Name: Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 52 s
Description: Lernen Sie eine kostengünstige Methode zur gleichzeitigen Mikroinjektion von Neurotransmittern und elektrophysiologischen Aufzeichnungen im Rattenhirn. Diese Technik ermöglicht präzise Wirkstoffzufuhr mit Echtzeit-Monitoring neuronaler Aktivität.

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Unterstützt durch Zuschüsse von CIHR (MOP231122) und NSERC (RGPIN-2014-06503). Wir danken Geneviève Cyr für ihre Hilfe bei der Vorbereitung der Experimente und der Betreuung der Laborarbeiten. MAL erhielt ein Stipendium des Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC).

HINWEIS: Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien des Canadian Council zum Schutz der Tiere und der Ethik-Review Board der Université de Montréal durchgeführt. 1. Montage der Recording-Injektionspipette <ol><li> Ziehen Sie einen ca. 7 cm lange Glaskapillare (1 mm Außendurchmesser) mit einer Pipette Abzieher. </li><li> Brechen Sie die Spitze der Kapillare und überprüfen Sie die Öffnung unter einem Lichtmikroskop. Zu bestätigen, dass der Innendurchmesser zwischen 30 um bis 40 um. </li><li> Legen Sie eine 7 cm lange Silberdraht in das Glaskapillare mit ca. 1 cm aus dem nicht-verjüngte Ende des Glaspipette herausragen. </li><li> Biegen Sie die überschüssige Faden orthogonal zur Glaskapillare. </li><li> Anwenden eines Tröpfchens aus flexiblem Kunststoffkleber auf der Welle einer 30 G Injektionsnadel. </li><li> Legen Sie eine 30 G Injektionsnadel in der Glaspipette nach den Schaltplänen in Abbildung 1 dargestellt </strong&gt;. </li><li> Fügen Sie eine zweite Beschichtung aus Klebstoff, um eine ordnungsgemäße Abdichtung der Verbindungsstelle zwischen der Glaspipette und der Injektionsnadel zu gewährleisten. </li><li> Lassen Sie die Pipette mit der Spitze nach oben für etwa 12 Stunden, um eine ordnungsgemäße Aushärtung des Klebers sicherzustellen trocknen. Das fertige Ergebnis ist in Abbildung 2 dargestellt. </li></ol> Hinweis: Dieses Verfahren ist auf akuten Experimenten und Sterilisation der Pipettierspitze durchgeführt wird, nicht erforderlich. 2. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Legen Sie die Ratte in einer Anästhesie-Box. </li><li> Induzieren Anästhesie unter Verwendung von 4% Isofluran für 5 bis 10 min. </li><li> Legen Sie das Tier auf einem stereotaktischen Tisch mit Heizkissen und rektale Sonde, um eine Körpertemperatur von 37 ° C zu halten. Verwenden Sie einen Nasenkegel auf die Anästhesie mit 2% Isofluran erhalten. Sichere Kopf der Ratte mit Ohr Bars und Zahnhalter. </li><li> Bewerben Augensalbe oder Augentropfen, die 1% Atropin fällt auf in Pupillenerweiterung zu unterstützen sind. Bis zur Trockenheit zu verhindern, gelten Schmier Tropfens etwa alle 30 Minuten. </li><li> Rasur den Kopf und reinigen Sie es mit 10% Povidon-Iod. </li><li> Zur Lokalanästhesie, injizieren 0,5 ml 2% Lidocain unter der Kopfhaut in 2-3 Standorten durch Anheben der Haut und dem Einlegen der Spitze der Nadel. </li><li> Bestätigen angemessene Gabe von Betäubungsmitteln durch Ausführen einer Zehe Prise und Beobachten der Mangel an Bewegung. Darüber hinaus ist die Herzrate, um sicherzustellen, daß sie innerhalb normaler Werte (300 bis 400 Schläge / min) ist. </li><li> Einzuschneiden die Kopfhaut in einer geraden Linie entlang der Mittel mit einem # 10 Skalpell, um sowohl die koronalen und sagittalen Nähten aussetzen. </li><li> Decke die Lambda und Bregma Punkte, indem beiseite das Gewebe, das Abdecken wird den Schädel mit einem chirurgischen Spachtel. </li><li> Pegel den Schädel, so daß Bregma und Lambda-Positionen sind auf der gleichen Ebene. </li><li> Um den Referenzpunkt gesetzt, verwenden Sie einen stereotaktischen Gerät mit einem Glasrohr montiert, um es direkt über Bregma gesetzt. Dies wird die &quot;Null&quot; für die von vorne nach hinten und medial-lateral Messungen koordiniert. </li><li> Stellen Sie den Punkt von Interesse, indem Sie den stereotaktischen Halterung auf die erforderlichen Koordinaten, beachten Sie die stereotaktischen Koordinaten und zeichnen Sie ein Quadrat um den Zielbereich, der markiert, wo die Kraniotomie durchgeführt. </li><li> Verwenden Sie einen chirurgischen Bohrer mit einem sterilisierten Bohrer entlang der markierten Quadrat langsam ohne Druck langsam entfernen Sie das Knochenmaterial. Seien Sie vorsichtig, zu lange in der gleichen Gegend nicht zu bohren, da es die Wärme erzeugen und verursachen Läsionen auf der Rinde. </li><li> Wenn die Knochen des Schädel Abgrenzung ausreichend dünn werden, entfernen Sie vorsichtig den Hirnschnitt mit einer Pinzette, um die Rinde aus. </li><li> Häufig bewässern den freiliegenden Kortex mit künstlicher Zerebrospinalflüssigkeit zu Gewebeaustrocknung zu verhindern. HINWEIS: Dura mater Entfernung unnötig ist an der Ratte als die Spitze des Elektrodenpillen ist robust genug, um zu durchdringen. </li></ol> 3. Füllen und Montage des Einspritzsystems <ol><li> Füllen Sie das5-10 &amp; mgr; l-Mikrospritze durch Aspiration mit Mineralöl. </li><li> Füllen Sie die Injektionsnadel mit der festen Glaspipette mit einer Lösung von 0,5% Chicago Sky Blue (CSB) und 300 &amp; mgr; M γ-Aminobuttersäure (GABA) oder einer Lösung von 2% Lidocain mit 0,5% CSB 9. Verdünnen Sie alle Lösungen mit Kochsalzlösung. <ol><li> Im Fall von einer reichlichen Stoff, füllen Sie mit einem normalen Spritze und verwenden Sie die üblichen Vorsichtsmaßnahmen Techniken, um die Bildung von Luftblasen zu vermeiden. </li><li> Im Fall teurer Substanzen zu verwenden, Mineralöl, um die Elektrodenpillen zu füllen und das chemische Mittel können dann durch Absaugen eingeführt werden. Da der Dichteunterschied zwischen Erdöl und Wasser ist relativ hoch, diese Substanz ist ein guter Kandidat für die Injektion von wässrigen Lösungen. HINWEIS: Ein Farbstoff zugegeben werden, um die Trennung zwischen den beiden Flüssigkeiten zu bestätigen. </li></ol></li><li> Um die Injektionspipette füllen, füllen Sie eine 1-ml-Spritze mit der Lösung durch Absaugen und dann langsam zu injizieren die Lösungin die Injektionspipette. </li><li> Achten Sie sorgfältig auf Lecks in Regionen in 1 durch Abtupfen diese Bereiche sauber und Beobachten Leckagen durch weiteres Einspritzen der Lösung langsam mit der Spritze angezeigt. </li><li> Entfernen Sie die 1-ml-Spritze. Dabei ist, lesen Sie leichten Druck auf den Kolben zu halten, so dass das Vakuum nicht die Lösung aus der Injektionspipette entfernen. </li><li> Füllen Sie den Mikrospritze mit Mineralöl durch Aspiration und befestigen Sie sie fest auf die gefüllte Injektionspipette, dann vorsichtig Wischen Sie überschüssige Lösung aus der montierten Elektrodenpillen mit Gaze. </li><li> Sicherzustellen, dass die Spitze nicht durch die Injektion ein sehr kleines Volumen, genug, um einen kleinen Tropfen bilden sich an der Spitze der Glaspipette siehe blockiert. </li><li> Montieren Sie den Elektrodenpillen auf dem Mikrosystem und sicherzustellen, dass sie gut befestigt. </li><li> Vorsichtig Position der Elektrodenpillen Spitze an den Zielkoordinaten und senken Sie die Spitze an die Oberfläche der Hirnrinde. </li><li> Langsam senken die injectrode mit dem Zielgerät an die Zielstruktur (superior colliculus in diesem Fall) mit den entsprechenden anatomischen Koordinaten. </li><li> Decken Sie die freiliegenden Kortex mit warmen Agar zu Gewebeaustrocknung zu verhindern. </li></ol> 4. Injection und reversible Inaktivierung <ol><li> Stellen Sie die Mikroinjektionspumpe bei 40 nl / min, und drücken Sie Run injizieren 400 bis 800 nl, um die Injektion zu starten. Beachten Sie, dass Spike-Rate wird Reduktion während der Injektion zu zeigen. HINWEIS: In der Versuchsanordnung, die neuronale Aktivität innerhalb einer Stunde gewonnen nach dem Ende des GABA Lieferung. Jede kalibrierte mechanische Vorrichtung verwendet werden, um Druck auf die Mikroinjektionsspritze, um das Einspritzen durchzuführen anzuwenden. </li><li> Nach dem Erwerb der elektrophysiologischen Daten, einschläfern mit einem von der örtlichen Tierethik Gemeinschaft zugelassenen Methode. </li></ol>

<ol><li>Martin, J. H., Ghez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacological+inactivation+in+the+analysis+of+the+central+control+of+movement%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Pharmacological inactivation in the analysis of the central control of movement.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 145-159 (1999).</li>
<li>Ponce, C. R., Hunter, J. N., Pack, C. C., Lomber, S. G., Born, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+indirect+pathways+to+visual+response+properties+in+macaque+middle+temporal+area+MT%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+Of+Neuroscience+The+Official+Journal+Of+The+Society+For+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Contributions of indirect pathways to visual response properties in macaque middle temporal area MT.</a> The Journal Of Neuroscience The Official Journal Of The Society For Neuroscience. 31 (10), 3894-3903 (2011).</li>
<li>Lomber, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+advantages+and+limitations+of+permanent+or+reversible+deactivation+techniques+in+the+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The advantages and limitations of permanent or reversible deactivation techniques in the assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 109-117 (1999).</li>
<li>Malpeli, J., Schiller, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 1 (2), 143-151 (1979).</li>
<li>Lomber, S. G., Payne, B. R., Horel, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cryoloop%3A+an+adaptable+reversible+cooling+deactivation+method+for+behavioral+or+electrophysiological+assessment+of+neural+function%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">The cryoloop: an adaptable reversible cooling deactivation method for behavioral or electrophysiological assessment of neural function.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 179-194 (1999).</li>
<li>Gonzalez-Perez, O., Guerrero-Cazares, H., Quiñones-Hinojosa, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeting+of+deep+brain+structures+with+microinjections+for+delivery+of+drugs%2C+viral+vectors%2C+or+cell+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Targeting of deep brain structures with microinjections for delivery of drugs, viral vectors, or cell transplants.</a> Journal Of Visualized Experiments. (46), (2010).</li>
<li>Hupé, J., Chouvet, G., Bullier, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+and+temporal+parameters+of+cortical+inactivation+by+GABA%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Spatial and temporal parameters of cortical inactivation by GABA.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 129-143 (1999).</li>
<li>Casanova, C., McKinley, P., Molotchnikofff, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responsiveness+of+Reorganized+Primary+Somatosensory+%28SI%29+Cortex+after+Local+Inactivation+of+Normal+SI+Cortex+in+Chronic+Spinal+Cats%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+Motor+Research%22%5BJournal%5D)">Responsiveness of Reorganized Primary Somatosensory (SI) Cortex after Local Inactivation of Normal SI Cortex in Chronic Spinal Cats.</a> Somatosensory & Motor Research. 8 (1), 65-76 (1991).</li>
<li>Malpeli, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> Journal Of Neuroscience Methods. 86 (2), 119-128 (1999).</li>
<li>Minville, K., Casanova, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+frequency+processing+in+posteromedial+lateral+suprasylvian+cortex+does+not+depend+on+the+projections+from+the+striate-recipient+zone+of+the+cat%E2%80%99s+lateral+posterior-pulvinar+complex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Spatial frequency processing in posteromedial lateral suprasylvian cortex does not depend on the projections from the striate-recipient zone of the cat’s lateral posterior-pulvinar complex.</a> Neuroscience. 84 (3), 699-711 (1998).</li>
<li>Diao, Y., Wang, Y., Xiao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Representation+of+the+binocular+visual+field+in+the+superior+colliculus+of+the+albino+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Representation of the binocular visual field in the superior colliculus of the albino rat.</a> Experimental Brain Research. 52 (1), 67-72 (1983).</li>
</ol>

Wir haben nichts offenzulegen.

Das vorgeschlagene Protokoll wurde entwickelt, um die Herausforderungen, die sich aus aktuellen reversible Inaktivierung Methoden zu lösen. Genauer gesagt, dieses Projekt auf die Verfeinerung der für chemische Mikroinjektionen von Stoffen Modulation neuronaler Aktivität, vor allem in tiefen Hirnstrukturen verwendeten Verfahren ab. Eine technische Herausforderung, die aus dieser Art von Setup ist die Notwendigkeit für beide Sonden in der gleichen begrenzten Raum in vivo, um eine präzise Aufnahmen an der Injektio...

Die Inaktivierung des kortikalen Bereichen subkortikalen Kerne in der Studie von funktionalen Beziehungen zwischen verschiedenen Gehirnstrukturen 2-4 wichtig. Jüngsten Literatur loss-of-function chemische oder Kryo-Techniken eingesetzt, um die Rolle von Hirnstrukturen 2,5 studieren. Hinsichtlich pharmakologischer Mikroinjektionen, kleine Volumina von Medikamenten können in einer Gehirnregion mit einer kontrollierten Geschwindigkeit unter Minimierung der Kollateralschäden an das umgebende Gewebe 6,7, verabreicht werden. Diese Technik kann verwendet werden, um spezifische Agonisten, inverse Agonisten oder Antagonisten zu liefern, um die Wirkung verschiedener pharmakologischer Ziele auf neuronale Aktivität zu untersuchen. Solche Effekte können auch durch Messen von Veränderungen in der neuronalen Antworten von fernen Standorten ermöglicht es Forschern, die Beziehungen zwischen verschiedenen kortikalen und subkortikalen Strukturen untersuchen sucht werden. Hierbei ist die Anordnung einer Vorrichtung, die Elektrodenpillen, fähig bo zeigen wir,th Aufzeichnen elektrophysiologischer Signale und Verteilen kleiner Mengen von Arzneimitteln an der Zielposition. Wir zeigen die Fähigkeiten dieses Systems durch Einspritzen von GABA, einen gemeinsamen Inhibitor der neuronalen Aktivität im Ratten Colliculus superior. Diese Region ist empfindlich auf visuelle Stimulation, die uns visuell evozierten Aktivität verwenden, um Mehrfach-Elektrodenpillen Lokalisierung zu bestätigen erlaubt. Die Reversibilität der Inaktivierung wurde durch die Wiederherstellung der normalen neuronalen Aktivität nach dem Ende des GABA Injektion beurteilt. Die Fähigkeit, von der Injektionsstelle zu überwachen Multi-Unit-Aktivität ermöglicht die Feinabstimmung der Injektionsraten und Volumina, um die gewünschte pharmakodynamische Reaktion zu erzielen. Daher ist es ein Vorteil dieser Technik das Potential Begrenzung der Gewebeschädigung durch Mikroperfusionskammer verursacht, da die kleinste wirksame Mengen injiziert werden. Das vorgeschlagene Protokoll bietet eine kosteneffiziente Methode zur Erzeugung des Einweg Hardware notweny für die Durchführung von Experimenten, in denen Arzneimittelabgabe und lokale neuronale Aktivität Aufzeichnung erwünscht ist.

<table><tbody><tr><td>Einspritzpumpe (UltraMicroPump III)</td><td>WPI</td><td>#UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Injektionskonsole (Micro4 Controller)</td><td>WPI</td><td>#SYS-MICRO4</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton Spritze</td><td>Hamliton</td><td>(80301) 701LT 10 & micro; L SYR</td><td>Spritzen zwischen 5 und 10 &mu; l verwendet</td></tr><tr><td>Flexibler Kunststoffkleber</td><td>Lepage</td><td>393915</td><td>Die Gelform lässt sich leichter auf den Schaft des 30&nbsp; G Injektionsnadel, die nach dem Trocknen eine wasserdichte Versiegelung bildet.</td></tr><tr><td>Glaspipetten</td><td>WPI</td><td>#TW100F-4</td><td>dünnwandig, 1&nbsp; mm Außendurchmesser, 0,75&nbsp; mm ID mit verwendeten Filamentpipetten</td></tr><tr><td>720 Nadelpipettenzieher</td><td>Kopf</td><td>720</td><td></td></tr><tr><td>Silberdraht</td><td>A-M Systems, Inc.</td><td>782500</td><td>Blank 0.010"</td></tr></tbody></table>

gleichzeitige elektrophysiologische aufzeichnung und micro-injektionen von hemmstoffe im gehirn von nagetieren

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Hier beschreiben wir ein Verfahren für die Konstruktion unter Verwendung kommerziell zugängliche und preiswerte Teile einer Einweg- &quot;Elektrodenpillen&quot;. Ein Prüfsystem entwickelt, das für die Injektion eines Arzneimittels ermöglicht, während der Aufzeichnung von elektrophysiologischen Signalen aus dem betroffenen Neuronenpopulation. Dieses Verfahren stellt eine einfache und kostengünstige Alternative zu kommerziellen Lösungen. Eine Glaspipette wurde durch die Kombination mit einer Injektionsnadel und einem Silberdraht modifiziert. Die Elektrodenpillen auf Handels Mikrodosierspritzenpumpe zur Arzneimittelabgabe beigefügt. Dies führt zu einem Verfahren, das Echtzeit-Rückkopplung liefert Pharmakodynamik durch Multi-unit extrazelluläre Signale von der Stelle der Arzneimittelzuführung Ursprung. Als proof of concept verzeichneten wir neuronale Aktivität aus dem Colliculus superior durch Lichtblitze bei Ratten hervorgerufen, die gleichzeitig mit der Lieferung von Arzneimitteln durch die Elektrodenpillen. Die Elektrodenpillen Aufzeichnungskapazität ermöglicht die funktionelle Charakterisierung des injection Seite begünstigt eine genaue Kontrolle über die Lokalisation der Arzneimittelabgabe. Die Anwendung dieses Verfahrens erstreckt sich auch weit über das, was hier gezeigt, wie die Wahl der chemischen Substanz in die Elektrodenpillen geladen ist riesig, darunter Verfolgung Marker für anatomischen Experimenten.

Der Aufbau des Elektrodenpillen ist in Abbildung 1 Ein Silberdraht (C) dargestellt ist, in einer Glaspipette (D) mit einem Teil der gebogenen Draht zugeführt und aus der Öffnung herausragt. A 30 G-Nadel (B) befestigt ist und an der Öffnung der Glaspipette mit Klebstoff abgedichtet. Nachdem die Pipette mit der Injektionssubstanz gefüllt worden ist, wird ein Glasmikrospritze (A) an der Nadel befestigt ist. Es ist wichtig, dass es eine gute Abdichtung, wenn die Mikrospritze verbunden mit der Nadel (E), und...

Hier stellen wir eine Glaspipette mit doppelter Funktion her: Hemmung tiefer Hirnstrukturen durch Mikroinjektionen von Medikamenten und Echtzeitüberwachung ihrer Wirkung durch gleichzeitige elektrophysiologische Aufzeichnungen.

Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Das allgemeine Ziel dieses Verfahrens besteht darin, eine kostengünstige Injektionsleitung zu konstruieren, um Neurotransmitter in den oberen Hügel des Rattengehirns einzuspritzen, während gleichzeitig die multi-unit neuronale Aktivität überwacht wird. Dies wird erreicht, indem zunächst eine Glaspipette aus einer Glas-Kapillare und einem vertikalen Mikropipettenzug hergestellt wird. Der zweite Schritt besteht darin, einen Silberdraht in die Kapillare einzuführen, wobei ein Abschnitt des Drahtes aus dem nicht konisch zulaufenden Ende herausragt.Anschließend wird Kleber verwendet, um eine dichte Verbindung zwischen der Glaspipette und einer Hohlnadel herzustellen. In den letzten Schritten wird die Pipette mit einer GABA-Lösung, die mit Chicago-Sky-Blue gefärbt ist, gefüllt, die an eine Mikrospritze angeschlossen ist, die mit Mineralöl gefüllt und an einen Mikroinjektor befestigt ist. Letztendlich kann dieser Aufbau einer Injektionsvorrichtung mit leicht verfügbaren und kostengünstigen Komponenten dazu verwendet werden, tiefe Hirnstrukturen zu inaktivieren, während gleichzeitig die neuronale Aktivität des inaktivierten Bereichs vor, während und nach der Injektion eines Wirkstoffs aufgezeichnet wird.Es gibt einige Vorteile dieser Technik gegenüber anderen bestehenden Methoden wie gasbasierten Druckimpulsen und lichtgesteuerten Injektionssystemen. Ein Vorteil ist, dass es sich um eine kosteneffiziente Methode handelt, die eine funktionale Steuerung der Arzneimittelfreisetzung ermöglicht und dadurch Gewebeschäden durch Überinjektion begrenzt. Ein weiterer Vorteil dieses Systems ist die kombinierte Aufnahmefunktion, die eine effiziente Kontrolle über die zeitliche Komponente der neuronalen Deaktivierung ermöglicht.Um die Aufzeichnungsinjektionspipetten vorzubereiten, ziehen Sie zunächst eine sieben Zentimeter lange Kapillare mit einem Außendurchmesser von einem Millimeter für ein Cop-Vertikalmodell. Sieben 20 oder ähnliche Einheit. Stellen Sie den Heizer auf 18 und das Solenoid auf 1 ein. Tragen Sie anschließend Handschuhe und brechen Sie manuell die Spitze ab, um eine Öffnung zu erzeugen. Überprüfen Sie unter dem Mikroskop, ob der Innendurchmesser zwischen 30 und 40 Mikrometern liegt.Messen Sie dies mit dem Skalierungslineal im Sucher. Es ergibt einen relativ niedrigen Impedanzwert von 0,3 bis 0,6 Megaohm. Führen Sie dann von dem nicht konisch zulaufenden Ende aus einen silbernen Draht von etwa sieben Zentimeter Länge in die Pipette ein und lassen Sie ein bis zwei Zentimeter des Drahtes aus der Pipette herausragen.Biegen Sie diesen überschüssigen Draht orthogonal zur Kapillare. Nehmen Sie als Nächstes eine Hohlnadel mit 30er Gauge und tragen Sie einen flexiblen, plastischen Klebstoff auf den Schaft auf. Führen Sie die Nadel dann langsam in die Pipette ein.Soweit wie möglich. Geben Sie mehr Klebstoff hinzu, um eine Abdichtung an der Verbindungsstelle zwischen Pipette und Nadel zu erzeugen. Lassen Sie die montierte Einheit bei nach oben zeigender Pipettenspitze etwa 12 Stunden trocknen.Nach der Anästhesie und Fixierung der Ratte im stereotaktischen Rahmen Augensalbe auftragen und den Kopf kahl rasieren. Nach Applikation eines Lokalanästhetikums und Bestätigung einer chirurgischen Anästhesietiefe die Kopfhaut entlang der Medianlinie mit einer Klingennummer 10 eröffnen. Dadurch werden die Sagittalfuge und die Koronalfuge freigelegt.Danach mithilfe eines chirurgischen Spatels die anatomischen Referenzpunkte Lambda und bgma identifizieren. Die Position des Kopfes so justieren, dass diese Orientierungspunkte in derselben horizontalen Ebene liegen. Anschließend einen feinen, starren Zeiger, beispielsweise ein Glasröhrchen, am bgma auf Null stellen.Als Nächstes justieren Sie die Position des Tubus an eine interessierende Stelle unter Verwendung der Koordinaten aus dem bgma. Zeichnen Sie mit dem Edding ein Quadrat um den Zielbereich für die Kraniotomie. Entfernen Sie nun mit dem chirurgisch sterilisierten Bohrer langsam den Knochen entlang der Markierungen.Beginnen Sie damit, so wenig Druck wie möglich auszuüben, und halten Sie den Bohrer in Bewegung, um durch Reibung verursachte Gewebeschäden zu vermeiden, wenn der Knochen dünn geworden ist; entfernen Sie den quadratischen Abschnitt vorsichtig mit einer Pinzette. Die Dora MA muss nicht entfernt werden, da die Injektion im weiteren Verlauf hindurchdringen wird. Halten Sie die freigelegte Kortex kontinuierlich mit zerebrospinaler Flüssigkeit benetzt.Bereiten Sie die Injektion vor, indem Sie zunächst eine Fünf- bis Zehnmikroliter-Spritze mit Mineralöl füllen. Danach bereiten Sie die Substanz Ihrer Wahl mit einem Farbstoff in physiologischer Kochsalzlösung vor. Hier wird 0,5 % Chicago Sky Blue mit 300 Mikromolar GABA gemischt.Füllen Sie nun die Injektionspipette, indem Sie zunächst eine Ein-Milliliter-Spritze mit einer vorbereiteten Lösung beladen und dann die Spritze verwenden, um die Pipette zu befüllen. Beim Entfernen der Spritze halten Sie einen leichten Druck auf den Kolben, damit kein Vakuum die Lösung aus der Injektionsöffnung saugt. Überprüfen Sie mögliche Leckstellen auf austretende Flüssigkeit.Wischen Sie jegliche überschüssige Flüssigkeit ab und überprüfen Sie erneut auf Leckagen. Befestigen Sie nun die Mikrospritze mit Mineralöl an der Injektionsöffnung. Wischen Sie anschließend jegliche überschüssige Lösung ab.Mit Gaze. Überprüfen Sie die Injektionsspitze. Es sollte möglich sein, kleine Tropfen der Lösung hindurchfließen zu lassen; andernfalls ist sie verstopft, oder befestigen Sie den Injektor nun sicher an einem Mikropumpensystem.Danach verschieben Sie die Position der Injektionskanüle zu den Zielkoordinaten und senken die Elektrode bis zum oberen Hügel (superior colliculus), der durch die Ableitung visuell evozierter Potentiale identifiziert werden kann. Während das Absenken der Elektrode erfolgt, wenden Sie einen geringen positiven Druck an, indem Sie eine niedrige Injektionsrate verwenden, um ein Verstopfen zu vermeiden. Stellen Sie die Injektion ein, sobald die Struktur erreicht ist.Nach dem Einführen der Injektion bedecken Sie die freiliegende Hirnrinde mit warmer Agarose, um Austrocknung zu verhindern. Nach der endgültigen Platzierung der Elektrode warten Sie 30 Minuten, damit sich das umliegende Gewebe um die Elektrode stabilisieren kann. Injizieren Sie anschließend 400 bis 800 Nanoliter Lösung mit einer Rate von 40 Nanolitern pro Minute, bis eine Aktivierung neuronaler Aktivität im oberen Hügel erfolgt; während der Injektion der hemmenden Lösung sollte die Elektrode eine Verringerung der Spikesignale zeigen.Visuell evozierte Potentiale wurden im oberen Hügel erfasst. Nach einem 300 Millisekunden langen Lichtblitz an das kontralaterale Auge im Anschluss an die Injektion von GABA wurde die Spikaktivität als Reaktion auf einen Lichtreiz 45 bis 60 Minuten lang unterdrückt. Während dieses Verfahrens ist es wichtig, beim Befüllen auf Lecks zu prüfen und sicherzustellen, dass die Wirkstofflösung ungehindert durch die Injektionsspitze fließt.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Wir haben eine Methode zur gleichzeitigen funktionellen Kernspintomographie und elektrophysiologischen Aufnahme in das Nagetier Gehirn entwickelt, eine Plattform für die Untersuchung der Beziehung zwischen neuronaler Aktivität und der Blutoxygenierung level dependent (BOLD) MRT-Signal.

Gleichzeitige fMRI und Elektrophysiologie in der Nager Gehirn

Es wird ein Verfahren zur Manipulation der Aktivität der zerebralen kortikalen Pyramidenzellen optogenetically während das Elektroenzephalogramm, Elektromyogramm, und zerebrale Laktatkonzentration überwacht werden beschrieben. Experimentelle Aufnahmen werden auf Kabel-tethered Mäusen durchgeführt, während sie spontane Schlaf / Wach-Zyklen. Optogenetische Ausrüstung wird in unserem Labor zusammengebaut; Kontrollgerät ist kommerziell erhältlich.

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex

Dieses Protokoll beschreibt den Zusammenbau und die Verwendung einer Injektionsrode für die präzise Verabreichung von Medikamenten in gezielte Gehirnregionen einer anästhesierten Ratte, gefolgt von der Überwachung der neuronalen Aktivität durch aufgezeichnete elektrische Signale.

Wirkstoff-Mikroinjektion mit elektrophysiologischer Aufzeichnung in einem Rattengehirn

Dieses Video zeigt das detaillierte Verfahren zur Vorbereitung einer anästhesierten Ratte für elektrophysiologische Aufzeichnungen der Gehirnaktivität von mehreren Stellen. Die Kopfhaut wird präpariert, um Zugang zum Schädel zu erhalten, und es werden Löcher an präzisen Stellen gebohrt, um Elektroden zu installieren und zu sichern. Wolfram-Mikrodrahtelektroden werden dann an der Zielstelle eingesetzt, um die Daten aufzuzeichnen.

In vivo Elektrophysiologische Aufzeichnungen von Gehirnaktivitäten von mehreren Stellen bei Ratten

Das Video demonstriert die gleichzeitige elektrophysiologische Aufzeichnung von mehreren Gehirnregionen bei einer Ratte unter Verwendung eines integrativen Mikroantriebsarrays. Aufzeichnungselektroden werden im Riechkolben platziert, Referenzelektroden im frontalen Kortex und Mikroantriebs-Array-Elektroden im Hippocampus. Die Ratte kann frei nach Futter suchen, und die gleichzeitige Aufzeichnung von allen implantierten Elektroden wird mit dem Array aufgezeichnet.

Eine Micro-Drive-Array-Methode zur elektrophysiologischen Aufzeichnung von mehreren Hirnregionen

Dieses Video zeigt das Verfahren zur gleichzeitigen Aufzeichnung von kolokalisierter Elektroenzephalographie (EEG) und lokalen Feldpotentialen (LFPs) bei einer anästhesierten Ratte. Bei diesem Prozess wird die Ratte vorbereitet und Stimulationselektroden an ihren Schnurrhaarpolstern befestigt. Eine EEG-Spinnenelektrode wird für Oberflächen-EEG-Messungen auf den Schädel der Ratte gelegt. Gleichzeitig wird eine Mehrkanal-Mikroelektrode durch ein Bohrloch im Schädel in eine bestimmte Hirnregion...

Gleichzeitige elektroenzephalographische und lokale Feldpotentialaufzeichnungen bei einer anästhesierten Ratte

Hemmung der neuronalen Aktivität und deren elektrophysiologischer Nachweis bei einer Ratte

Wir stellen Methoden zur Konstruktion von Elektroden vor, um gleichzeitig extrazelluläre neuronale Aktivität aufzuzeichnen und mehrere neuroaktive Substanzen in der Nähe der Aufzeichnungsstellen bei wachen Mäusen freizusetzen. Diese Technik ermöglicht die detaillierte Analyse mutmaßlicher lokaler synaptischer Eingaben an das interessierende Neuron.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Methode zur gleichzeitigen Erfassung von Co lokalisierte Elektroenzephalographie (EEG) und Multi-laminar lokales Feld bei einem anästhesierten Ratte. Eine Grat-Bohrung im Schädel für das Einfügen von einer Mikroelektrode erweist sich vernachlässigbar Verzerrung des EEG Signals zu produzieren.

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Wir veranschaulichen, Aufzeichnungs- und elektrische Modulation von 4-Aminopyridine-induzierte epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben mit Mikroelektrode Arrays durchzuführen. Eine benutzerdefinierte Aufnahme Kammer unterhält Gewebe Lebensfähigkeit während längerer experimentelle Sessions. Elektrode Zuordnung zu leben und Auswahl an anregenden Paare von eine benutzerdefinierte Benutzeroberfläche durchgeführt werden.

Aufnahme und Modulation der Epileptiformen Aktivität in Nagetier Gehirnscheiben gekoppelt mit Mikroelektrode Arrays

Wir präsentieren ein Mikroinjektionssystem für die Elektrophysiologie und die unterstützte Lieferung von experimentellen Sonden (d. h. Nanosensoren, Mikroelektroden) mit optionaler Medikamenteninfusion. Weit verbreitete mikrofluidische Komponenten sind mit einer Kanüle gekoppelt, die die Sonde enthält. Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Mikroinjektionskonstruktion ist enthalten, mit Ergebnissen während der Muscimol-Infusion in Makaken-Kortex.

Microinjectrode System für kombinierte Arzneimittelinfusion und Elektrophysiologie

Lernen Sie eine kostengünstige Methode zur gleichzeitigen Mikroinjektion von Neurotransmittern und elektrophysiologischen Aufzeichnungen im Rattenhirn. Diese Technik ermöglicht präzise Wirkstoffzufuhr mit Echtzeit-Monitoring neuronaler Aktivität.

Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren

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