Name: 监测变化的细胞内钙离子浓度和突触效能的软体动物海兔 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 51 s
Description: 学习利用钙成像与细胞内记录技术，在软体动物海兔神经节中同时监测细胞内钙离子浓度变化与突触效能。该方法为研究突触可塑性的神经机制提供了重要的实验手段。

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本研究工作得到了 PHS 基金（MH51393）的资助。我们所使用的一部分 Aplysia 由迈阿密大学国家 Aplysia 资源中心提供，该中心受美国国立卫生研究院研究资源中心基金 RR10294 资助。

1. 准备
<ol>
 <li>通过注射75-100 ml等渗氯化镁溶液使动物麻醉。我们用于成像的Aplysia通常重150-200克，购自Marinus Scientific。</li>
 <li>将麻醉后的动物固定在涂有石蜡的培养皿中。注射针头适用于此目的；无需无菌操作。使用粗镊子和普通剪刀在动物足部做切口，暴露口球组织。找到口神经节。使用弹簧剪刀和精细镊子小心切断所有口神经，以游离神经节。</li>
 <li>取出神经节并置于含有人工海水的Sylgard包被培养皿中。用几枚昆虫针穿过口神经以固定神经节。使用超细镊子和弹簧剪刀剥离口神经节的结缔组织鞘，以暴露神经元用于细胞内记录。然后使用约15枚细小昆虫针（minutien针）重新固定神经节。神经节必须牢固固定，因为在成像过程中任何移动都会造成问题。</li>
</ol>
2. 准备电极
<ol>
 <li>使用带丝玻璃毛细管（例如 WPI TW100F-4）和拉制仪制备电极。应根据需要调整拉制参数，以获得所需阻抗的电极。当电极填充3 M KAc（乙酸钾）溶液后，若需进行斜面打磨，其电阻通常约为10 MΩ；若省略打磨步骤，则电阻通常约为5 MΩ。</li>
 <li>使用注射器和微填充针将一组电极填充含3 M KAc/30 mM KCl的溶液。这些电极将用于电生理记录。</li>
 <li>将另一组电极的后端浸入钙离子指示剂染料中进行填充，染料此前已用约40 μl蒸馏水溶解500 μg染料。当电极尖端充满染料后，再从后端加入约1/4英寸长的200 mM KCl溶液，以确保良好的电接触。</li>
 <li>对电极进行斜面打磨是有益的，因为这有助于染料注射，并减少多次穿膜造成的损伤。我们使用自制的打磨装置，产生含有盐水/氧化铝粉末悬浮液的液流。电极安装在持针器上，其尖端以45°角进入液流。持续监测电极电阻，并在KAc填充电极的电阻降至约5 MΩ时停止打磨。染料填充的电极打磨相同时间，其电阻通常为15–20 MΩ。</li>
</ol>
3. 加载钙离子指示剂染料
<ol>
 <li>将制备好的样本置于电生理记录装置上，并通过显微观察定位目标突触前神经元。我们的许多实验使用摄食过程中发挥作用的特定感觉神经元 B215, 6。B21 胞体位置相对固定，体积较大（约 100 μm），呈细长形态，易于识别。</li>
 <li>用含有钙离子指示剂染料的电极穿刺目标神经元。可通过穿刺其突触后神经元 B8 来验证 B21 的身份：向 B21 注入约 8 nA 的去极化电流可引发动作电位，并在 B8 中产生易化的突触后电位7。</li>
 <li>通过施加超极化脉冲（通常为 -15 nA，1 Hz，占空比 75%）持续约 30 分钟，将染料注入目标突触前神经元。若染料加载成功，神经元胞体将呈现淡粉色。随后缓慢将含染料的电极从神经元中撤出。</li>
 <li>将样本静置约 30 分钟，使染料充分扩散至与下游神经元形成突触连接的细小突起中。</li>
</ol>
4. 钙成像与电生理记录
<ol>
 <li>将样本置于成像显微镜上。培养皿通过Permagum密封胶条固定在冷却平台上，这种胶条与黏土不同，遇湿仍能保持黏性。该固定式显微镜通过移动物镜进行聚焦，载物台保持静止，从而可安装磁力支架操纵器。由于高倍放大下振动（尤其是横向移动）会成为问题，整个成像系统应放置在防振平台上。</li>
 <li>使用含有常规电解质溶液的电极穿刺突触前和突触后神经元。</li>
 <li>选择适合成像Calcium Orange的滤光块（激发波长549 nm，发射波长576 nm）8，并调整相机。大多数科学级CCD相机允许研究者选择读出的CCD像素子集，此外还可将像素合并（binning）。选择较小的像素子集可提高速度，而合并像素可增强灵敏度。这两个设置与曝光时间共同决定了帧率，即每秒可采集的图像数量。合适的设置应能以500 × 300像素对580 × 350 μm2的区域进行成像（使用10倍物镜和0.5倍相机适配器）。在光路中加入中性密度滤光片，将照明强度调节至在曝光时间&lt;25 ms时获得正确曝光所需的最低水平。这些设置应实现约30 Hz的帧率——在Aplysia中，该速度足以捕捉单个动作电位引发的钙离子变化。最后，关闭视场光阑，使仅成像区域被照亮。</li>
 <li>在成像软件中标记需要测量的神经元区域。在Elements AR软件中，可在“时间测量”模块中通过设置感兴趣区域（ROIs）完成。B21是一种双极神经元，先前研究表明其侧支与目标突触后神经元形成接触9。我们通常在神经元侧支的初级、次级和三级分支上分别设置ROI进行成像。此外，在染料填充的神经元附近设置一个额外的ROI用于测量背景值，该值将在后续分析中从所有其他数据点中扣除。</li>
 <li>设置电生理数据采集系统（本实验中为Spike II）等待相机“帧读出”信号提供的触发信号。启动图像采集（Elements AR）；Spike II将在相机获取第一帧图像时自动开始记录。也可使用Power 1401的TTL输出短暂点亮安装在显微镜相机端口的LED，以提供用于后续同步成像与电生理数据的信号。</li>
 <li>通过注入一系列短促的去极化电流脉冲（以所需频率）刺激突触前神经元。重要的是要监测每个脉冲（例如使用刺激触发的示波器），以确认是否成功产生动作电位。尽管Calcium Orange相比其他染料具有很高的光稳定性，仍建议记录一次无刺激的对照试验，以评估染料漂白的程度。</li>
 <li>在需要操控细胞内钙浓度的实验中，将EGTA等药物引入突触前神经元，并重复上述刺激与数据采集步骤。</li>
</ol>
5. 代表性数据分析
<ol>
 <li>通过将成像数据（每个感兴趣区域测得的强度值列表）写入文本文件来导出数据。随后，Spike II 中的自定义脚本可导入该文本文件。此脚本还会根据各个探针的面积对数值进行归一化处理，并减去背景探针的值。然后将数据点作为“虚拟 RealWave”通道与电生理数据一同绘图。使用 Spike II 中的“通道处理/时间偏移功能”，以 LED 信号为参考，精确对齐成像数据点。</li>
 <li>为获得以百分比变化表示的数值，可通过计算荧光的相对变化 dF/Fo = (F - Fo) / Fo 来分析成像数据。其中 Fo 表示刺激前的荧光水平，F 表示刺激期间的荧光水平。</li>
</ol>
6. 代表性结果
<img src="/files/ftp_upload/3907/3907fig1.jpg" alt="神经元网络示意图，口部神经节，B21-B8连接，动作电位，ΔF信号分析。" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. 实验的整体方案。实验在海兔（Aplysia）的神经节制备上进行。通过荧光染料对细胞内钙离子的变化进行成像，该染料通过离子电泳法导入突触前神经元。随后用尖锐电极穿刺突触前和突触后神经元，以诱导并监测突触传递。
<img src="/files/ftp_upload/3907/3907fig2.jpg" alt="神经元活动分析；共聚焦显微镜图像、荧光强度、PSP幅度图。" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. 对Aplysia口部神经节中已鉴定神经元进行的钙成像与细胞内记录。(A) 神经元B21成像侧支的照片。方框表示所测量的兴趣区域。(B1) 对B21进行细胞内刺激可引发动作电位（下部迹线），并在突触后跟随神经元B8中产生易化的突触后电位（PSPs，中部迹线），从而导致B8也产生动作电位。突触前钙荧光的增加显示在上部迹线中。(B2) 突触前注射EGTA对同突触易化的影响。在细胞内刺激前约15分钟，将EGTA注入B21细胞内。据认为EGTA是一种作用较慢的钙螯合剂，在低浓度下其结合速度不足以抑制突触传递。注意广泛的钙信号减弱，以及相应的PSP幅度下降。(C) PSP幅度与突触前钙信号呈正相关。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/3907/3907fig2large.jpg" target="_blank"> 点击此处查看大图</a>。

<ol><li>Zucker, R. S., Regehr, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-term+synaptic+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Short-term synaptic plasticity.</a> Annu. Rev. Physiol. 64, 355-405 (2002).</li>
<li>Eberhard, M., Erne, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+binding+to+fluorescent+calcium+indicators%3A+Calcium+green%2C+calcium+orange+and+calcium+crimson%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Biophysical+Res.+Comm%22%5BJournal%5D)">Calcium binding to fluorescent calcium indicators: Calcium green, calcium orange and calcium crimson.</a> Biochem. Biophysical Res. Comm. 180, 209-215 (1991).</li>
<li>Escobar, A. L., Velez, P., Kim, A. M., Cifuentes, F., Fill, M., Vergata, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetic+properties+of+DM-nitrophen+and+calcium+indicators%3A+rapid+transient+response+to+flash+photolysis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Kinetic properties of DM-nitrophen and calcium indicators: rapid transient response to flash photolysis.</a> Eur. J. Physiol. 434, 615-631 (1997).</li>
<li>Ivanov, A. I., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+spike-mediated+synaptic+transmission+by+presynaptic+background+Ca2%2B+in+leech+heart+interneurons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Modulation of spike-mediated synaptic transmission by presynaptic background Ca2+ in leech heart interneurons.</a> J. Neurosci. 23, 1206-1218 (2003).</li>
<li>Rosen, S. C., Miller, M. W., Evans, C. G., Cropper, E. C., Kupfermann, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diverse+synaptic+connections+between+peptidergic+radula+mechanoafferent+neurons+and+neurons+in+the+feeding+system+of+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Diverse synaptic connections between peptidergic radula mechanoafferent neurons and neurons in the feeding system of Aplysia.</a> J. Neurophysiol. 83, 1605-1620 (2000).</li>
<li>Ludwar, B. C. h, Evans, C. G., Jing, J., Cropper, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+distinct+mechanisms+mediate+potentiating+effects+of+depolarization+on+synaptic+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Two distinct mechanisms mediate potentiating effects of depolarization on synaptic transmission.</a> J. Neurophysiol. 102, 1976-1983 (2009).</li>
<li>Evans, C. G., Ludwar, B. C. h, Askansas, J., Cropper, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+holding+potential+on+the+dynamics+of+homosynaptic+facilitation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Effect of holding potential on the dynamics of homosynaptic facilitation.</a> J. Neurosci. 31, 11039-11043 (2011).</li>
<li>Haugland, R. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaugland%2C+RP+%22The+Handbook%22">The Handbook</a>. , 10th edition, Invitrogen. (2005).</li>
<li>Borovikov, D., Evans, C. G., Jing, J., Rosen, S. C., Cropper, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+proprioceptive+role+for+an+exteroceptive+mechanoafferent+neuron+in+Aplysia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A proprioceptive role for an exteroceptive mechanoafferent neuron in Aplysia.</a> J. Neurosci. 20, 1990-2002 (2000).</li>
<li>Goldberg, J. H., Yuste, R. Chapter 38: A practical guide: Two-photon calcium imaging of spines and dendrites. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGoldberg%2C+JH+%22Imaging+in+Neuroscience+and+Development%22">Imaging in Neuroscience and Development</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2005).</li>
</ol>

我们没有需要披露的内容。

我们展示了可用于同时监测细胞内钙离子浓度并评估突触传递效能的技术。这些技术有助于确定不同形式的短期可塑性是如何介导的。
成像使用荧光显微镜和CCD相机进行。与大多数功能性成像装置相比，该技术对设备的要求相对较低。该方法简单且易于掌握。虽然使用CCD相机成像能够以良好的时间分辨率观察较大区域，但其空间分辨率有限。因此，该技术适用于检验有关细胞内钙离子广泛性或“背景性”升高的作用的假设。为了提高空间分辨率并研究树突棘中的钙动力学，可对本方案稍作修改，改用激光扫描共聚焦显微镜或双光子显微镜，并结合钙指示剂Calcium Green I进行成像10。

<table><tbody><tr><td>钙橙</td><td>Invitrogen</td><td>C-3013</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E-4378</td><td></td></tr><tr><td>钙校准缓冲液试剂盒</td><td>Invitrogen</td><td>C-3008MP</td><td>适用于测试信号的灵敏度和动态范围</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;&lt;强&gt;表1.&lt;/strong&gt; 所用试剂。&lt;/p&gt;</td></tr><tr><td>FN-1 直立荧光显微镜</td><td>尼康仪器公司</td><td>使用 Narishige ITS-FN1 载物台</td><td></td></tr><tr><td>NMN-21 操作器</td><td>Narishige</td><td>用磁铁固定在载物台上</td><td></td></tr><tr><td>CoolSNAP HQ&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; CCD相机</td><td>光度测量</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NIS元素AR</td><td>尼康仪器公司</td><td>我们使用了 3.22 版本</td><td></td></tr><tr><td>10X/0.3w 平场荧光物镜</td><td>尼康仪器公司</td><td>这款水浸物镜具有长达3.5 mm的工作距离</td><td></td></tr><tr><td>X-Cite 120 PC 金属卤化物灯</td><td>EXFO</td><td>用于荧光成像</td><td></td></tr><tr><td>LS-DWL 卤素灯</td><td>Sumica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ET-CY3滤光片组</td><td>Chroma Technology</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Power 1401 A/D 转换器</td><td>剑桥电子设计</td><td>采样频率为 3 kHz</td><td></td></tr><tr><td>Spike II 软件</td><td>剑桥电子设计</td><td>我们使用了 7.07 版本</td><td></td></tr><tr><td>SEC-10 LX 放大器</td><td>NPI 电子</td><td>与10倍前置放大器头级一起使用</td><td></td></tr><tr><td>Model 410 放大器</td><td>布朗利精密仪器</td><td>用于放大和过滤信号</td><td></td></tr><tr><td>WS-4</td><td>减k技术</td><td>成像振动隔离</td><td></td></tr><tr><td>冷却平台</td><td>定制</td><td>通过可变速率泵送冰水的黄铜板</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;&lt;强&gt;表2.&lt;/strong&gt; 使用的设备。&lt;/p&gt;</td></tr></tbody></table>

监测软体动物 aplysia 细胞内钙离子浓度变化及突触效能

Monitoring Changes in the Intracellular Calcium Concentration and Synaptic Efficacy in the Mollusc Aplysia

有研究表明，细胞内钙离子浓度的变化介导了多种重要突触可塑性形式的诱导（例如，同突触易化）。 1这些假设可通过同时监测细胞内钙离子变化和突触效能的改变来验证。我们展示了如何通过将钙成像与细胞内记录技术相结合来实现这一目标。本实验在软体动物的口神经节中进行 Aplysia californica该制备方法具有多项实验优势：神经节可轻松分离 Aplysia 并且实验采用成年神经元，这些神经元形成正常的突触连接，并具有正常的离子通道分布。由于该动物的代谢率较低，且其自然生存环境的温度相对较低（14–16 °C）， Aplysia，制备物可长期保持稳定。 
为了检测细胞内游离钙的变化，我们将使用钙橙（Calcium Orange）的细胞非渗透性版本。 2 可通过离子电泳轻松将其导入神经元。当这种长波长荧光染料与钙结合时，荧光强度会增加。Calcium Orange 具有快速的动力学特性 3 并且与比率型染料（如 Fura 2）不同，成像时无需使用滤光轮。该染料具有较好的光稳定性，且光毒性低于其他染料（如 fluo-3）。 2,4与所有非比率型染料一样，Calcium Orange 可指示钙离子浓度的相对变化。但由于无法排除染料加载和扩散过程中染料浓度变化的影响，因此无法进行校准以提供绝对的钙离子浓度。 
使用直立式固定载物台的复式显微镜，结合能够以每秒约30帧速率记录的CCD相机对神经元进行成像。Aplysia中的这种时间分辨率足以检测由单个动作电位引起的细胞内钙浓度的微小变化。同时使用锐利电极刺激并记录已鉴定的突触前和突触后神经元之间的突触传递。每次实验结束后，自定义脚本将电生理数据与成像数据合并。为确保精确同步，我们利用安装在显微镜相机接口上的LED发出的光脉冲作为同步信号。通过调控突触前钙离子水平（例如通过细胞内注射EGTA），可检验关于细胞内钙离子在介导不同类型可塑性中的作用的特定假设。

我们展示了如何在Aplysia的神经节制备中同时监测细胞内游离钙浓度和突触效能的变化。我们使用荧光染料Calcium Orange对细胞内钙进行成像，并利用尖锐（细胞内）电极诱导和监测突触传递。

监测软体动物 Aplysia 细胞内钙离子浓度变化及突触效能

有研究表明，细胞内钙离子的变化介导了多种重要突触可塑性的诱导（例如，……）

细胞内钙离子被认为是多种突触可塑性机制中的重要组成部分。这些假说可以通过同时监测钙离子变化和突触效能改变来验证。本文展示了如何通过将钙成像与细胞内记录相结合来实现这一目标。我们的实验采用软体动物 Aplysia californica 的神经节进行。该实验体系具有多项优势，例如含有易于识别的大神经元、适合 Aplysia 生活习性的低温环境、较慢的信号传导速度以及便于成像观察等。但我们所演示的通用技术可轻松转移应用于其他系统。大家好，我是 Colin Evans，来自纽约市西奈山医学院 Fishburg 神经科学系与 Freedman 脑研究所 Elizabeth Cropper 实验室。今天，我们将演示在软体动物Aplysia cahora的口神经节中同时成像细胞内钙离子浓度变化和突触效能的方法。为了检测细胞内钙离子，我们将向突触前神经元注射细胞膜通透型钙离子指示剂染料钙橙（calcium orange）。随后将标本置于显微镜下，用尖锐电极穿刺突触前和突触后神经元。重复的突触前刺激会导致突触后反应增强，表现为突触后电位（PSP）幅度增大。通过检测钙离子指示剂染料的荧光信号，可使我们观察到突触前细胞内钙离子浓度的同步变化。首先，向一只约150克重的成年动物注射75毫升等渗氯化镁溶液以进行麻醉，然后将麻醉后的动物固定于涂蜡的培养皿中，使用粗镊子和剪刀在其足部做切口，暴露口器团块。口神经节位于口球腹侧，由两个相连的半神经节组成。它包含数百个神经元，这些神经元与其他神经节中的神经元共同参与动物摄食行为的产生与调控。使用精细剪刀剪断所有弯曲的神经，仔细游离神经节，并将其从动物体内取出。然后将游离的神经节固定在盛有人工海水的硅胶包被培养皿底部。神经节包裹在一层结缔组织被膜中，需将其去除以暴露单个神经元。使用显微镊子、虹膜剪刀并格外小心地剪除该被膜。为避免损伤神经元，在成像过程中需用约15个分钟针固定去鞘神经节，因为任何移动都会对成像造成干扰。为制备用于细胞内记录和染料注射的尖锐电极，需使用微电极拉制仪拉制毛细管。我们使用壁薄、含细丝的硼硅酸盐玻璃，其外径为1毫米。记录电极在充满三摩尔醋酸钾时，其电阻应约为10兆欧，因此我们相应地调整拉制仪以制备D型电极。将拉制好的电极尾部浸入10毫摩尔的钙橙染料溶液中，毛细作用会将染料沿电极内部的玻璃丝吸入尖端，随后用200毫摩尔的氯化钾溶液反向填充电极，以确保良好的电接触。我们使用一种自行构建的Bela装置来改善电极性能，并将记录电极的电阻降低至约5兆欧。将电极以45度角插入氧化铝悬浮液流中。向悬浮液中加入氯化钠，并连接欧姆表，以监测电极电阻。在磨削过程中，我们将盛有背根神经节的培养皿转移至电生理装置上，通过电极穿刺并验证其特性，定位目标神经元。为进行钙成像实验，我们首先将充满染料的电极插入神经元胞体，并通过施加30分钟、15纳安的

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