聚合酶链反应：基本协议加上故障排除和优化策略

该程序的总体目标是演示聚合酶链反应或 PCR 所涉及的步骤，该反应用于从少量起始材料中产生充足的特定 DNA 片段。首先，组装用于 PCR 反应的试剂和材料，然后设置反应混合物，包括四种脱氧核糖核苷酸、DNA 模板、引物和 DNA 聚合酶。接下来，对热循环条件进行编程并运行 PCR 反应。

遵循此。检查结果以确定反应是否成功。最终，聚合酶链式反应应产生所需产物大小的特异性扩增子。

通常，刚接触该方案的人在设置每种可变试剂的计算时会遇到一些困难，有时他们会在移液、正确体积方面遇到麻烦，尤其是使用含有甘油的聚合酶。从新鲜装满的冰桶开始实验。戴手套以避免污染反应。

混合物和试剂。将 PCR 组分放在冰上以完全解冻。这些包括 DNA 模板引物、DNA 聚合酶 10 x 反应缓冲液（含或不含氯化镁）、脱氧核苷酸、无菌水和氯化镁。

如果使用不含氯化镁的缓冲液，则需要氯化镁。将 96 孔板放入冰桶中，作为 0.2 毫升薄壁 PCR 管的支架。现在为工作台配备 PCR 管和瓶盖。

一个 PCR 管架、一个耐乙醇标记和一组微量移液器。始终创建一张试剂表，详细说明与量子无菌蒸馏水的反应混合物，以获得 50 微升的最终体积。例如，使用 5 μL 不含镁的缓冲液、1 μL 10 毫摩尔 DN NTP 和优化的 4.0 mmol 镁。

每 20 微摩尔引物 1 微升，每微升模板 0.5 微升 2 纳克。而 0.5 微升的聚合酶只需要 33 微升的无菌水。如果 10 x 缓冲液中不存在氯化镁，或者需要进行 PCR 优化，则添加氯化镁。

继续用耐乙醇标记物标记每个反应管的 PCR 管。首先，加入计算量的无菌水，然后加入 10 x 缓冲液和 10 毫摩尔 DN NTP。对于该反应，我们用氯化镁进行滴定。

由于镁浓度不是恒定的，因此将氯化镁单独添加到 PCR 管中，并用无菌水将体积标准化至 10 μL，以便向每个 PCR 管中加入 40 μL 的最终预混液。为了完成 50 μL 反应和氯化镁，请继续添加 DNA 模板和引物。最后，在 1.8 mL 微量离心管中，每 50 μL 反应加入 0.5 至 2.5 单位的 DNA 聚合酶。

制备足以容纳对照和移液器转移损失的预混液溶液。将微量移液器设置为总溶液体积的一半左右，并通过移液轻轻混合。对于每个测试样品，将雄辩的预混液放入 PCR 管中。

现在对于不含模板 DNA 的阴性对照，添加所有试剂并使用无菌水补偿缺失的 DNA 体积。然后，对于阳性对照，使用一组模板 DNA 和引物，在与实验 PCR 样品相同的条件下扩增已知片段。PCR 热循环仪可快速加热和冷却反应混合物，从而实现双链体的热诱导变性、引物 DNA 跪在 DNA 模板的正链和负链上以及 PCR 产物的伸长。

循环时间取决于模板的大小和一般公式中 DNA 的 GC 含量。从模板的初始变性开始，然后开始 25 到 35 轮的三步温度循环程序。这些循环的第一步是使 DNA 模板变性。

然后对最佳程序进行编程，将引物跪在引物的表观熔解温度以下约 5 摄氏度，然后进行延伸步骤，将聚合酶带到 DNA 模板并合成 PCR 产物。现在输入循环数。下一个程序。

完成扩增子合成的扩展延伸步骤。最后，包括一个终止步骤，将混合物冷却至 4 摄氏度。如果标准 PCR 条件未产生所需的扩增子，则需要进行 PCR 优化以获得更好的结果。

因此，如果反应第一次不起作用，您需要尝试对反应进行故障排除。因此，首先，您要确保问题不是人为错误。如果您有移液错误，或者如果您忘记在测试中添加试剂，则可能会发生这种情况。

接下来，您可以尝试更改条件的一些严格性，以便更改热循环仪的设置，或者您可以更改镁浓度是另一种替代方法。您也可以尝试在试剂中添加一些添加剂来解决问题。或者，将热启动 PCR 视为一种通用修饰，其中初始变性时间显著增加。

然后使用 AROS 凝胶电泳从 S seia 的基因组 DNA 中分离 GAL 三基因的 PCR，以确定这组试剂的最佳镁离子浓度，注意，预期大小的 PCR 产物。2098 个碱基对从 2.5 毫摩尔的镁浓度开始出现，最佳浓度为 4 毫摩尔，在所需 PCR 产物的不同 DNA 模板扩增上，作为离散条带需要两个毫摩尔镁。降低反应的严格性以有效地达到次优扩增条件会产生非特异性产物的拖尾。

此外，由于反应还原的整体严格性，形成扩增子图标所需的镁离子量较低。因此，在注意变量的同时优化 PCR 可以产生离散的所需产物。观看此视频后，您应该对如何设置和制备聚合酶链式反应有很好的了解。

目标是了解每种 PCR 的变量以及如何纵它们以产生所需的扩增子。