Waiting
Login-Verarbeitung ...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

تقييم الطاقة الحيوية الخلوية في الخلايا الجذعية المكونة للدم للفأر والخلايا السلفية البدائية باستخدام محلل التدفق خارج الخلية

Published: September 24, 2021 doi: 10.3791/63045
Automatic Translation
1, 2, 2,3,4, 1,4,5
1Department of Pathology, University of Michigan, Ann Arbor, 2Department of Internal Medicine, University of Michigan, Ann Arbor, 3Department of Cellular and Developmental Biology, University of Michigan, Ann Arbor, 4Rogel Cancer Center, University of Michigan, Ann Arbor, 5Institute of Gerontology, University of Michigan, Ann Arbor

Summary

تلخص الطريقة المعروضة هنا البروتوكولات المحسنة لتقييم الطاقة الحيوية الخلوية في الخلايا الجذعية المكونة للدم غير الملتصقة بالفئران والخلايا السلفية البدائية (HSPCs) باستخدام محلل التدفق خارج الخلية لقياس معدل التحمض خارج الخلية (ECAR) ومعدل استهلاك الأكسجين (OCR) ل HSPCs في الوقت الفعلي.

Abstract

في ظل الحالة المستقرة ، تظل الخلايا الجذعية المكونة للدم (HSCs) هادئة إلى حد كبير ويعتقد أنها تعتمد في الغالب على تحلل السكر لتلبية احتياجاتها النشطة. ومع ذلك ، في ظل ظروف الإجهاد مثل العدوى أو فقدان الدم ، تصبح HSCs تكاثرية وتنتج بسرعة خلايا السلف في المصب ، والتي بدورها تتمايز بشكل أكبر ، مما يؤدي في النهاية إلى إنتاج خلايا الدم الناضجة. خلال عملية الانتقال والتمايز هذه ، تخرج HSCs من السكون وتخضع بسرعة لتبديل التمثيل الغذائي من تحلل السكر إلى الفسفرة التأكسدية (OxPHOS). يمكن أن تؤثر ظروف الإجهاد المختلفة ، مثل الشيخوخة والسرطان والسكري والسمنة ، سلبا على وظيفة الميتوكوندريا ، وبالتالي يمكن أن تغير إعادة برمجة التمثيل الغذائي والتمايز بين HSCs والأسلاف أثناء تكون الدم. يمكن الحصول على رؤى قيمة حول وظائف تحلل السكر والميتوكوندريا ل HSCs والأسلاف في ظل الظروف العادية وظروف الإجهاد من خلال تقييم معدل التحمض خارج الخلية (ECAR) ومعدل استهلاك الأكسجين (OCR) ، وهما مؤشران على تحلل السكر الخلوي وتنفس الميتوكوندريا ، على التوالي.

هنا ، يتم توفير بروتوكول مفصل لقياس ECAR و OCR في مجموعات الخلايا السلبية المشتقة من نخاع عظم الفأر ، والتي تشمل كلا من الخلايا الجذعية المكونة للدم والخلايا السلفية البدائية (HSPCs) ، باستخدام محلل التدفق خارج الخلية. يصف هذا البروتوكول أساليب عزل الخلايا السلبية النسب من نخاع عظام الفأر ، ويشرح تحسين كثافة بذر الخلايا وتركيزات 2-deoxy-D-glucose (2-DG ، وهو تناظري للجلوكوز يمنع تحلل السكر) والعديد من الأدوية التي تستهدف OxPHOS (oligomycin، FCCP، rotenone، وantimycin A) المستخدمة في هذه المقاييس، ويصف استراتيجيات العلاج من تعاطي المخدرات. يمكن قياس المعلمات الرئيسية للتدفق المحلل للسكر ، مثل تحلل السكر ، والقدرة على تحلل السكر ، واحتياطي تحلل السكر ، ومعلمات OxPHOS ، مثل التنفس القاعدي ، والتنفس الأقصى ، وتسرب البروتون ، وإنتاج ATP ، والقدرة التنفسية الاحتياطية ، وكفاءة الاقتران ، في هذه المقاييس. يسمح هذا البروتوكول بقياسات ECAR و OCR على HSPCs غير الملتصقة ويمكن تعميمه لتحسين ظروف التحليل لأي نوع من خلايا التعليق.

Introduction

تكون الدم هو العملية التي يتم من خلالها تشكيل أنواع مختلفة من خلايا الدم الناضجة ذات الوظائف المتخصصة للغاية من HSCs1. HSCs قادرة على التجديد الذاتي والتمايز في مختلف مجموعات السلف متعددة القدرات والخاصة بالنسب. ينتج هؤلاء الأسلاف في نهاية المطاف خلايا من سلالات اللمفاوية والنخاعية والإريثرويد والخلايا النوية الضخمة. للحفاظ على قدرتها على التجديد الذاتي ، تظل HSCs هادئة إلى حد كبير ، ومثل الخلايا الجذعية الأخرى للأنسجة ، يعتقد أنها تعتمد على تحلل السكر بدلا من الميتوكوندريا OxPHOS لإنتاج ATP 2,3. يؤدي الدخول إلى دورة الخلية إلى تعزيز التنفس و OxPHOS ، مما يؤدي إلى مستويات مرتفعة من أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) ، والتي تضر بصيانة HSC ووظيفتها3. وبالتالي ، قد يؤدي الانقسام المتكرر للخلايا إلى انخفاض قدرة التجديد الذاتي ل HSCs وفي النهاية إلى استنفادها.

في تكون الدم لدى البالغين ، تخضع HSCs في المقام الأول لانقسام الخلايا غير المتماثل ، حيث تحتفظ إحدى الخلايا الابنة بإمكانات HSC وتستمر في الاعتماد على التمثيل الغذائي السكري. تصبح الخلية الابنة الأخرى خلية سلف بدائية تفقد قدرتها على التجديد الذاتي ولكنها تتكاثر وتؤدي في النهاية إلى خلايا مكونة للدم وظيفية متباينة4. عندما تتمايز HSCs لإنتاج أسلاف في اتجاه المصب ، يعتقد أن التحول من تحلل السكر إلى استقلاب الميتوكوندريا يحدث لتوفير الطاقة واللبنات الأساسية اللازمة لدعم هذا الانتقال السريع5 ، كما هو مقترح من الملاحظات التي تفيد بأن HSCs تمتلك كتلة ميتوكوندريا غير نشطة 6,7,8,9 . في المقابل ، فإن نشاط الميتوكوندريا (المشار إليه بمستويات ROS المرتبطة) أعلى بكثير في الأسلاف الملتزمين بالنسب منه في HSCs9،10،11. وبالتالي فإن التغيرات الأيضية التي تحدث خلال الخطوة الأولى من تكون الدم تشير إلى دور مباشر وحاسم للميتوكوندريا في تنظيم مصير HSC.

الميتوكوندريا المختلة وظيفيا الموجودة في ظل ظروف الإجهاد المختلفة ، مثل الشيخوخة والسرطان والسكري والسمنة 12 ، يمكن أن تتداخل مع قدرة التجديد الذاتي HSC ، مما يؤدي إلى اختلال التوازن في تمايز HSC / السلف عن طريق إنتاج كميات زائدة من ROS ، وإضعاف إنتاج ATP ، و / أو عن طريق تغيير عمليات التمثيل الغذائي الأخرى9,12,13 . يمكن أن تؤثر الاضطرابات في التوازن الأيضي في تمايز HSC / السلف بشكل كبير على تكون الدم ، مما قد يساهم في تطور تشوهات الدم13. بالنظر إلى التأثيرات الحرجة لتحلل السكر والميتوكوندريا OxPHOS على جذع HSC والتمايز ، فمن المهم التحقيق في كل من المعلمات الأيضية في ظل الظروف العادية والإجهاد. يمكن الحصول على رؤى قيمة حول وظيفة تحلل السكر والميتوكوندريا ل HSCs والخلايا السلفية من خلال تقييم ECAR و OCR ، وهما مؤشران على تحلل السكر الخلوي وتنفس الميتوكوندريا ، على التوالي.

محلل التدفق خارج الخلية من فرس البحر هو جهاز قوي مجهز بمسبارين لكل بئر لقياس ECAR و OCR في وقت واحد في الخلايا الحية ، وبالتالي يمكن استخدامه لتقييم الطاقة الحيوية الخلوية في الوقت الفعلي ، استجابة لمختلف الركائز أو المثبطات. تحتوي خرطوشة الفحص المستخدمة مع المحلل على منافذ حقن لاستيعاب ما يصل إلى أربعة أدوية للحقن الآلي أثناء الفحص. يظهر مخطط لاختبار إجهاد تحلل السكر النموذجي في الشكل 1A. يبدأ الفحص بقياس ECAR للخلايا ، المحتضنة في وسط اختبار إجهاد تحلل السكر الذي يحتوي على الجلوتامين ولكن ليس الجلوكوز أو البيروفات. هذا يمثل التحمض الذي يحدث بسبب الأنشطة غير المحللة للسكر للخلايا ويتم الإبلاغ عنه على أنه تحمض غير جليكوليتيك. ويتبع ذلك حقن الجلوكوز بتركيز مشبع. عن طريق تحلل السكر ، يتم تحويل الجلوكوز في الخلية إلى بيروفات ، والتي يتم استقلابها بشكل أكبر في السيتوبلازم لإنتاج اللاكتات ، أو في الميتوكوندريا لإنتاج ثاني أكسيد الكربون2 والماء.

يؤدي تحويل الجلوكوز إلى اللاكتات إلى إنتاج صاف وإطلاق لاحق للبروتونات في الوسط خارج الخلية ، مما يؤدي إلى زيادة سريعة في ECAR14,15,16. تم الإبلاغ عن هذا التغيير الذي يحفز الجلوكوز في ECAR على أنه تحلل السكر في ظل الظروف القاعدية. تتكون الحقنة الثانية من oligomycin (مثبط ل ATP synthase ، المعروف أيضا باسم مجمع V17) ، والذي يمنع إنتاج ATP الميتوكوندريا. أثناء تثبيط OxPHOS بوساطة الأوليغومايسين ، تقوم الخلايا بتنظيم تحلل السكر إلى أقصى حد لتلبية متطلباتها النشطة. هذا يسبب زيادة أخرى في ECAR ، مما يكشف عن الحد الأقصى لقدرة تحلل السكر للخلايا. يشار إلى الفرق بين الحد الأقصى لقدرة تحلل السكر وانحلال السكر القاعدي باسم احتياطي تحلل السكر. أخيرا ، يتم حقن 2-DG ، مما يسبب انخفاضا كبيرا في ECAR ، وعادة ما يكون قريبا من مستويات التحمض غير المحلل. 2-DG هو تناظرية الجلوكوز التي ترتبط بشكل تنافسي إلى هيكسوكيناز ، مما يؤدي إلى تثبيط تحلل السكر18. وبالتالي ، فإن الانخفاض الناجم عن 2-DG في ECAR يؤكد أيضا أن تحلل السكر هو في الواقع مصدر ECAR الذي لوحظ بعد حقن الجلوكوز و oligomycin.

يعرض الشكل 1B المخطط لاختبار إجهاد الميتوكوندريا النموذجي. يبدأ الفحص بقياس OCR الأساسي للخلايا ، المحتضنة في وسط اختبار إجهاد الميتوكوندريا الذي يحتوي على الجلوكوز والجلوتامين والبيروفات. بعد قياسات التعرف الضوئي على الحروف القاعدية، يتم حقن الأوليغوميسين في هذا الفحص، الذي يمنع V المعقد، وبالتالي يقلل من تدفق الإلكترون عبر سلسلة نقل الإلكترون (ETC)17. وبالتالي ، يتم تقليل OCR استجابة لحقن oligomycin ، ويرتبط هذا الانخفاض في OCR بإنتاج ATP الميتوكوندريا. يتكون الحقن الثاني من سيانيد الكربونيل -4 (ثلاثي فلورو ميثوكسي) فينيل هيدرازون (FCCP) ، وهو بروتونوفور ومفكك من الميتوكوندريا OxPHOS17. ينهار FCCP تدرج بروتون الميتوكوندريا عن طريق السماح بتدفق البروتونات عبر الغشاء الداخلي للميتوكوندريا. بسبب حقن FCCP ، يتم تقليل تدفق الإلكترون عبر ETC ، ويستهلك IV المعقد الأكسجين عند المستوى الأقصى. يشار إلى الفرق بين الحد الأقصى من التعرف الضوئي على الحروف والتعرف الضوئي على الحروف القاعدي باسم القدرة التنفسية الاحتياطية ، وهو مقياس لقدرة الخلية على الاستجابة لزيادة الطلب على الطاقة في ظل ظروف الإجهاد. أخيرا ، يتم حقن خليط من اثنين من مثبطات ETC (الروتينون ، مثبط I المعقد ، ومضاد المايسين A ، مثبط III المعقد17) ، مما يؤدي إلى إيقاف تدفق الإلكترون تماما ، وينخفض OCR إلى مستوى منخفض. OCR يقاس بعد الروتينون ومضاد المايسين يتوافق حقن A مع OCR غير الميتوكوندريا مدفوعة بعمليات أخرى داخل الخلايا. يتيح التعرف الضوئي على الحروف غير الميتوكوندريا حساب التنفس القاعدي وتسرب البروتون والتنفس الأقصى.

يمثل التنفس القاعدي الفرق بين OCR الأساسي و OCR غير الميتوكوندريا. يشير تسرب البروتون إلى الفرق بين التعرف الضوئي على الحروف بعد حقن الأوليغوميسين والتعرف الضوئي على الحروف غير الميتوكوندريا. يمثل التنفس الأقصى الفرق بين التعرف الضوئي على الحروف بعد حقن FCCP والتعرف الضوئي على الحروف غير الميتوكوندريا. يتم حساب كفاءة الاقتران كنسبة مئوية من معدل إنتاج ATP إلى معدل التنفس القاعدي. توفر ورقة الطريقة هذه بروتوكولا مفصلا لقياس ECAR و OCR في HSPCs سالبة النسب باستخدام محلل التدفق خارج الخلية Seahorse XFe96. يصف هذا البروتوكول أساليب عزل HSPCs السلبية لسلالة الفئران ، ويشرح تحسين كثافة بذر الخلايا وتركيزات الأدوية المختلفة المستخدمة في اختبارات التدفق خارج الخلية ، ويصف استراتيجيات العلاج من تعاطي المخدرات.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

تمت الموافقة على جميع التجارب على الحيوانات الفقارية وتنفيذها وفقا للوائح لجنة جامعة ميشيغان المعنية باستخدام الحيوانات ورعايتها.

1. قبل يوم من الفحص (الوقت الإجمالي: ~ 10 دقائق)

  1. ترطيب خرطوشة المستشعر (وقت الخطوة: ~ 10 دقائق)
    1. افتح مجموعة مقايسة التدفق خارج الخلية وقم بإزالة خرطوشة المستشعر ومجموعة لوحات المرافق. احفظ شقق دليل التحميل لاستخدامها في اليوم التالي.
    2. افصل خرطوشة المستشعر يدويا (الجزء الأخضر العلوي مع الغطاء) عن لوحة الأداة المساعدة (اللوحة الدقيقة السفلية ذات ال 96 بئرا) وضعها رأسا على عقب بجوار لوحة الأداة المساعدة.
    3. باستخدام ماصة متعددة القنوات ، املأ كل بئر من لوحة المرافق ب 200 ميكرولتر من المعايرة ، المضمنة في مجموعة فحص التدفق.
    4. ضع خرطوشة المستشعر مرة أخرى على لوحة الأداة المساعدة، مع التأكد من غمر المستشعرات بالكامل في المعايرة.
    5. ضع خرطوشة المستشعر المجمعة ولوحة المرافق مع العيار في حاضنة غير CO2 37 °C بين عشية وضحاها. لمنع تبخر العيار ، تأكد من ترطيب الحاضنة بشكل صحيح. إذا كنت تستخدم حاضنة فرن عادية لحضانات غير CO2 37 °C ، ضع دورقا مفتوحا يحتوي على الماء داخل الحاضنة لترطيبه. إذا كان ذلك متاحا، استخدم محطة إعداد XF لجميع الحضانات غير CO2 37 °C.
      ملاحظة: بدلا من ذلك، يمكن ترطيب خرطوشة المستشعر بين عشية وضحاها باستخدام 200 ميكرولتر لكل بئر من الماء المعقم فائق النقاء في حاضنة غير CO2 37 °C. استبدل الماء ب 200 ميكرولتر لكل بئر من عيار 37 درجة مئوية ، قبل 45-60 دقيقة على الأقل من تحميل منافذ الحقن في يوم الفحص.

2. يوم الفحص (الوقت الإجمالي: ~ 9 ساعة 30 دقيقة)

ملاحظة: يتضمن إجمالي الوقت المشار إليه أعلاه المدد التراكمية للخطوات 2.1-2.4 بالإضافة إلى الخطوة 2.5 أو الخطوة 2.6.

  1. تحضير الألواح الدقيقة المغلفة بمادة لاصقة للخلايا (وقت الخطوة: ~ 1 ساعة و 30 دقيقة)
    ملاحظة: نفذ جميع الخطوات في خزانة السلامة الأحيائية.
    1. قم بإعداد 2.5 مل من محلول لاصق الخلية (22.4 ميكروغرام / مل ، انظر جدول المواد) لكل صفيحة دقيقة لزراعة الخلايا 96 بئرا عن طريق إذابة 56 ميكروغرام من المادة اللاصقة للخلية في حجم مناسب من بيكربونات الصوديوم المعقمة بالمرشح 0.1 م (الرقم الهيدروجيني 8.0) وإضافة هيدروكسيد الصوديوم 1 N على الفور إلى نصف حجم مخزون لاصق الخلية المستخدم. دوامة أو ماصة صعودا وهبوطا للخلط.
    2. افتح الصفيحة الدقيقة لزراعة الخلايا المكونة من 96 بئرا (المضمنة في مجموعة فحص التدفق) وقم بتوزيع 25 ميكرولتر من محلول لاصق الخلية المحضر في أسفل كل بئر. قم بتغطية الصفيحة الدقيقة بالغطاء واحتضنها لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة الغرفة داخل الغطاء.
    3. بعد الحضانة ، قم بإزالة والتخلص من محلول لاصق الخلايا الزائد باستخدام ماصة متعددة القنوات أو شفاط ، واغسل كل بئر مرتين ب 200 ميكرولتر من الماء فائق النقاء المعقم. جفف اللوحة في الهواء ، مع إزالة الغطاء ، داخل الغطاء لمدة 30-45 دقيقة.
      ملاحظة: يمكن تخزين الصفائح الدقيقة لزراعة الخلايا المغلفة بالخلايا اللاصقة لمدة تصل إلى أسبوع واحد عند 4 درجات مئوية. يجب السماح للألواح الدقيقة المطلية مسبقا المخزنة عند 4 درجات مئوية بالدفء إلى درجة حرارة الغرفة داخل الغطاء قبل بذر الخلايا.
  2. إعداد وسائط الفحص (وقت الخطوة: ~ 30 دقيقة)
    1. إعداد اختبار إجهاد تحلل السكر متوسط الفحص
      1. تكملة 100 مل من الوسط الأساسي (انظر جدول المواد) مع 1 مل من 200 مللي متر L-الجلوتامين.
        ملاحظة: تركيز L-glutamine النهائي في وسط الفحص هو 2 mM.
      2. قم بتسخين L-glutamine المكمل بحرارة متوسطة إلى 37 درجة مئوية في حمام مائي.
      3. اضبط الرقم الهيدروجيني للوسط الدافئ إلى 7.4 مع 1 N NaOH.
      4. قم بتعقيم الوسط بمرشح 0.2 ميكرومتر واحتفظ به عند 37 درجة مئوية حتى يصبح جاهزا للاستخدام.
    2. إعداد اختبار إجهاد الميتوكوندريا متوسط الفحص
      1. تكملة 100 مل من الوسط الأساسي مع 0.45 غرام من الجلوكوز ، 1 مل من 200 مللي متر L-الجلوتامين ، و 1 مل من 100 مللي متر بيروفات الصوديوم.
        ملاحظة: يحتوي وسط الفحص النهائي على 25 ملليمتر جلوكوز و 2 ملليمتر إل-جلوتامين و 1 ملليمتر بيروفات الصوديوم.
      2. الجلوكوز الدافئ ، L-الجلوتامين ، ومكملات بيروفات الصوديوم متوسطة إلى 37 درجة مئوية في حمام مائي.
      3. اضبط الرقم الهيدروجيني للوسط الدافئ إلى 7.4 مع 1 N NaOH.
      4. قم بتصفية التعقيم المتوسط باستخدام فلتر 0.2 ميكرومتر واحفظه عند 37 درجة مئوية حتى يصبح جاهزا للاستخدام.
  3. حصاد HSPCs سلالة الماوس السلبية (وقت الخطوة: ~ 3 ساعة)
    1. قم بإعداد المخزن المؤقت للفحص عن طريق استكمال محلول الملح المتوازن من هانك بمصل بقري جنيني بنسبة 4٪. قم بإعداد مخزن مؤقت للتخصيب 1x عن طريق تخفيف مخزون 5x بالماء المقطر المعقم. احتفظ بكلا العازلين على الثلج حتى الاستخدام.
    2. القتل الرحيم للفئران إنسانيا باستخدام ثاني أكسيد الكربون2 يليه خلع عنق الرحم وإزالة الأطراف الخلفية بالمقص. قم بإزالة جميع الأنسجة بعناية من العظام ، وقطع الأطراف من جانبي عظم الفخذ والساق باستخدام المقص. اطرد خلايا نخاع العظم من عظم الفخذ والساق باستخدام المخزن المؤقت للفحص. مرر الخلايا المتدفقة من خلال مرشح معقم 70 ميكرومتر ، وقم بالطرد المركزي للترشيح عند 200 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية ، وتخلص من السوبرناتان.
    3. قم بتحليل خلايا الدم الحمراء عن طريق تعليق حبيبات الخلايا في 500 ميكرولتر من المخزن المؤقت ACK (150 mM NH4Cl ، 10 mM KHCO3 ، 0.1 mM EDTA ، الرقم الهيدروجيني 7.2). بعد التحلل لمدة دقيقة واحدة على الجليد ، اغسل العينات بإضافة 1 مل من المخزن المؤقت للفحص وأجهزة الطرد المركزي عند 200 × جم لمدة 5 دقائق عند 4 درجات مئوية. تخلص من السوبرناتانت.
    4. بعد الغسيل ، احتضن العينات بمزيج من الأجسام المضادة البيوتينيل الموجهة ضد CD2 (تخفيف 1:200) ، CD3 (تخفيف 1:200) ، CD5 (تخفيف 1:200) ، CD8 (تخفيف 1:200) ، Ter-119 (تخفيف 1:200) ، B220 (تخفيف 1:200) ، و Gr-1 (تخفيف 1:800) لمدة 45 دقيقة على الجليد في حجم إجمالي قدره 500 ميكرولتر من المخزن المؤقت للمقايسة.
    5. اغسل العينات ب 1 مل من المخزن المؤقت للفحص باستخدام الطرد المركزي على النحو الوارد أعلاه.
    6. اغسل العينات باستخدام 1 مل من مخزن التخصيب العازل 1x مع الطرد المركزي على النحو الوارد أعلاه.
    7. احتضن العينات ب 20 ميكرولتر من حبات الستربتافيدين النانوية و 100 ميكرولتر من مخزن التخصيب العازل 1x على الجليد لمدة 15 دقيقة.
    8. اغسل العينات باستخدام 1 مل من مخزن التخصيب العازل 1x مع الطرد المركزي على النحو الوارد أعلاه.
    9. أعد تعليق العينات في 2.5 مل من مخزن التخصيب المخزن المؤقت 1x. ضعها على مغناطيس فصل لمدة 5 دقائق. جمع supernatants بشكل منفصل في أنابيب مخروطية 15 مل.
    10. أعد تعليق العينات المنفصلة مغناطيسيا في مخزن مؤقت إضافي للتخصيب 1x سعة 2.5 مل ، وضعها مرة أخرى على مغناطيس الفصل لمدة 5 دقائق. جمع ودمج supernatants إلى المجموعات السابقة في أنابيب مخروطية 15 مل من الخطوة 2.3.9.
      ملاحظة: تحتوي المواد الفائقة على كسور الخلايا سالبة النسب.
    11. الطرد المركزي للأنابيب المخروطية سعة 15 مل التي تحتوي على الخلايا المختارة سلبا لمدة 5 دقائق عند 200 × جم عند 4 درجات مئوية.
    12. أعد تعليق كريات الخلايا في 1 مل من المخزن المؤقت للفحص وقم بحساب رقم الخلية باستخدام التربان الأزرق يدويا أو عبر عداد خلية آلي مثل الكونتيسة 3.
      ملاحظة: باتباع النهج الموصوف أعلاه ، يجب تنقية ~ 6 × 106 HSPCs سلبية النسب بسهولة من الأطراف الخلفية لفأر واحد. إذا تم تحضير الكواشف ، مثل المخزن المؤقت للمقايسة ، ومخزن التخصيب 1x ، وكوكتيل الأجسام المضادة الخاصة بالسلالة ، في اليوم السابق للتجربة ، فإن الأمر يستغرق حوالي 2.5-3 ساعات لإثراء HSPCs من 4 فئران. سيستغرق الأمر 10 دقائق إضافية لكل ماوس يتجاوز هذا الرقم.
  4. خلايا البذر في الصفائح الدقيقة المغلفة بمادة لاصقة للخلايا (وقت الخطوة: ~ 1 ساعة)
    1. خلايا الطرد المركزي من الخطوة 2.3.12 عند 200 × جم لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة.
    2. قم بإزالة السوبرناتانت وإعادة تعليق بيليه الخلية في وسط الفحص المناسب (وسط اختبار إجهاد تحلل السكر أو وسط اختبار إجهاد الميتوكوندريا). جهاز طرد مركزي عند 200 × جم لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة.
    3. كرر الخطوة 2.4.2. قم بإزالة supernatant وإعادة تعليق الخلايا في وسط الفحص الدافئ المناسب بتركيز 2.5 × 10 5 خلايا لكل 50 ميكرولتر أو5 × 106 لكل مل.
    4. ماصة 50 ميكرولتر من تعليق الخلية على طول جانب كل بئر من microplate المغلفة بالمادة اللاصقة الخلوية المغلفة بطبقة 96 بئرا في درجة حرارة الغرفة. ماصة 50 ميكرولتر من وسط الفحص في آبار قياس خلفية الزاوية. استخدم ماصة متعددة القنوات لطلاء الخلايا لضمان الاتساق.
    5. قم بإنشاء صفيحة توازن أجهزة الطرد المركزي عن طريق إضافة 50 ميكرولتر من الماء لكل بئر من صفيحة صغيرة غير مغلفة من 96 بئرا لزراعة الخلايا.
    6. الطرد المركزي للخلايا في اللوحة عند 200 × غرام لمدة 1 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. لا تستخدم الفرامل. انقل اللوحة إلى حاضنة غير CO2 37 °C لمدة 25-30 دقيقة لضمان توصيل الخلايا بالكامل. تأكد بصريا تحت المجهر من أن الخلايا ملتصقة بثبات بسطح الصفيحة الدقيقة.
      ملاحظة: نظرا لأن حوالي 6 × 106 يمكن حصاد HSPCs سلبية النسب من الأطراف الخلفية لفأر واحد ، هناك حاجة إلى HSPCs معزولة من 4 فئران (~ 2.4 × 107 خلايا) لملء لوحة كاملة من 96 بئرا إذا كان الهدف هو فحص تدخلات متعددة خارج الجسم الحي بالتوازي. ومع ذلك ، إذا كان الهدف هو التحقيق في تأثير تغيير جيني أو تدخل على المعلمات الأيضية ل HSPCs في الجسم الحي ، فيمكن تحليل HSPCs المعزولة من أزواج متعددة من فئران التحكم والاختبار في نسخ متماثلة تقنية متعددة بالتوازي باستخدام لوحة واحدة.
  5. إجراء اختبار إجهاد تحلل السكر باستخدام محلل التدفق خارج الخلية (وقت الخطوة: ~ 3 ساعات و 30 دقيقة)
    1. تحميل خرطوشة المستشعر مع مركبات الحقن
      1. تحضير 100 مللي متر الجلوكوز ، 20 ميكرومتر أوليغوميسين ، و 500 متر 2-DG حلول في وسط اختبار إجهاد تحلل السكر قبل الاحترار (درجة الحموضة 7.4).
        ملاحظة: يتم تصنيع جميع المحاليل المركبة عن طريق الحقن بتركيز 10x. تركيزات الآبار النهائية هي 10 mM للجلوكوز ، و 2 μM ل oligomycin، و 50 mM ل 2-DG (انظر الجدول 1).
      2. قم بإزالة خرطوشة المستشعر المائي من الحاضنة غير CO2 37 °C من الخطوة 1.1.5. قم بإزالة فقاعات الهواء من المعايرة الموجودة في لوحة الأداة المساعدة عن طريق رفع خرطوشة المستشعر من المعايرة واستبدالها بنفس لوحة الأداة المساعدة بالمعايرة.
      3. ضع دليل تحميل A/D مسطحا (مضمنا في مجموعة مقايسة التدفق خارج الخلية) في الجزء العلوي من خرطوشة المستشعر، وقم بتوجيهه بحيث يكون الحرف "A" موجودا في الزاوية العلوية اليسرى لضمان توفر المنافذ A فقط للتحميل. باستخدام ماصة متعددة القنوات ، قم بتوزيع 20 ميكرولتر من محلول الجلوكوز 100 mM في المنافذ A.
      4. استبدل دليل التحميل A/D المسطح بدليل تحميل B/C مسطحا، مع التوجيه بحيث يكون الحرف "B" موجودا في الزاوية العلوية اليسرى لضمان توفر المنافذ B فقط للتحميل. باستخدام ماصة متعددة القنوات ، قم بتوزيع 22 ميكرولتر من محلول oligomycin 20 μM في المنافذ B.
      5. أعد توجيه دليل تحميل B/C بشكل مسطح لتحديد موقع الحرف "C" في الزاوية العلوية اليسرى لمنافذ التحميل C. باستخدام ماصة متعددة القنوات، قم بتوزيع 25 ميكرولتر من محلول 500 mM 2-DG في المنافذ C.
      6. قم بإزالة شقق دليل التحميل والتخلص منها.
        ملاحظة: من المهم أن يتم تحميل كل سلسلة منافذ من جميع الآبار البالغ عددها 96 بئرا، بما في ذلك آبار الآبار الخلفية، بالكامل بنفس حجم مركب الحقن.
    2. إنشاء القوالب ومعايرتها وقياساتها
      1. إنشاء أو تحميل القالب لاختبار إجهاد تحلل السكر على وحدة التحكم. أدخل التفاصيل المتعلقة باستراتيجيات الحقن وظروف العلاج وأنواع الخلايا، واضغط على إنشاء مجموعات. انتقل إلى خريطة اللوحة وقم بتعيين آبار لكل مجموعة ليتم تحليلها. قم بتعيين 4 آبار زاوية لقياسات الخلفية.
      2. في البروتوكول، تأكد من التحقق من المعايرة والتوازن في خطوة التهيئة .
      3. بالنسبة للقياس الأساسي والقياسات بعد كل حقنة (الجلوكوز ، الأوليغومايسين ، و 2-DG) ، اضبط عدد دورات القياس على 3 و Mix - Wait - Measure Times إلى 3 min - 0 min - 3 min (انظر الجدول 2).
      4. قم بإزالة الغطاء من خرطوشة المستشعر المحملة والمائية المحملة بالمركبات والمغمورة في العيار الموجود في لوحة المرافق. ضعه على صينية العمل الخاصة بمحلل التدفق خارج الخلية وابدأ التشغيل.
        ملاحظة: الخطوة الأولى هي المعايرة، والتي تستغرق عادة حوالي 20 دقيقة.
      5. أخرج الصفيحة الدقيقة التي تحتوي على الخلايا من الحاضنة غير CO 2 37 °C من الخطوة 2.4.6 بعد انتهاء 25-30 دقيقة من الحضانة. دون إزعاج الخلايا ، أضف ببطء 130 ميكرولتر من متوسط اختبار إجهاد تحلل السكر المسخن مسبقا (الرقم الهيدروجيني 7.4) لكل بئر لتكوين الحجم المتوسط في كل بئر إلى 180 ميكرولتر وإعادة اللوحة إلى حاضنة غير CO2 37 °C لمدة 15-20 دقيقة إضافية.
        ملاحظة: يفضل أن يكون إجمالي وقت الحضانة 45-60 دقيقة بعد الطرد المركزي.
      6. بعد انتهاء المعايرة ، استبدل لوحة الأداة المساعدة بلوحة الفحص الدقيقة (بدون غطاء) التي تحتوي على الخلايا. اضغط على لوحة خلية التحميل لبدء القياسات ، والتي ستستغرق ~ 1.5 ساعة لإكمال الفحص.
      7. بعد انتهاء القياسات ، قم بجمع صفيحة الفحص الدقيقة التي تحتوي على الخلايا وإزالة وسط الفحص دون إزعاج الخلايا. اغسل مرة واحدة بلطف مع 250 ميكرولتر من 1x محلول ملحي مخزن بالفوسفات دون إزاحة الخلايا.
      8. أضف 10 ميكرولتر من المخزن المؤقت لتحلل RIPA (50 mM Tris-HCl ، الرقم الهيدروجيني 7.4 ، 1٪ NP-40 ، 0.5 ٪ Na deoxycholate ، 0.1٪ dodecylsulfate الصوديوم ، 150 mM NaCl ، 2 mM EDTA ، 50 mM NaF) ، مع كوكتيل مثبط للبروتياز 1x ، إلى كل بئر وتحريك اللوحة على شاكر لمدة 10 دقائق. تجميد اللوحة بأكملها في -80 درجة مئوية.
      9. قم بإذابة اللوحة، وقم بإجراء فحص قياس البروتين لتطبيع البيانات باتباع تعليمات الشركة المصنعة.
      10. استرداد وتحليل البيانات. افتح ملف البيانات باستخدام برنامج Wave Desktop Software. انقر فوق تطبيع ولصق قيم التطبيع لكل بئر. انقر فوق تطبيق لتطبيع البيانات. انقر فوق تصدير وحدد مولد تقرير اختبار إجهاد تحلل السكر لتصدير البيانات التي تم تحليلها إلى مولد تقرير. بدلا من ذلك، قم بتصدير البيانات إلى تطبيق خارجي.
        ملاحظة: بدلا من ذلك، يمكن استخدام إجمالي محتوى الحمض النووي النووي في كل بئر لتطبيع البيانات. يمكن استخدام صبغة الفلورسنت ، مثل CyQuant التي ترتبط بالحمض النووي ، لتقييم إجمالي محتوى الحمض النووي النووي لكل بئر.
  6. إجراء اختبار إجهاد الميتوكوندريا باستخدام محلل التدفق خارج الخلية (وقت الخطوة: ~ 3 ساعات و 30 دقيقة)
    1. تحميل خرطوشة المستشعر مع مركبات الحقن
      1. تحضير 20 ميكرومتر أوليغومايسين ، 20 ميكرومتر FCCP ، و 5 ميكرومتر روتينون + 5 ميكرومتر مضاد للمايسين A حلول في وسط اختبار إجهاد الميتوكوندريا قبل السخونة (درجة الحموضة 7.4).
        ملاحظة: يتم تصنيع جميع المحاليل المركبة عن طريق الحقن بتركيز 10x. وتركيزات الآبار النهائية هي 2 ميكرومتر للأوليغومايسين، و2 ميكرومتر ل FCCP، و 0.5 ميكرومتر لكل من الروتينون ومضاد المايسين A (انظر الجدول 3).
      2. قم بإزالة خرطوشة المستشعر المائي من الحاضنة التي تبلغ درجة حرارتها 37 درجة مئوية من الخطوة 1.1.5 وقم بإزالة فقاعات الهواء كما هو موضح سابقا في الخطوة 2.5.1.2.
      3. باتباع الخطوات من 2.5.1.3 إلى 2.5.1.6 ، قم بتوزيع 20 ميكرولتر من 20 ميكرومتر أوليغومايسين في المنافذ A ، و 22 ميكرولتر من 20 ميكرومتر FCCP في المنافذ B ، و 25 ميكرولتر من خليط من 5 ميكرومتر من الروتينون و 5 ميكرومتر مضاد للمايسين A في المنافذ C.
        ملاحظة: من المهم أن يتم تحميل كل سلسلة منافذ من جميع الآبار البالغ عددها 96 بئرا، بما في ذلك آبار الخلفية، بالكامل بنفس الحجم من مركب الحقن.
    2. إنشاء القوالب ومعايرتها وقياساتها
      1. إنشاء أو تحميل القالب لاختبار إجهاد الميتوكوندريا على وحدة التحكم. أدخل التفاصيل المتعلقة باستراتيجيات الحقن وظروف العلاج وأنواع الخلايا، واضغط على إنشاء مجموعات. انتقل إلى خريطة اللوحة وقم بتعيين آبار لكل مجموعة ليتم تحليلها. قم بتعيين 4 آبار زاوية لقياسات الخلفية.
      2. في البروتوكول، تأكد من التحقق من المعايرة والتوازن في خطوة التهيئة.
      3. بالنسبة للقياس الأساسي والقياسات بعد كل حقنة (oligomycin، FCCP، و rotenone + antimycin A)، اضبط عدد دورات القياس على 3 و Mix - Wait - Measure Times to 3 min - 0 min - 3 min (انظر الجدول 4).
      4. ابدأ التشغيل لإجراء المعايرة كما في الخطوة 2.5.2.4.
      5. أضف 130 ميكرولتر من متوسط اختبار إجهاد الميتوكوندريا المسخن مسبقا (الرقم الهيدروجيني 7.4) لكل بئر وكذلك في الخطوة 2.5.2.5.
      6. بدء القياسات. استرداد البيانات وتحليلها كما في الخطوات من 2.5.2.6 إلى 2.5.2.10. تصدير البيانات التي تم تحليلها إلى مولد تقرير اختبار إجهاد الميتوكوندريا أو تطبيق خارجي.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

باستخدام هذا البروتوكول ، تم تحسين عدد الخلايا وتركيزات الأدوية المختلفة التي تستهدف OxPHOS (المستخدمة في اختبارات التدفق خارج الخلية) لقياس ECAR و OCR من HSPCs المعزولة من الفئران C57BL / 6 البالغة من العمر 24 أسبوعا. أولا ، تم إجراء اختبار إجهاد تحلل السكر لتحسين عدد الخلايا وتركيز oligomycin. تم استخدام عدد متفاوت من HSPCs لكل بئر يتراوح بين 5 × 104 إلى 2.5 × 105 في هذا الفحص. كما هو موضح في الشكل 2A والشكل 2C ، يرتفع معدل التحمض غير المحلل للسكر مع زيادة عدد الخلايا من 5 × 104 إلى 2.5 × 10 5 ولكنه يزيد فقط بشكل طفيف بين 2 × 10 5 إلى 2.5 × 10 5 خلايا. كما هو متوقع ، فإن حقن الجلوكوز 10 mM يحفز تحلل السكر في جميع أعداد الخلايا ، مع زيادة قصوى في ECAR لوحظت عند 2.5 × 105 خلايا لكل بئر. ومع ذلك ، فإن حقن 2 ميكرومتر من oligomycin لا يزيد من ECAR ، كما هو متوقع بخلاف ذلك. أدى استخدام 1 ميكرومتر أوليغوميسين إلى نتائج مماثلة (غير معروضة). يمكن تفسير هذه النتائج للإشارة إلى أن تركيزات الأوليغوميسين هذه لم تكن مثالية في هذه الفحوصات.

ومع ذلك ، تظهر بيانات التعرف الضوئي على الحروف التي تم الحصول عليها في نفس المجموعة من اختبارات إجهاد تحلل السكر أن كلا من تركيزات الأوليغوميسين المختبرة (1 ميكرومتر و 2 ميكرومتر) كانت فعالة بالفعل ، كما هو موضح في الانخفاض الكبير في التعرف الضوئي على الحروف بعد حقن الأوليغوميسين بسبب تثبيط V المعقد (انظر الشكل 2B ل 2 ميكرومتر أوليغوميسين ؛ لم يظهر ل 1 ميكرومتر أوليغومايسين). في كل من تركيزات oligomycin التي تم اختبارها ، لوحظت انخفاضات قصوى في OCR عند 2.5 × 105 خلايا لكل بئر. وأخيرا ، أدى حقن 50 mM 2-DG إلى انخفاض كبير في ECAR ، مما يعني أن تحلل السكر هو مصدر ECAR الذي لوحظ في هذه التجارب. إذا أخذنا معا ، يمكن استنتاج أن HSPCs تحقق أقصى قدر من تحلل السكر بعد حقن الجلوكوز في هذه الفحوصات ، وأنها تمتلك احتياطيا ضئيلا أو معدوما من تحلل السكر. هذا يشير إلى أنه ، مثل HSCs المنقى ، تعتمد HSPCs السلبية للنسب ، والتي تشمل جزء HSC المستخدم في هذا الفحص ، أيضا في الغالب على تحلل السكر لإنتاج ATP الخاص بها. في الخلايا ذات معدل تحلل السكر المرتفع ، قد لا تكون هناك زيادة كبيرة في الطلب على ATP على تثبيط إنتاج ATP بوساطة oligomycin. يمكن للخلايا بسهولة إدارة فقدان الميتوكوندريا ATP دون مزيد من تنظيم تحلل السكر19. تم حساب معلمات اختبار إجهاد تحلل السكر - التحمض غير المحلل للسكر ، وتحلل السكر ، والقدرة على تحلل السكر ، واحتياطي تحلل السكر كما هو موضح في الشكل 2C - كما هو موضح سابقا في أقسام المقدمة والبروتوكول. بناء على هذه البيانات ، تم اختيار 2.5 × 105 خلايا لكل بئر و 2 ميكرومتر من oligomycin لمزيد من الدراسات.

تم استخدام اختبار إجهاد الميتوكوندريا لتحسين تركيز FCCP. في هذا الفحص ، تم استخدام 2.5 × 105 HSPCs لكل بئر ، كما تم تحسينه سابقا عبر اختبار إجهاد تحلل السكر. كما هو موضح في الشكل 3A ، يبدأ الفحص بقياس OCR الأساسي متبوعا بحقن oligomycin 2 μM ، مما يتسبب في انخفاض كبير في OCR عن طريق تثبيط V المعقد. بعد قياسات OCR بعد حقن الأوليغوميسين ، تم حقن FCCP بتركيزات مختلفة: 0.5 ميكرومتر ، 1 ميكرومتر ، 1.5 ميكرومتر ، و 2 ميكرومتر. كما هو موضح سابقا ، يعكس FCCP القمع الناجم عن الأوليغومايسين لتدفق الإلكترون عبر ETC عن طريق فصل نقل البروتون من OxPHOS ويجبر المركب IV على استهلاك الأكسجين إلى أقصى حد. كما هو موضح في الشكل 3A ، يحفز FCCP OCR في HSPCs بطريقة تعتمد على الجرعة مع زيادة قصوى في OCR لوحظت عند 2 ميكرومتر من FCCP. وأخيرا ، تم حقن خليط من 0.5 ميكرومتر روتينون و 0.5 ميكرومتر مضاد للمايسين A ، مما يؤدي إلى إيقاف تدفق الإلكترون تماما عبر ETC ، وينخفض OCR إلى الحد الأدنى من مستواه. OCR يقاس بعد الروتينون ومضاد المايسين A حقن يتوافق مع استهلاك الأكسجين غير الميتوكوندريا. تم حساب معلمات اختبار إجهاد الميتوكوندريا الأخرى - التنفس القاعدي ، والتنفس الأقصى ، وتسرب البروتون ، وإنتاج ATP ، والقدرة التنفسية الاحتياطية ، وكفاءة الاقتران كما هو موضح في الشكل 3B - كما هو موضح سابقا في أقسام المقدمة والبروتوكول. وأخيرا ، تم اختيار 2 ميكرومتر من FCCP لمزيد من الدراسات.

Figure 1
الشكل 1: التمثيل التخطيطي لتقييم وظيفة تحلل السكر وتنفس الميتوكوندريا باستخدام محلل التدفق خارج الخلية. يتم عرض تسلسل وتوقيت الحقن لمختلف المركبات المستجيبة المستخدمة في اختبار الإجهاد المحلل للسكر (A) واختبار إجهاد الميتوكوندريا (B). (أ) يتم تحديد معلمات تحلل السكر ، تحلل السكر ، القدرة على تحلل السكر ، احتياطي تحلل السكر ، والتحمض غير المحلل للسكر ، و (ب) معلمات وظيفة الميتوكوندريا ، والتنفس القاعدي ، والتنفس المرتبط ب ATP ، والتنفس الأقصى ، واستهلاك الأكسجين غير الميتوكوندريا ، وتسرب البروتون ، والقدرة التنفسية الاحتياطية. الاختصارات: ECAR = معدل التحمض خارج الخلية. 2-DG = 2-deoxy-D-glucose. OCR = معدل استهلاك الأكسجين; FCCP = سيانيد الكربونيل-4 (ثلاثي فلورو ميثوكسي) فينيل هيرازون; تعفن. = روتينون. مضاد. A = antimycin A. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 2
الشكل 2: تقييم وظيفة تحلل السكر في HSPCs الماوس. تم إجراء اختبار إجهاد تحلل السكر لقياس (أ) معدلات التحمض خارج الخلية (ECAR ، mpH / min) و (B) معدلات استهلاك الأكسجين (OCR ، pmol / min) من HSPCs المعزولة من الفئران C57BL / 6 البالغة من العمر 24 أسبوعا. في بعض الأحيان المشار إليها ، تم حقن الجلوكوز (10 ملليمتر) ، oligomycin (2 ميكرومتر) ، و 2-DG (50 mM). (ج) يتم حساب ECAR على أنه تحمض غير محلل للسكري ، وتحلل السكر ، وقدرة تحلل السكر ، واحتياطي تحلل السكر لكل 5 × 104 ، و 1 × 10 5 ، و 1.5 × 10 5 ، و 2 × 10 5 ، و 2.5 × 10 5 HSPCs / well. يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SEM ، n = 4. الاختصارات: HSPCs = الخلايا الجذعية المكونة للدم والخلايا السلفية البدائية. ECAR = معدل التحمض خارج الخلية. 2-DG = 2-deoxy-D-glucose. OCR = معدل استهلاك الأكسجين. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

Figure 3
الشكل 3: تقييم التنفس الميتوكوندريا في HSPCs الفأر. تم إجراء اختبار إجهاد الميتوكوندريا لقياس (أ) معدلات استهلاك الأكسجين (pmol / min) من HSPCs المعزولة من الفئران C57BL / 6 البالغة من العمر 24 أسبوعا. في بعض الأحيان المشار إليها ، تم حقن oligomycin (2 μM) ، FCCP (0.5 μM ، 1 μM ، 1.5 μM ، 2 μM) ، و rotenone و antimycin A (Rot. / AA ، 0.5 μM لكل منهما). (ب) يتم حساب التعرف الضوئي على الحروف على أنه استهلاك الأكسجين غير الميتوكوندريا ، والتنفس القاعدي ، وتسرب البروتون ، والتنفس الأقصى (لكل 0.5 ميكرومتر ، و 1 ميكرومتر ، و 1.5 ميكرومتر ، و 2 ميكرومتر FCCP) ، وإنتاج ATP ، والقدرة التنفسية الاحتياطية (لكل 0.5 ميكرومتر ، و 1 ميكرومتر ، و 1.5 ميكرومتر ، و 2 ميكرومتر FCCP) ، وكفاءة الاقتران لكل 2.5 × 105 HSPCs / بئر. يتم تقديم البيانات كمتوسط ± SEM ، n = 4. الاختصارات: HSPCs = الخلايا الجذعية المكونة للدم والخلايا السلفية البدائية. OCR = معدل استهلاك الأكسجين; FCCP = سيانيد الكربونيل-4 (ثلاثي فلورو ميثوكسي) فينيل هيرازون; تعفن. = روتينون. AA = antimycin A. يرجى النقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.

منفذ الحقن حجم المنفذ مركب الحقن (10x مركز) التركيز المركب النهائي في البئر
A 20 ميكرولتر الجلوكوز (100 ملليمتر) 10 مللي متر
B 22 ميكرولتر أوليغوميسين (20 ميكرومتر) 2 ميكرومتر
C 25 ميكرولتر 2-DG (500 ملليمتر) 50 مللي متر

الجدول 1: استراتيجية الحقن لاختبار إجهاد تحلل السكر. اختصار: 2-DG = 2-deoxy-D-glucose.

1 المعايره
2 التوازن
3 الحقن والقياسات
دورات خلط انتظري قاس
خط الأساس (التحمض غير المحلل للسكريوليك) 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق
حقن المنفذ A: الجلوكوز 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق
حقن المنفذ B: أوليغوميسين 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق
حقن ميناء C: 2-DG 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق

الجدول 2: برنامج محلل التدفق خارج الخلية لاختبار إجهاد تحلل السكر. اختصار: 2-DG = 2-deoxy-D-glucose.

منفذ الحقن حجم المنفذ مركب الحقن (10x مركز) التركيز المركب النهائي في البئر
A 20 ميكرولتر أوليغوميسين (20 ميكرومتر) 2 ميكرومتر
B 22 ميكرولتر FCCP (20 ميكرومتر) 2 ميكرومتر
C 25 ميكرولتر الروتينون (5 ميكرومتر) + مضاد المايسين A (5 ميكرومتر) 0.5 ميكرومتر لكل منهما

الجدول 3: استراتيجية الحقن لاختبار إجهاد الميتوكوندريا. اختصار: FCCP = سيانيد الكربونيل-4 (ثلاثي فلوروميثوكسي) فينيل هيرازون.

1 المعايره
2 التوازن
3 الحقن والقياسات
دورات خلط انتظري قاس
قياسات خط الأساس 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق
حقن المنفذ A: أوليغوميسين 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق
منفذ الحقن B: FCCP 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق
حقن المنفذ C: الروتينون وأنتيميسين A 3 مرات 3 دقائق 0 دقيقة 3 دقائق

الجدول 4: برنامج محلل التدفق خارج الخلية لاختبار إجهاد الميتوكوندريا. اختصار: FCCP = سيانيد الكربونيل-4 (ثلاثي فلوروميثوكسي) فينيل هيرازون.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

تصف ورقة الطريقة هذه بروتوكولا محسنا لتقييم الطاقة الحيوية الخلوية (تحلل السكر و OxPHOS) في HSPCs للفأر باستخدام محلل التدفق خارج الخلية Seahorse. هذا الجهاز هو أداة قوية تقيس في وقت واحد ECAR و OCR للخلايا الحية ، والتي هي مقاييس تحلل السكر وتنفس الميتوكوندريا ، على التوالي. وبالتالي ، يمكن استخدامه لتقييم الطاقة الحيوية الخلوية في الوقت الفعلي. علاوة على ذلك ، توفر المنصة القائمة على الصفائح الدقيقة 96 بئرا تقديرا كميا عالي الإنتاجية مع حساسية عالية ، مما يسمح بالتحليل المتزامن لعينات متعددة باستخدام لوحة واحدة ، مقارنة بمقياس تنفس آخر عالي الدقة ، وهو Oroboros O2k ، الذي يمكنه فقط تحليل عينتين في وقت واحد ، أو قطب كلارك الكلاسيكي20.

تم استخدام محلل التدفق خارج الخلية في المقام الأول لتحليل أنواع الخلايا الملتصقة ، لأنه يتطلب وجود الخلايا في طبقة أحادية ، مما يجعل من الصعب تحليل الخلايا المزروعة في التعليق. علاوة على ذلك ، بعد حقن الدواء من الميناء ، يحدث الاضطراب أثناء دورة خلط الوسائط الدوائية في الآبار قبل القياسات ، مما قد يؤدي إلى إزاحة الخلايا. لذلك ، يجب ربط الخلايا بإحكام بقاع البئر. استخدمت البروتوكولات الموصوفة هنا تركيبة لاصقة للخلايا من بروتينات البوليفينول غير المناعية المستخرجة من بلح البحر البحري ، Mytilus edulis ، لإعداد طبقة أحادية ملتصقة من HSPCs الفئران.

هناك قيد آخر لهذه التقنية وهو تكلفة الفحص ، وهي عالية جدا مقارنة بالقطب الكهربائي من نوع كلارك و Oroboros O2k. الخراطيش مكلفة نسبيا ولا يمكن إعادة استخدامها. تشير التقديرات إلى أن تكلفة محلل التدفق خارج الخلية نفسه أعلى ب 4 مرات من Oroboros O2k20. ومع ذلك ، نظرا لشبه الأتمتة والقدرة عالية الإنتاجية لمحلل التدفق خارج الخلية ، يمكن جمع كمية أكبر بكثير من البيانات لكل تشغيل مقارنة ب O2k.

تظهر النتائج التي تم الحصول عليها هنا أن 2.5 × 105 HSPCs لكل بئر مطلوبة للحصول على بيانات موثوقة باستخدام محلل تدفق خارج الخلية قائم على 96 بئرا. وهذا يضيف تحديا آخر في إجراء اختبارات التدفق باستخدام HSPCs ، والتي يصعب الحصول عليها بكميات كبيرة من الماوس وتتطلب فرز التدفق الخلوي للحصول على مجموعة نقية. علاوة على ذلك ، يضيف فرز التدفق وقتا كبيرا للتجربة ويمكن أن يغير النمط الظاهري الأيضي للخلايا السلفية. للتغلب على القيود المرتبطة بالتنقية القائمة على قياس التدفق الخلوي ، استخدمت الاستراتيجية التي نوقشت هنا أجساما مضادة خاصة بالسلالات مرتبطة بالخرز المغناطيسي لاستنفاد الأسلاف الملتزمين بالنسب ، وبالتالي إثراء HSPCs السلبية للنسب. لمزيد من الإثراء لمزيد من HSPCs البدائية ، يمكن إضافة خطوة إثراء cKit إضافية ؛ ومع ذلك ، يأتي هذا مع تكلفة وقت إضافي خارج الجسم الحي (~ 1.5 ساعة) وانخفاض في عدد الخلايا. وسيتطلب استخدام مثل هذا البروتوكول تحقيق أقصى استفادة من هذا البروتوكول خارج نطاق هذا البروتوكول.

للحفاظ على تعدد القدرات ، يجب أن تظل HSCs هادئة وتقيم بشكل تفضيلي في بيئة نقص الأكسجة داخل نخاع العظم 9,21. يعتقد أن HSCs الهادئة تعتمد في الغالب على تحلل السكر لتلبية احتياجاتها المتواضعة من الطاقة ، حيث أن المستويات العالية من ROS ، وهو منتج ثانوي لتنفس الميتوكوندريا ، تضر بجذعها 2,3. تمتلك HSCs كتلة ميتوكوندريا عالية نسبيا ، ولكنها غير نشطة إلى حد كبير ، مما يحافظ على ROS الخلوي عند مستويات منخفضة للسماح بالحفاظ على تعدد قدرات HSCs9. ومع ذلك ، أثناء الالتزام والتمايز ، تصبح الميتوكوندريا المصدر الرئيسي لإنتاج ATP في HSCs 5,9. وبالتالي ، تلعب الميتوكوندريا وظيفة رئيسية في نقل HSCs من السكون إلى الحالة النشطة استقلابيا المطلوبة لالتزامها بالنسب والتمايز. بالإضافة إلى إنتاج ATP عبر OxPHOS ، تلعب الميتوكوندريا العديد من الأدوار المهمة الأخرى في توازن الخلايا المكونة للدم ، بما في ذلك تنظيم ROS ، موت الخلايا المبرمج ، إشارات الكالسيوم ، وتخليق الهيم والعديد من وسيطات الأيض الحرجة الأخرى9. يمكن أن تؤثر التغيرات في وظائف الميتوكوندريا بشكل كبير على مسارات تمايز HSC / السلف وقد تسهم في اضطرابات دموية مختلفة ، مثل الأورام الخبيثة المكونة للدم ، وعسر الكريات الحمراء الخلقي وفقر الدم الأرومات الجانبية ، ومتلازمات خلل التنسج النقوي13. في الخلايا المكونة للدم الخبيثة ، تلعب الميتوكوندريا المختلة وظيفيا دورا حاسما في منح مقاومة لموت الخلايا المبرمج الناجم عن العديد من الأدوية السامة للخلايا13.

نظرا للدور المركزي للميتوكوندريا في الحفاظ على توازن HSC / السلف ، يمكن الحصول على رؤى قيمة حول الحالة الفسيولوجية لهذه الخلايا من خلال تقييم OxPHOS الميتوكوندريا في ظل الظروف العادية والإجهاد. يمكن أن يحدد تحديد المعدلات الجديدة لأنشطة الميتوكوندريا أهدافا علاجية جديدة لعلاج تشوهات الدم. يمكن استخدام البروتوكول الموصوف في هذه الورقة لفحص آثار المركبات الكيميائية أو مكتبات كريسبر الأيضية على OCR و ECAR من HSCs في ظل الظروف العادية والمرضية ، على سبيل المثال ، HSCs التي تم حصادها من نماذج الفئران المعدلة وراثيا لاضطرابات الدم. يمكن أن يكون هذا الفحص مفيدا أيضا في توضيح المسارات الأيضية التي تحافظ على فعالية HSC في مكانتها الناقصة الأكسجين ، والتي ستكون مفيدة في وضع استراتيجيات للتوسع في المختبر ل HSCs مع الحفاظ على تعدد قدراتها للأغراض العلاجية. بالنظر إلى الطبيعة عالية الإنتاجية لهذا التحليل ، يمكن بسهولة تكييف البروتوكول الموصوف هنا لفحص عدد كبير من المعدلات الحيوية في HSCs ، والأسلاف المكونة للدم ، والخلايا المكونة للدم الخبيثة.

باختصار ، تصف الطرق المعروضة هنا البروتوكولات المحسنة لقياس ECAR و OCR في HSPCs الأولية للماوس باستخدام محلل التدفق خارج الخلية. أظهرت النتائج التي تم الحصول عليها من اختبار إجهاد تحلل السكر أن 2.5 × 105 خلايا لكل بئر و 2 ميكرومتر أوليغومايسين هي الأمثل لمزيد من التحليل. باستخدام 2.5 × 105 خلايا لكل بئر و 2 ميكرومتر أوليغوميسين ، تم إجراء اختبار إجهاد الميتوكوندريا لتحسين تركيز FCCP ، وتم العثور على 2 ميكرومتر من FCCP للحث على أقصى قدر من التعرف الضوئي على الحروف. على الرغم من أن الدراسة الحالية تركز بشكل أساسي على HSPCs للفئران ، إلا أنه يمكن بسهولة تكييف البروتوكول وهذا النهج لتحسين ظروف التحليل لأي نوع من خلايا التعليق.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

ويعلن صاحبا البلاغ أنه لا يوجد تضارب في المصالح.

Acknowledgments

يتم دعم العمل في مختبر لومبارد من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NIGMS R01GM101171 و NIEHS R21ES032305) ووزارة الدفاع (CA190267 و CA170628 و NF170044 و ME200030) ومؤسسة غلين للبحوث الطبية. يتم دعم العمل في مختبر Li من قبل المعاهد الوطنية للصحة (NHLBI 5R01HL150707).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.2 μm filter Corning 430626 Used to filter-sterilize the assay media
100 mM sodium pyruvate Life Technologies 11360-070 Component of mitochondrial stress test assay medium
15 mL conical Falcon tubes Corning 352096 Used during HSPCs harvest and to prepare assay drug solutions
200 mM L-glutamine Life Technologies 25030-081 Component of glycolysis stress test and mitochondrial stress test assay media
2-Deoxy-D-glucose (2-DG) Sigma-Aldrich D8375 3rd drug injection during glycolysis stress test
5x Enrichment buffer (MojoSort) Biolegend 480017 Used for washings during HSPCs harvest
Ammonium chloride (NH4Cl) Fisher Scientific A661-3 Component of ACK lysis buffer
Antimycin A Sigma-Aldrich A8674 3rd drug injection during mitochondrial stress test
Bio-Rad DC protein assay kit Bio-Rad 500-0112 Used as per manufacturer's instructions
Carbonyl cyanide-4 (trifluoromethoxy) phenylhydrazone (FCCP) Sigma-Aldrich C2920 2nd drug injection during mitochondrial stress test
Cell-Tak Corning 354240 Cell adhesive. Used for coating cell microplates
Countes 3 Automated Cell Counter ThermoFisher Scientific For cell counting
EDTA Fisher Scientific O2793-500 Component of ACK lysis buffer and RIPA lysis buffer
Falcon 70 μm filter Fisher Scientific 08-771-2 Used as cells strainer during HSPCs harvest
Gibco Fetal bovine serum (FBS) Fisher Scientific 26400044 Used to prepare assay buffer during HSPCs harvest
Gibco HBSS Fisher Scientific 14175095 Used to prepare assay buffer during HSPCs harvest
Glucose Sigma-Aldrich G7528 Component of mitochondrial stress test assay medium and first injection of glycolysis stress test
Oligomycin Sigma-Aldrich O4876 2nd drug injection during glycolysis stress test and 1st drug injection during mitochondrial stress test
PBS Life Technologies 10010-049 Used to wash cells after assay for protein quantification
Potassium bicarbonate (KHCO3) Fisher Scientific P235-500 Component of ACK lysis buffer
Protease Inhibitor Cocktail (PIC) Roche 11836170001 Supplied as tablets. One tablet was dissolved in 10 mL of RIPA buffer to make 1x PIC.
Rat biotin antimouse-B220, Clone ID: RA3-6B2 Biolegend 103203 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rat biotin antimouse-CD2, Clone ID: RM2-5 Biolegend 100103 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rat biotin antimouse-CD3, Clone ID: 17A2 Biolegend 100243 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rat biotin antimouse-CD5, Clone ID: 53-7.3 Biolegend 100603 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rat biotin antimouse-CD8, Clone ID: 53-6.7 Biolegend 100703 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rat biotin antimouse-Gr-1, Clone ID: RB6-8C5 Biolegend 108403 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rat biotin antimouse-Ter-119, Clone ID: TER-119 Biolegend 116203 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Rotenone Sigma-Aldrich R8875 3rd drug injection during mitochondrial stress test
Seahorse XFe96 extracellular flux analyzer Seahorse Biosciences now Agilent For ECAR and OCR measurments in real time.
Sodium bicarbonate Sigma-Aldrich S5761 Used to make Cell-adhesive solution for microplate coating
Sodium chloride (NaCl) Fisher BP358 Component of RIPA lysis buffer
Sodium deoxycholate Sigma-Aldrich D6750 Component of RIPA lysis buffer
Sodium Fluoride (NaF) Sigma-Aldrich S7920 Component of RIPA lysis buffer
Sodium hydroxide (NaOH) Sigma-Aldrich S8045 Prepared 1 N solution. Used for pH normalization
Streptavidin Nanobeads (MojoSort) Biolegend 480015 Used for lineage depletion during HSPCs harvest
Tris-HCl Fisher BP153 Component of RIPA lysis buffer
XF base medium Agilent 102353-100 base medium used to prepare glycolysis stress test and mitochondrial stress test assay media
XF prep station Seahorse Biosciences Used for non-CO2 37 °C incubations
XFe96 extracellular FluxPak Agilent 102416-100 or 102601-100 Includes assay cartridges with utility plates, loading guide flats for loading
drugs onto the assay cartridge, XF calibrant solution, and XF cell culture microplate

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rieger, M. A., Schroeder, T. Hematopoiesis. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 4 (12), 008250 (2012).
  2. Papa, L., Djedaini, M., Hoffman, R. Mitochondrial role in stemness and differentiation of hematopoietic stem cells. Stem Cells International. 2019, 4067162 (2019).
  3. Snoeck, H. W. Mitochondrial regulation of hematopoietic stem cells. Current Opinion in Cell Biology. 49, 91-98 (2017).
  4. Bujko, K., Kucia, M., Ratajczak, J., Ratajczak, M. Z. Hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs). Advances in Experimental Medicine and Biology. 1201, 49-77 (2019).
  5. Ito, K., Suda, T. Metabolic requirements for the maintenance of self-renewing stem cells. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15 (4), 243-256 (2014).
  6. Norddahl, G. L., et al. Accumulating mitochondrial DNA mutations drive premature hematopoietic aging phenotypes distinct from physiological stem cell aging. Cell Stem Cell. 8 (5), 499-510 (2011).
  7. de Almeida, M. J., Luchsinger, L. L., Corrigan, D. J., Williams, L. J., Snoeck, H. W. Dye-independent methods reveal elevated mitochondrial mass in hematopoietic stem cells. Cell Stem Cell. 21 (6), 725-729 (2017).
  8. Kim, M., Cooper, D. D., Hayes, S. F., Spangrude, G. J. Rhodamine-123 staining in hematopoietic stem cells of young mice indicates mitochondrial activation rather than dye efflux. Blood. 91 (11), 4106-4117 (1998).
  9. Filippi, M. D., Ghaffari, S. Mitochondria in the maintenance of hematopoietic stem cells: new perspectives and opportunities. Blood. 133 (18), 1943-1952 (2019).
  10. Inoue, S., et al. Mitochondrial respiration defects modulate differentiation but not proliferation of hematopoietic stem and progenitor cells. FEBS Letters. 584 (15), 3402-3409 (2010).
  11. Simsek, T., et al. The distinct metabolic profile of hematopoietic stem cells reflects their location in a hypoxic niche. Cell Stem Cell. 7 (3), 380-390 (2010).
  12. Bhatti, J. S., Bhatti, G. K., Reddy, P. H. Mitochondrial dysfunction and oxidative stress in metabolic disorders - A step towards mitochondria based therapeutic strategies. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1863 (5), 1066-1077 (2017).
  13. Fontenay, M., Cathelin, S., Amiot, M., Gyan, E., Solary, E. Mitochondria in hematopoiesis and hematological diseases. Oncogene. 25 (34), 4757-4767 (2006).
  14. Nadanaciva, S., et al. Assessment of drug-induced mitochondrial dysfunction via altered cellular respiration and acidification measured in a 96-well platform. Journal of Bioenergetics and Biomembranes. 44 (4), 421-437 (2012).
  15. Nicholls, D. G., et al. Bioenergetic profile experiment using C2C12 myoblast cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (46), e2511 (2010).
  16. Mookerjee, S. A., Goncalves, R. L. S., Gerencser, A. A., Nicholls, D. G., Brand, M. D. The contributions of respiration and glycolysis to extracellular acid production. Biochimica et Biophysica Acta. 1847 (2), 171-181 (2015).
  17. Nicholls, D. G., Ferguson, S. J. Bioenergetics, Fourth Edition. Nicholls, D. G., Ferguson, S. J. , Academic Press. Ch. 9 255-302 (2013).
  18. Aft, R. L., Zhang, F. W., Gius, D. Evaluation of 2-deoxy-D-glucose as a chemotherapeutic agent: mechanism of cell death. British Journal of Cancer. 87 (7), 805-812 (2002).
  19. Traba, J., Miozzo, P., Akkaya, B., Pierce, S. K., Akkaya, M. An Optimized protocol to analyze glycolysis and mitochondrial respiration in lymphocytes. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (117), e54918 (2016).
  20. Horan, M. P., Pichaud, N., Ballard, J. W. Review: quantifying mitochondrial dysfunction in complex diseases of aging. The Journals of Gerontology, Series A: Biological Sciences and Medical Sciences. 67 (10), 1022-1035 (2012).
  21. Morrison, S. J., Scadden, D. T. The bone marrow niche for haematopoietic stem cells. Nature. 505 (7483), 327-334 (2014).

Tags

علم الأحياء، العدد 175، الخلايا الجذعية المكونة للدم، الخلايا السلفية المكونة للدم، تحلل السكر، تنفس الميتوكوندريا، الفسفرة التأكسدية، معدل التحمض خارج الخلية، معدل استهلاك الأكسجين، التدفق خارج الخلية، الخلايا غير الملتصقة
تقييم الطاقة الحيوية الخلوية في الخلايا الجذعية المكونة للدم للفأر والخلايا السلفية البدائية باستخدام محلل التدفق خارج الخلية
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Kumar, S., Jones, M., Li, Q.,… More

Kumar, S., Jones, M., Li, Q., Lombard, D. B. Assessment of Cellular Bioenergetics in Mouse Hematopoietic Stem and Primitive Progenitor Cells using the Extracellular Flux Analyzer. J. Vis. Exp. (175), e63045, doi:10.3791/63045 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter