’éjection offrent de nombreux avantages dans l’évaluation de la fonction cardiaque lors de la perfusion ex situ ¹⁷, ils ne conviennent pas aux modèles de transplantation hétérotopique. Dans la transplantation hétérotopique, le cœur du donneur implanté doit surmonter la pression systolique de postcharge créée par le cœur hôte dans le système circulatoire du receveur, ce qui entraîne une performance cardiaque limitée du donneur et une sous-estimation dans l’évaluation¹⁸. Par conséquent, les modèles non éjectifs sont plus favorables dans la transplantation hétérotopique. Dans les modèles sans éjection, le cœur du donneur est perfusé mais ne soutient pas la circulation du receveur, ce qui limite considérablement l’évaluation de la performance du cœur. Les évaluations morphologiques et moléculaires, telles que la coloration histologique et l’analyse par transfert, peuvent être utiles pour examiner les maladies cardiaques des donneurs lorsque les évaluations fonctionnelles sont limitées. De plus, les marqueurs métaboliques peuvent être évalués à l’aide de technologies avancées, telles que la tomographie par émission de positrons (TEP) ou l’imagerie par résonance magnétique (IRM)¹⁹. Ce modèle peut être utile pour tester l’efficacité à long terme des interventions pharmacologiques et génétiques avant l’implantation.

De nombreux groupes de recherche ont développé un modèle de préservation ex situ normotherme, qui a été utilisé avec succès pour préserver les cœurs porcins jusqu’à 12 h⁶. Cependant, l’entretien de grands modèles animaux peut être prohibitif pour les petits laboratoires, car il implique des dépenses importantes et nécessite un nombre considérable de personnel qualifié. Pour résoudre ce problème, nous proposons une méthode de conservation ex situ moins coûteuse et techniquement simple, qui implique l’utilisation de sang autologue suivie d’une transplantation cardiaque hétérotopique. Notamment, le coût d’une seule expérience utilisant notre modèle est d’environ 300 $. Bien qu’il n’existe pas de modèle équivalent pour les petits animaux pour comparer les coûts, l’appareil de perfusion ex situ pour les gros animaux, lorsqu’il est utilisé une fois, peut coûter jusqu’à 30 000 $¹⁶.

Le protocole présenté démontre que toutes les procédures expérimentales peuvent être effectuées par étapes par un seul expérimentateur (Figure 3). La possibilité d’implantation hétérotopique après conservation ex situ est un autre avantage de ce modèle. En canulant l’aorte descendante du cœur du donneur pour une perfusion ex situ , nous avons pu épargner la partie ascendante sans causer de dommages. De plus, nous avons modifié le circuit de Langendorff, réduisant la quantité de solution de perfusion requise à 12 mL pour une perfusion cardiaque efficace. Le sang de perfusion a été obtenu du rat donneur avant la récolte, ce qui nous permet de préserver le cœur avec son propre sang et d’éviter toute réaction immunologique lors de la conservation.

Modifications et dépannage
Le circuit de perfusion ex situ est recommandé pour maintenir une pression de postcharge moyenne comprise entre 50 et 70 mmHg. La pression est déterminée par divers facteurs, notamment le débit de perfusion, la résistance des artères coronaires et la viscosité du perfusat²⁰. La résistance artérielle coronaire est sensible aux fluctuations dues aux variations de température et de pH, il est donc crucial de maintenir ces paramètres dans la plage normale. Le débit de perfusion requis varie pour chaque expérience et dépend du débit nécessaire pour maintenir la pression de perfusion souhaitée. En règle générale, un débit de 3-4 mL/min (équivalent à 5-6 tr/min pour notre pompe) est suffisant pour un cœur de rat de 350-450 g. Le taux d’hématocrite est un déterminant de la viscosité du perfusat²¹. Pour notre circuit, la plage optimale d’hématocrite est de 25% à 30%. Malgré l’utilisation du plus petit oxygénateur expérimental, la grande surface d’échange gazeux de 0,05 m2 pour un volume perfusé de¹² mL peut entraîner une évaporation et une perte de fluide conséquente au fil du temps. Cette perte de fluide peut être corrigée par l’ajout d’eau distillée au besoin. Il n’est pas recommandé d’ajouter une solution saline ou de sonnerie au perfusat, car ils peuvent provoquer une hypernatrémie. La concentration de glucose perfusat doit être maintenue à 100-150 mg / dL.

Il est crucial d’éviter l’arythmie pendant la perfusion car elle signifie la détérioration d’un ou plusieurs paramètres physiologiques de l’environnement ex situ ¹⁰. La tachyarythmie ou la fibrillation ventriculaire gauche sont généralement associées à divers facteurs, tels qu’un déséquilibre électrolytique, un faible hématocrite, une acidose / alcalose, une hyperthermie et une postcharge excessive. D’autre part, la bradyarythmie est principalement causée par l’hypothermie. Le lactate et le potassium sont les paramètres clés dans l’évaluation de la viabilité myocardique. Des taux élevés de lactate (>5 mmol/L) et une hyperkaliémie (>5,0 mg/dL) indiquent un degré important de lésions myocardiques²².

La surveillance attentive de la posologie de l’anesthésie et des habitudes respiratoires du rat receveur est cruciale pendant les interventions chirurgicales. Étant donné que les animaux ne sont pas ventilés, l’administration continue d’une anesthésie excessive peut entraîner une hypoventilation et une défaillance. La laparotomie totale et l’extraction des organes abdominaux entraînent une perte de chaleur importante, ce qui peut détériorer davantage l’état du receveur. Par conséquent, l’utilisation d’un régulateur de température équipé d’un coussin chauffant et d’une sonde de température est cruciale pour atténuer l’impact de la perte de chaleur et maintenir une température corporelle stable.

Étapes critiques
Les étapes critiques de l’intervention chirurgicale impliquent la dissection de l’arc aortique et de la MPA, la canulation aortique pour la perfusion ex situ, la désaération avant la perfusion ex situ et la désaération avant le retrait des pinces après l’implantation. Ces étapes sont très vulnérables et sont souvent associées à un échec. Cependant, la clé pour surmonter ces défis réside dans l’identification de la technique appropriée et l’acquisition d’une pratique suffisante. Lors de l’isolement du vaisseau chez le receveur, une attention particulière doit être portée à l’uretère droit, qui est situé à proximité de l’IVC dans l’espace rétropéritonéal et peut imiter le canal lymphatique. Dans le contexte de l’anastomose veineuse, il est recommandé de sécuriser d’abord l’extrémité caudale à l’aide de sutures de hauban suivies de l’extrémité crânienne pour éviter les déchirures et les sténoses. Ceci est particulièrement important en raison de la nature relativement fragile des veines par rapport à l’aorte.

Limitations
Les interventions chirurgicales impliquées dans cette expérience sont considérablement complexes, en particulier lors de l’obtention du cœur du donneur et du sang perfusé du même animal. Les évaluations fonctionnelles post-implantation sont limitées car nous avons utilisé un modèle non éjectif. Un modèle d’éjection est considéré comme fournissant des résultats plus avancés dans un environnement ex situ . Cependant, dans la transplantation hétérotopique, il est contraint en raison de la présence d’un cœur hôte de soutien dans le système circulatoire.

Materials

Name	Company	Catalog Number	Comments
AES active evacuation system	Smiths medical	PC-6769-51A	Utilize CO2 and excess isoflurane
Anesthesia machine	Smiths medical	PC-8801-01A	Mixes isoflurane and oxyegn and delivers to animal
B20 patient monitor	GE medical systems	B20	to observe mean aortic pressure and temperature
Homeothermic Monitoring System	Harvard apparatus	55-7020	To monitor and maintain animal's temperature
Micro-1 Rat oxygenator	Dongguan Kewei medical instruments	Micro-MO	For gas exchange in the langendorff circuit
Micropuncture introducer Set	COOK medical	G48007	for delivering cardioplegic solution to the arch through the abdominal aorta
Microscope	Amscope	MU1403	For zooming surgical field (Recipient)
Surgical loupe	SurgiTel	L2S09	For zooming surgical field (Donor)
Syringe pump	AMP all	SP-8800	To deliver cardioplegic solution
Transonic flow sensor	Transonic	ME3PXL-M5	Perfusion circuit flow sensor
Transonic tubing flow module	Transonic	TS410	flow acquiring system
Watson - Marlow pumps	Harvard apparatus	010.6131.DAO	Peristaltic pump used for recirculate perfusate
WBC-1510A	JEIO TECH	E03056D	Heating bath
Sprague-Dawley rats	Samtako Bio Korea Co., Ltd., Osan City Korea
Medications
BioHAnce Gel Eye Drops	SENTRIX Animal care		wet ointments for eye
Cefazolin	JW pharmaceutical		For prophilaxis
Custodiol	DR, FRANZ KOHLER CHEMIE GMBH		For heart harvesting
Diclofenac	Myungmoon Pharm. Co. Ltd		For pain control
Heparin	JW pharmaceutical		Anticoagulant
Insulin	JW pharmaceutical		hormon therapy
Saline	JW pharmaceutical		For hydration therapy