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Quelle: Labors von Dr. Ian Pfeffer und Dr. Charles Gerba - Arizona University
Demonstrierende Autor: Bradley Schmitz
Quantitative Polymerase-Kettenreaktion (qPCR), auch bekannt als Real-Time PCR ist eine weit verbreitete molekulare Technik zum Auflisten von Mikroorganismen in der Umwelt. Vor dieser Ansatz war die Quantifizierung von Mikroorganismen beschränkt sich weitgehend auf klassische Kultur-basierte Techniken. Jedoch die Kultivierung von Mikroorganismen aus Umweltproben besonders schwierig sein kann, und es wird in der Regel gehalten, die so wenig wie 1 bis 10 % der Mikroorganismen in Umweltproben nachweisbar mit diesen Techniken sind. Das Aufkommen der qPCR Umweltmikrobiologie Forschung hat daher erweiterte Bereich stark dadurch, dass für die genauere Bestimmung der Konzentration von Mikroorganismen wie z. B. die krankheitsverursachenden Erregern in Umweltproben. Eine wichtige Einschränkung der qPCR als angewandte mikrobiologische Technik ist jedoch, dass lebende, lebensfähige Populationen aus inaktiv oder nicht-lebenden Populationen unterscheiden lassen.
Dieses Video veranschaulicht die Verwendung der qPCR, Paprika mild Mottle Virus aus einer ökologischen Wasserprobe zu erkennen.
1. die Probenahme
(2) Nukleinsäuren Extraktion
3. reverse Transkription
4. Einstellen der qPCR
5. qPCR Betrieb
| Reagenz | Sequenz (5' → 3') | Volumen (μL / gut) | Endgültige Konz. |
| Forward Primer | GAGTGGTTTGACCTTAACGTTTGA | 2.25 | 900 nM |
| Rückwärts-Primer | TTGTCGGTTGCAATGCAAGT | 2.25 | 900 nM |
| Sonde | FAM-CCTACCGAAGCAAATG-BHQ1 | 1.0 | 200 nM |
Tabelle 1. Probe-Primer und Sonde-Sequenzen zur Erkennung von Pfeffer mild Mottle Virus.
| Reagenz | Volumen (μL / gut) | Anzahl der Bohrungen | Master Mix Volume (μL) |
| LC 480 mischen | 12.5 | 26 | 325 |
| Molekulare H2O | 4.5 | 117 | |
| Forward Primer | 2.25 | 58,5 | |
| Rückwärts-Primer | 2.25 | 58,5 | |
| Sonde | 1.0 | 26 | |
| Insgesamt | 22.5 | 585 |
Tabelle 2. Reagenz Bände für individuelle Reaktion und master-Mix.
Das Aufkommen der quantitative Polymerase-Kettenreaktion oder qPCR, machte es möglich, die Menge jeder Mikroorganismus in einer ökologischen Probe quantitativ zu bestimmen.
Wie standard-PCR identifiziert qPCR Mikroorganismen durch den Nachweis für das Vorhandensein oder Fehlen von DNA-Sequenzen, die spezifisch für die Organismen von Interesse. Dies ermöglicht die Erkennung von Mikroben, die im Labor, die es ermöglichen, ein viel breiteres Spektrum von Umweltorganismen assay kultiviert werden kann nicht. QPCR ermöglicht darüber hinaus die Menge von DNA quantitativ bewertet werden. Aber zur gleichen Zeit erkennen PCR Methoden DNA von allen Organismen tot oder lebendig, denen die Fähigkeit zu suchen nur aktiv wachsende Mikroben in der Probe.
Dieses Video wird die chemische Innovationen, die regulären PCR qPCR unterscheiden, erklären wie qPCR verwendet werden kann, um DNA, quantitativ zu messen überprüfen zeigen ein Protokoll für die Verwendung von qPCR eine RNA-Virus aus Bodenproben zu erkennen, und zu guter Letzt zeigen wie qPCR Umweltmikrobiologie heute angewendet wird.
Die grundlegenden Prinzipien hinter qPCR sind dasselbe wie regelmäßige PCR - wiederholte Zyklen der Grundierung glühen, Vorlage, Dehnung des PCR-Produktes und Denaturierung des Produkts aus Vorlage, führt zu die exponentielle Amplifikation des einer Zielsequenz von Interesse, bekannt als der Amplifikate aus einem Pool von Ausgangsmaterial.
Die Innovation der qPCR macht zusätzlich fluoreszierende Chemikalien in der Reaktion, die die Synthese von PCR-Produkt bei jedem Zyklus direkt in "Real Time" durch spezialisierte Thermocycler visualisiert werden kann, möglich, die Höhe der Vorlage Sequenz in der ursprünglichen Probe zu quantifizieren es. Die Menge ist in der Regel gemessen an der Schwelle-Zyklus, abgekürzt Ct, auch bekannt als die Quantifizierung Zyklus oder C,Q, das die PCR-Zyklus ist bei dem fluoreszierenden Produkte die Hintergrundkonzentration übersteigt.
Quantifizierung kann relativ, sein, wo der C-t -Wert von einer Sequenz mit der einer anderen Norm oder Control Sequence verglichen wird; die relative Menge entspricht zwei potenziert mit der Differenz in Ct. Alternativ eine Reihe von DNA der bekannten Menge neben den Proben in der Reaktion ausgeführt wird, eine Standardkurve Fluoreszenz Wert auf DNA-Menge verglichen hergestellt werden kann, und ermöglicht die Probe DNA, absolut quantitated.
Es gibt zwei Arten von fluoreszierenden Molekülen in qPCR verwendet. In einem Fall fluoreszierende Farbstoffe, die speziell an die doppelsträngige DNA binden ist enthalten in der Reaktion. Der Farbstoff fluoresziert nur, wenn Sie gebunden an der DNA, so dass die Höhe der doppelsträngigen DNA-Produkt zu quantitated werden.
Bei der anderen Methode soll ein kurzes Stück DNA, bekannt als Sonde, gegen eine bestimmte Ziel-Sequenz von Interesse. Die Sonde ist chemisch verbunden ein fluoreszierender Farbstoff sowie ein "Durstlöscher" Molekül, das unterdrückt das Fluoreszenzsignal von der Farbstoff in der Nähe. Die Polymerase-Enzym, das welches das Produkt DNA synthetisiert, hat eine DNA-abbauenden Aktivität, die das fluoreszierende Molekül "freigegeben" werden von der Sonde, so trennt des Farbstoffs aus dem Quencher und ermöglicht das Fluoreszenzsignal erkannt werden verursachen würde.
Nun, da Sie die Prinzipien hinter qPCR zu verstehen, betrachten wir ein Protokoll für die Verwendung dieser Technik zu identifizieren eine RNA-Virus, der Pflanzen, die Paprika mild Mottle Virus aus Bodenproben infiziert.
In dieser Demo werden Probe aus der Rhizosphäre, die Zone des Bodens ca. 7 mm rund um Pflanzenwurzeln gesammelt, die von den Wurzeln und ihre symbiotischen Mikroorganismen beeinflusst wird.
Rhizosphäre Boden zu sammeln, zunächst sorgfältig die Anlage von Interesse aus dem Boden zu extrahieren und traf es, so viel überschüssige Masse entfernen Boden wie möglich. Verpacken Sie die Pflanze für die weitere Verarbeitung im Labor.
Nach bringen die Proben zurück ins Labor, mit einem sterilen Spatel, den gewünschten Boden in ein Auffanggefäß abzuschaffen. Dann das Virus aus dem Boden zu sammeln und die RNA zu extrahieren.
Sobald die Probe RNA entnommen wird, umwandeln Sie es in komplementären oder cDNA über reverse Transkription. Entnehmen Sie bitte der Jupiter-SciEd video-on-reverse Transkription-PCR Einzelheiten dieses Verfahrens.
Wenn Sie bereit sind, die qPCR durchzuführen, Auftauen von gefrorenem Reagenzien bei Raumtemperatur in einer dedizierten Laminar-Flow-Kapuze, und auf Eis einmal aufgetaut. Reagenz-Komponenten, die das Enzym DNA-Polymerase enthalten sollte immer auf Eis gehalten werden.
Tauen Sie die Probe cDNA und eine Positivkontrolle DNA, wie z. B. ein rundes Stück DNA, bekannt als ein Plasmid, das der Amplifikate Interesse hinein geklont hat.
Vor der Montage der Reaktionen in einer 96-Well qPCR-Platte, Vorbereiten einer 96-Zelle Tabellenvorlage auf Papier und beschriften Sie jede Zelle mit der Reaktion, die in die Platte geladen wird. Schließen Sie Reaktionen für jede Probe und Standard in dreifacher Ausfertigung sowie für die positive Kontrolle und Negativkontrolle, wie eine keine-DNA Reaktion.
Berechnen Sie die Reagenz Bände für eine Reaktion "master-Mix", die alle Reagenzien umfasst, die konstant unter die Reaktionen sind erforderlich. Bereiten Sie genügend master-Mix für dreifacher Reaktionen für alle Proben sowie Kontrollen und zusätzlich 10 % zu pipettieren Fehler ausmachen.
Einmal die Reagenzien aufgetaut sind, montieren Sie den master-Mix in einem 1,5 mL niedrig-Adsorption Microfuge Rohr. Dies zu tun, kurz Wirbel jedes Reagenz mischen, sammeln Sie keine Flüssigkeit auf der Seite der Röhrchen mit einer Mini-Zentrifuge, und pipette das Reagenz in das Microfuge Rohr. Achten Sie darauf, neue Pipettenspitzen für jede Reaktion-Komponente verwenden. Nachdem alle Reagenzien sind hinzugekommen, Wirbel zu mischen und Zentrifugieren. Dann aliquoten die entsprechende Menge an master-Mix in die dafür vorgesehenen Vertiefungen auf der PCR-Platte.
Als nächstes Wirbel Zentrifuge jedes Rohr mit Probe und Kontrolle DNA und pipette den entsprechenden Betrag in die jeweiligen Vertiefungen auf der PCR-Platte. Nachdem Proben hinzugefügt wurden, Dichtplatte mit eine Siegelfolie, und verwenden Sie das Siegelwerkzeug zu vollständig glätten das Siegel und eventuelle Luftblasen herausdrücken. Reißen Sie die nichtklebenden Registerkarten von den Enden der Dichtung vorsichtig.
Um das Reaktionsgemisch vollständig in den Boden der Näpfchen zu sammeln, die Reaktion Platte in einer Zentrifuge mit einem Kennzeichenhalter und richtig balancieren des Rotors mit einem Gegengewicht Teller. Puls-Zentrifuge die Platte bis zu 1.000 u/min, dann lassen Sie die Zentrifuge kommen langsam zum Stillstand ohne Bremsen.
Platzieren Sie die Reaktion-Platte in die qPCR-Maschine. Stellen Sie das PCR-Programm entsprechend den Herstellerangaben, Einstellung der Schmelztemperatur nach der Primerpaar verwendet wird. Stellen Sie die Reaktion Programm laufen ein.
Sobald das qPCR-Programm abgeschlossen ist, wird die Software die bekannten Konzentrationen der Positivkontrolle verwenden, um die Menge der cDNA in jeder Reaktion berechnen können. Die Menge des Virus in der ursprünglichen Probe kann dann berechnet werden.
Sobald das qPCR-Programm abgeschlossen ist, wird die Software die bekannten Konzentrationen der Positivkontrolle verwenden, um die Menge der cDNA in jeder Reaktion berechnen können.
Mit den Ergebnissen aus der qPCR, die Lautstärke in den Brunnen, die Extraktion aus dem Boden und aus der reversen Transkription Faktor übertragen kann die Anzahl der Viren in der ersten Bodenprobe berechnet werden.
Nun, Sie wissen, wie qPCR durchgeführt wird, schauen wir wie es verwendet werden, um verschiedenen Umweltproben zu analysieren.
qPCR kann verwendet werden, um die Menge an Viren erholte sich von vielen verschiedenen Arten von Proben zu quantifizieren. In dieser Anwendung wurden zwei verschiedene Arten von Adenoviren konzentriert von Wasserproben durch eine Reihe von verschiedenen Methoden. DNA wurde dann extrahiert von den Viren und qPCR, ausgesetzt, um die relative Effizienz der Konzentration Methoden zu bewerten.
Eine weitere Anwendung für qPCR-basierten mikrobielle Aufzählung ist zu quantifizieren Bakteriengehalt in Lebensmitteln und landwirtschaftlichen Proben - in diesem Beispiel, fäkale und Proben von Hühnerfarmen Wurf. Anstatt auf einzelne Arten, die Wissenschaftler durchgeführt qPCR mit Primer gegen ein hoch konservierte gen in allen Bakterien gefunden und quantifiziert die gesamte Bakteriengemeinschaft in den Proben gefunden.
Schließlich, wie bereits erwähnt, ist ein Nachteil der traditionellen qPCR Methodik, dass lebende und Tote Mikroben unterschieden werden können. Jedoch konnten Forscher hier durch das Hinzufügen einer Chemikalie bekannt als Propidium Monoazide oder PMA, die nur abgestorbene Zellen eingeben können, wo es an DNA bindet, nachfolgende enzymatische Reaktionen wie PCR hemmen, Unterscheidung zwischen lebenden und Toten Kulturen von E. Coli O157: H7, einen gemeinsamen pathogenen Stamm gefunden in kontaminierte Lebensmittel und Wasser.
Sie habe nur Jupiters Einführung zur Quantifizierung der ökologischen Mikroorganismen und Viren mit qPCR beobachtet. Sie sollten jetzt verstehen, wie qPCR funktioniert, wie qPCR verwenden, um die Menge an eine Mikrobe in einem ökologischen Probe und einige Anwendungen dieser Technik messen. Danke fürs Zuschauen!
Das Aufkommen der quantitativen Polymerase-Kettenreaktion (qPCR) hat es ermöglicht, die Menge eines Mikroorganismus in einer Umweltprobe quantitativ zu bestimmen.
Wie die Standard-PCR identifiziert die qPCR Mikroorganismen, indem sie das Vorhandensein oder Fehlen von DNA-Sequenzen nachweist, die für die interessierenden Organismen spezifisch sind. Dies ermöglicht den Nachweis von Mikroben, die nicht im Labor kultiviert werden können, und ermöglicht die Untersuchung eines viel breiteren Spektrums von Umweltorganismen. Darüber hinaus ermöglicht die qPCR die quantitative Bestimmung der DNA-Menge. Gleichzeitig weisen PCR-Methoden jedoch die DNA aller toten oder lebendigen Organismen nach, wodurch die Möglichkeit, nur nach aktiv wachsenden Mikroben in der Probe zu suchen, eingeschränkt wird.
In diesem Video werden die chemischen Innovationen vorgestellt, die qPCR von regulärer PCR unterscheiden, erklärt, wie qPCR zur quantitativen DNA-Messung verwendet werden kann, ein Protokoll für die Verwendung von qPCR zum Nachweis eines RNA-Virus aus Bodenproben demonstriert und schließlich gezeigt, wie qPCR heute in der Umweltmikrobiologie angewendet wird.
Die Grundprinzipien der qPCR sind die gleichen wie bei der regulären PCR - wiederholte Zyklen des Primerglühens zum Template, der Verlängerung des PCR-Produkts und der Denaturierung des Produkts vom Template, was zur exponentiellen Amplifikation einer Zielsequenz von Interesse, dem sogenannten Amplikon, aus einem Pool von Ausgangsmaterial führt.
Die Innovation der qPCR liegt in der Zugabe von fluoreszierenden Chemikalien in die Reaktion, die es ermöglicht, die Synthese des PCR-Produkts bei jedem Zyklus direkt in "Echtzeit" durch spezialisierte Thermocycler zu visualisieren, wodurch es möglich wird, die Menge der Template-Sequenz in der Originalprobe zu quantifizieren. Die Menge wird in der Regel anhand des Schwellenwertzyklus, abgekürzt Ct, gemessen, auch bekannt als Quantifizierungszyklus oder Cq, bei dem es sich um den PCR-Zyklus handelt, bei dem die Menge der fluoreszierenden Produkte den Hintergrundwert überschreitet.
Die Quantifizierung kann relativ sein, wobei der Ct-Wert einer Sequenz mit dem einer anderen Standard- oder Kontrollsequenz verglichen wird. Die relative Menge ist gleich zwei, hoch der Differenz in Ct. Alternativ, wenn eine Reihe von DNA bekannter Menge neben den Proben in der Reaktion ausgeführt wird, kann eine Standardkurve erzeugt werden, die den Fluoreszenzwert mit der DNA-Menge vergleicht, und ermöglicht es, die Proben-DNA absolut zu quantifizieren.
Es gibt zwei große Arten von fluoreszierenden Molekülen, die in der qPCR verwendet werden. In einem Fall sind Fluoreszenzfarbstoffe, die spezifisch an doppelsträngige DNA binden, in die Reaktion einbezogen. Der Farbstoff fluoresziert nur, wenn er an DNA gebunden ist, so dass die Menge des doppelsträngigen DNA-Produkts quantifiziert werden kann.
Bei der anderen Methode wird ein kurzer DNA-Abschnitt, der als Sonde bezeichnet wird, gegen eine bestimmte Zielsequenz von Interesse ausgelegt. Die Sonde ist chemisch an einen Fluoreszenzfarbstoff sowie ein "Quencher"-Molekül gebunden, das das Fluoreszenzsignal des Farbstoffs unterdrückt, wenn es sich in unmittelbarer Nähe befindet. Das Polymerase-Enzym, das das DNA-Produkt synthetisiert, hat eine DNA-abbauende Aktivität, die dazu führen würde, dass das fluoreszierende Molekül aus der Sonde "freigesetzt" wird, wodurch der Farbstoff vom Quencher getrennt wird und das Fluoreszenzsignal detektiert werden kann.
Nachdem Sie nun die Prinzipien der qPCR verstanden haben, schauen wir uns ein Protokoll für die Verwendung dieser Technik zur Identifizierung eines RNA-Virus an, das Pflanzen infiziert, des Pepper Mild Mottle Virus, aus Bodenproben.
Bei dieser Demonstration werden Proben aus der Rhizosphäre entnommen, der Zone des Bodens um die Pflanzenwurzeln herum, die von den Wurzeln und ihren symbiotischen Mikroorganismen beeinflusst wird.
Um Rhizosphärenerde zu sammeln, ziehen Sie zuerst die gewünschte Pflanze vorsichtig aus dem Boden und schlagen Sie darauf, um so viel überschüssige Erde wie möglich zu entfernen. Verpacken Sie die Pflanze für die Weiterverarbeitung im Labor.
Nachdem Sie die Proben zurück ins Labor gebracht haben, verwenden Sie einen sterilen Spatel, um die gewünschte Erde in ein Auffanggefäß zu zerkleinern. Sammeln Sie dann das Virus aus dem Boden und extrahieren Sie die RNA.
Sobald RNA aus der Probe entnommen wurde, wandeln Sie sie durch reverse Transkription in komplementäre oder cDNA um. Einzelheiten zu diesem Verfahren finden Sie im JoVE SciEd Video zur reversen Transkriptions-PCR.
Wenn Sie bereit sind, die qPCR durchzuführen, tauen Sie gefrorene Reagenzien bei Raumtemperatur in einer speziellen Laminar-Flow-Haube auf und legen Sie sie nach dem Auftauen auf Eis. Reagenzkomponenten, die das Enzym DNA-Polymerase enthalten, sollten immer auf Eis aufbewahrt werden.
Tauen Sie die cDNA der Probe und eine Positivkontroll-DNA auf, z. B. ein kreisförmiges DNA-Stück, das als Plasmid bekannt ist und in das das gewünschte Amplikon kloniert ist.
Bevor Sie die Reaktionen in einer 96-Well-qPCR-Platte assemblieren, bereiten Sie eine 96-Zell-Tischvorlage auf Papier vor und markieren Sie jede Zelle mit der Reaktion, die in die Platte geladen wird. Die Reaktionen für jede Probe und jeden Standard sind in dreifacher Ausfertigung sowie für die Positiv- und Negativkontrolle, wie z. B. eine No-DNA-Reaktion, anzugeben.
Berechnen Sie die Reagenzienvolumina, die für einen Reaktions-"Mastermix" benötigt werden, der alle Reagenzien enthält, die in den Reaktionen konstant sind. Bereiten Sie genügend Mastermix für dreifache Reaktionen für alle Proben plus Kontrollen und weitere 10 % vor, um Pipettierfehler zu berücksichtigen.
Sobald die Reagenzien aufgetaut sind, montieren Sie den Mastermix in einem 1,5-ml-Mikrofuge-Röhrchen mit geringer Adsorption. Zu diesem Zweck zerkleinern Sie jedes Reagenz kurz, um es gründlich zu vermischen, sammeln Sie die Flüssigkeit an der Seite der Röhrchen mit einer Mini-Zentrifuge und pipettieren Sie das Reagenz in das Mikrofuge-Röhrchen. Achten Sie darauf, für jede Reaktionskomponente neue Pipettenspitzen zu verwenden. Nachdem alle Reagenzien hinzugefügt wurden, zum Mischen und Zentrifugieren vortexen. Aliquotieren Sie dann die entsprechende Menge Mastermix in die dafür vorgesehenen Vertiefungen auf der PCR-Platte.
Als nächstes zentrifugieren und zentrifugieren Sie jedes Röhrchen mit Proben- und Kontroll-DNA und pipettieren Sie die entsprechende Menge in die entsprechenden Wells auf der PCR-Platte. Sobald die Proben hinzugefügt wurden, verschließen Sie die Platte mit einer Siegelfolie und verwenden Sie das Siegelwerkzeug, um die Dichtung vollständig zu glätten und alle Luftblasen herauszudrücken. Reißen Sie die nicht klebenden Laschen vorsichtig von den Enden der Dichtung ab.
Um das Reaktionsgemisch vollständig im Boden der Vertiefungen zu sammeln, setzen Sie die Reaktionsplatte in eine Zentrifuge mit einem Plattenhalter ein und balancieren Sie den Rotor mit einer Gegengewichtsplatte richtig aus. Zentrifugieren Sie die Platte pulsiv auf 1.000 U/min und lassen Sie die Zentrifuge dann langsam und ohne Bremsen zum Stillstand kommen.
Setzen Sie die Reaktionsplatte in die qPCR-Maschine ein. Stellen Sie das PCR-Programm gemäß den Herstellerangaben ein und stellen Sie die Schmelztemperatur entsprechend dem verwendeten Primerpaar ein. Stellen Sie das Reaktionsprogramm auf Ausführung ein.
Sobald das qPCR-Programm abgeschlossen ist, wird die Software in der Lage sein, die bekannten Konzentrationen der Positivkontrolle zu verwenden, um die Menge an cDNA in jeder Reaktion zu berechnen. Anschließend kann die Virusmenge in der Originalprobe berechnet werden.
Sobald das qPCR-Programm abgeschlossen ist, wird die Software in der Lage sein, die bekannten Konzentrationen der Positivkontrolle zu verwenden, um die Menge an cDNA in jeder Reaktion zu berechnen.
Mit den Ergebnissen aus der qPCR, dem in die Vertiefungen überführten Volumen, der Extraktion aus dem Boden und dem Faktor aus der reversen Transkription kann die Anzahl der Viren in der ersten Bodenprobe berechnet werden.
Nachdem Sie nun wissen, wie die qPCR durchgeführt wird, schauen wir uns an, wie sie zur Analyse verschiedener Umweltproben verwendet werden kann.
qPCR kann verwendet werden, um die Menge an Viren zu quantifizieren, die aus vielen verschiedenen Arten von Proben gewonnen wurden. In dieser Anwendung wurden zwei verschiedene Arten von Adenoviren aus Wasserproben mit einer Reihe unterschiedlicher Methoden konzentriert. Anschließend wurde die DNA aus den Viren extrahiert und einer qPCR unterzogen, um die relative Effizienz der Konzentrationsmethoden zu bewerten.
Eine weitere Anwendung für die qPCR-basierte mikrobielle Zählung ist die Quantifizierung des Bakteriengehalts in Lebensmitteln und landwirtschaftlichen Proben - in diesem Beispiel Kot- und Einstreuproben aus Hühnerfarmen. Anstatt auf einzelne Spezies abzuzielen, führten die Wissenschaftler eine qPCR mit Primern gegen ein hochkonserviertes Gen durch, das in allen Bakterien vorkommt, und quantifizierten die gesamte Bakteriengemeinschaft in den Proben.
Wie bereits erwähnt, besteht ein Nachteil der traditionellen qPCR-Methode darin, dass lebende und tote Mikroben nicht unterschieden werden können. Durch die Zugabe einer Chemikalie namens Propidiummonoazid (PMA), die nur dort in tote Zellen eindringen kann, wo sie an die DNA bindet, um nachfolgende enzymatische Reaktionen wie PCR zu hemmen, konnten die Forscher hier zwischen lebenden und toten Kulturen von E. coli O157:H7 unterscheiden, einem häufigen pathogenen Stamm, der in kontaminierten Lebensmitteln und Wasser vorkommt.
Sie haben gerade die Einführung von JoVE in die Quantifizierung von Mikroorganismen und Viren aus der Umwelt mittels qPCR gesehen. Sie sollten nun verstehen, wie qPCR funktioniert, wie man qPCR verwendet, um die Menge einer Mikrobe in einer Umweltprobe zu messen, und einige Anwendungen dieser Technik. Danke fürs Zuschauen!
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