Mikroelektroden-geführte Implantation von Elektroden in den Nucleus subthalamicus des Rats für die Langzeit-Tiefe Hirnstimulation

Ein Verfahren zur Implantation von Elektroden in den subthalamischen Kern (STN) von Ratten wird beschrieben. Eine bessere Lokalisierung des STN wurde durch den Einsatz eines Mikroaufzeichnungssystems erreicht. Des Weiteren wird ein Stimulationsaufbau vorgestellt, der sich durch lang anhaltende Verbindungen zwischen dem Kopf des Tieres und dem Stimulator auszeichnet.

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine aufzeichnungsgesteuerte Implantation von Mikroelektroden in den subthalamischen Kern von Ratten durchzuführen und anschließend eine langfristige Stimulation dieses Kerns durchzuführen. Dazu wird zunächst ein Elektrodenloch durch den freiliegenden Schädel gebohrt. Der zweite Schritt besteht darin, die Elektrode durch das Elektrodenloch in das Gehirn zu schieben und gleichzeitig die elektrische Aktivität in verschiedenen Regionen des Gehirns aufzuzeichnen, bis die spezifische Aktivität des STN nachweisbar ist.

Als nächstes wird die Elektrode fixiert, indem Zahnzement um den Elektrodenschaft aufgetragen wird, und der Kopfstecker wird am Elektrodenstift befestigt. Der letzte Schritt besteht darin, den Plug mit Zahnzement zu fixieren und ihn mit dem Draht zu verbinden, der zum Stimulator führt. Schließlich wird das entnommene Gehirn in acht Mikrometer dicke Scheiben geschnitten und mit Hämat, Toin und Eoin gefärbt, um zu zeigen, dass die Spitze der Elektrode im subthalamischen Kern platziert wird.

Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der Blindelektrodenimplantation besteht darin, dass die Aufzeichnung der geführten Implantation von Mikroelektroden das Targeting des subthalamischen Kerns mit hoher Genauigkeit verbessert. Tierversuche wurden von der Universität Burg und den gesetzlichen Behörden des Landes genehmigt und gemäß den Empfehlungen für die Forschung in experimentellen Schlaganfallstudien und der aktuellen tierexperimentellen Berichterstattung über in vivo-Versuche durchgeführt. Die Richtlinien beginnen mit der Betäubung der Ratte in einer Induktionskammer mit einer Luftzufuhr von zwei Litern pro Minute und einem Fluorgehalt von 3,5 %. Nehmen Sie die Ratte aus der Induktionskammer und rasieren Sie den Bereich zwischen den Ohren und den Augen. Verwenden Sie ein mit antiseptischer Lösung getränktes Wattestäbchen, um den rasierten Bereich abzutupfen.

Um lose Haare zu entfernen, schalten Sie den Luftstrom zum Nasenkonus um und stellen Sie die Anästhesie auf 2,5 % IsIs Fluor ein, das bei einer Durchflussrate von einem Liter pro Minute abgegeben wird. Positionieren Sie die Ratte auf dem Nasenkonus und platzieren Sie sie im stereotaktischen Rahmen. Überprüfen Sie den Grad der Anästhesie, indem Sie den Interdigitalbereich zusammendrücken.

Wird die Ratte ausreichend betäubt, werden die Abwehrreflexe aufgehoben. Tragen Sie Tierarztsalbe auf die Augen auf, um Trockenheit unter Narkose zu verhindern. Überwachen und halten Sie die Körpertemperatur der Ratte bei 37 Grad Celsius.

Injizieren Sie 0,2 Milliliter Mepivacain subkutan in die Mitte des rasierten Bereichs, um den Operationsbereich zu betäuben und ab diesem Zeitpunkt die Sterilität zu gewährleisten. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen Schnitt in der Mittellinie zu machen, der zwischen den Ohren beginnt und sich etwa zwei Zentimeter nach vorne erstreckt. Stellen Sie sicher, dass auch das Periost eingeschnitten ist, und legen Sie dann den Schädel mit vier Klammern frei.

Entfernen Sie das Periost vorsichtig mit einem Wattestäbchen, bis die koronalen und sagittalen Nähte freiliegen. Streiche jegliches Blut mit Watte. Befestigen Sie eine Nadel an einem Sondenhalter und markieren Sie dann die Spitze der Nadel mit einem schwarzen Filzstift.

Mit den Schrauben für den lateralen und dorsoventralen Antrieb der vorderen hinteren Mittellinie. Positionieren Sie die Spitze der Nadel direkt über bgma. Nehmen Sie die Messwerte der AP- und ML-Veneer-Skala vor.

Subtrahieren Sie 3,6 Millimeter vom AP-Messwert und 2,5 Millimeter vom ML-Messwert für die Elektrodenimplantation in den rechten STN. Senken Sie die Spitze der Nadel auf die Oberfläche des Schädels, um die Injektionsstelle mit dem Farbstoff aus dem Filzstift zu markieren, und klemmen Sie den Zahnbohrer auf den großen Sondenhalter des stereotaktischen Instruments. Bewegen Sie den Zahnbohrer an die markierte Stelle am Schädel und bohren Sie durch das Mikroskop ein Loch von etwa einem Millimeter Durchmesser durch den Schädel, bis die Dura sichtbar ist.

Dies ist das Loch für die Elektrode. Ziehen Sie die Dura mit einer Mikrodissektionszange oder einer sterilen Nadel zurück, da die Dura hart genug ist, um die Spitze der Elektrode zu zerstören. Bohren Sie mit dem Zahnbohrer in jedes frontale Squama und in das parietale Squama gegenüber dem Loch für die Elektrode.

Bohren Sie danach ein Loch in jedes interparietale Squama. Schrauben Sie in jedes der fünf Löcher eine Knochenschraube. Vermeiden Sie es, die Schrauben zu tief einzufädeln, da dies Druck auf das Gehirn ausübt.

Die Anzahl der Umdrehungen hängt von der Steigung der Schraube ab. Hier kommen zwei bis drei Umdrehungen jeder Schraube zum Einsatz. Trennen Sie den Sondenhalter vom stereotaktischen Instrument und klemmen Sie den Sondenhalter mit der Elektrode in den Mikromanipulator.

Bewegen Sie den Sondenhalter mit den Antriebsschrauben AP ML und DV mit der Elektrode, bis die Spitze fast Breg ma berührt. Beachten Sie die Messwerte der AP-, ML- und DV-Veneer-Skala bei breg ma. Heben Sie dann die Elektrode einige Millimeter an, um zu verhindern, dass die Elektrode bei Bewegung den Schädel abkratzt.

Um die Koordinaten der Position zu bestimmen, an der die Elektrode in das Loch eingeführt werden muss, addieren Sie 3,6 Millimeter zum AP-Messwert und fügen Sie 2,5 Millimeter zum ML-Messwert hinzu. Bewegen Sie die Elektrode mit den Antriebsschrauben AP und ML in die berechnete Position. Zu diesem Zeitpunkt sollte sich die Elektrodenspitze direkt über dem gebohrten Elektrodenloch befinden.

Senken Sie dann beim Blick durch das Mikroskop die Elektrode auf die Höhe der Dura ab. Notieren Sie dies als Null in DV-Richtung. Führen Sie dann die Spitze der Elektrode vorsichtig in das Gehirn ein.

Während Sie durch das Mikroskop schauen, verbinden Sie den Elektrodenstift mit dem Anschluss des Aufnahmesystems. Erden Sie das stereotaktische Instrument mit dem Gegengewicht des Raumes. Platzieren Sie dann einen Faradayschen Käfig über der Ratte im stereotaktischen Instrument anstelle eines Faradayschen Käfigs.

Sie können auch Alufolie verwenden, wie hier gezeigt, da ihre Wirkung die gleiche ist wie die eines Faradayschen Käfigs. Starten Sie das Aufnahmesystem, falls verfügbar. Verwenden Sie einen Lautsprecher, um ein akustisches Signal für die Entladung einzelner Einheiten zu erhalten, während die Elektrode vorgeschoben wird.

Führen Sie die Elektrode langsam in das Gehirn ein, während Sie die elektrische Aktivität während des Vorschiebens der Elektrode aufzeichnen. Reduzieren Sie während der Aufzeichnung die Anästhesie so weit wie möglich auf 0,8 bis 1 %, da niedrig anästhesierte Tiere eine deutlichere elektrische Gehirnaktivität zeigen. Die spezifische elektrische Aktivität des STN ist in der Regel in einer Tiefe zwischen 7,5 und 8,1 Millimetern von der Dura nachweisbar.

Die typische Aktivität von Neuronen im STN ist durch ein unregelmäßiges Feuermuster und eine hohe Feuerrate gekennzeichnet. Tupfen Sie nun das Blut oder die Zerebrospinalflüssigkeit ab, die beim Absenken der Elektrode an der Oberfläche des Schädels verdrängt wurde, mischen Sie dann eine kleine Menge Zahnzement und tragen Sie ihn dann mit einem kleinen Spatel um die Elektrode und um vier der fünf Schrauben auf. Wenn der Zahnzement ausgehärtet ist, trennen Sie den Elektrodenstift vom Elektrodenhalter und dem Stecker des Aufzeichnungssystems.

Lösen Sie dann die fünfte Schraube, die nicht mit Zahnzement befestigt war. Stecken Sie den Stecker auf den Elektrodenstift und befestigen Sie das Erdungskabel des Steckers mit der vierten Schraube. Tragen Sie Zahnzement um den Pfropfen auf, während der Zement eindickt.

Forme es um den Plug herum, um eine Kappe zu bilden. Vermeiden Sie scharfe Kanten des Zahnzementes, die dem Tier schaden könnten, und entfernen Sie diese während der Aushärtung. Die Wundränder entbräuden und mit einer Naht hinter der Kappe verschließen und vorne die Wundränder desinfizieren

Verbinden Sie den Kopfstecker mit dem Kabel, das an einem Drehgelenk befestigt ist. Entfernen Sie dann die Ratte aus dem stereotaktischen Instrument und verabreichen Sie eine geeignete postoperative Analgesie. 12,5 Milligramm pro Kilogramm.

Hier kommt Tramadol zum Einsatz. Setzen Sie die Ratte in einen sauberen Käfig mit thermischer Unterstützung und befestigen Sie den Wirbel an diesem Käfig. Beobachten Sie die Genesung des Tieres.

Dieses Bild zeigt einen acht Mikrometer dicken Schnitt, der mit Hämat, Toin und Eoin von einem Tier gefärbt wurde, das 14 Tage nach der Implantation und kontinuierlicher Stimulation getötet wurde, um die Position zu visualisieren, an der sich die Spitze der Elektrode befand. Eine durchgezogene Linie umgibt die STN. Eine kleine Läsion ist an der Stelle sichtbar, an der sich die Elektrodenspitze während eines 14-tägigen Stimulationszeitraums befand.

Es ist zu beachten, dass kein Eindringkanal der Elektrode sichtbar ist, was darauf hindeutet, dass die Elektrode das umgebende Gewebe nicht stört. Dieses Bild zeigt den gleichen Bereich bei höherer Vergrößerung. Eine kleine Anzahl von Entzündungszellen wurde um die Läsion herum aufgrund der Reaktion des Hirngewebes auf die Elektrodenspitze nachgewiesen.

Sobald Sie diese Technik beherrschen, kann sie in eineinviertel Stunden durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.