Name: Studium dynamischer Prozesse von Nano-Größe Objekte in Liquid Scanning Transmission Electron Micros mit (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 29 s
Description: Erfahren Sie die Flüssigphasen-Rastertunnelmikroskopie zur Beobachtung von Goldnanopartikeln in wässriger Umgebung. Diese Methode ermöglicht die Erfassung nanoskaliger dynamischer Prozesse in biologischen Proben.

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Wir danken E. Arzt für seine Unterstützung durch INM. Die Forschung wurde unter anderem durch den Leibniz-Wettbewerb 2014 gefördert.

<ol><li>Ring, E. A., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+system+for+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Microfluidic system for transmission electron microscopy.</a> Microsc. Microanal. 16, 622-629 (2010).</li>
<li>Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Opportunities+and+challenges+in+liquid+cell+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Opportunities and challenges in liquid cell electron microscopy.</a> Science. 350, 9881-9889 (2015).</li>
<li>de Jonge, N., Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+microscopy+of+specimens+in+liquid%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Nanotechnol%22%5BJournal%5D)">Electron microscopy of specimens in liquid.</a> Nat. Nanotechnol. 6, 695-704 (2011).</li>
<li>Zheng, H., Smith, R. K., Jun, Y. W., Kisielowski, C., Dahmen, U., Alivisatos, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Observation+of+single+colloidal+platinum+nanocrystal+growth+trajectories%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Observation of single colloidal platinum nanocrystal growth trajectories.</a> Science. 324, 1309-1312 (2009).</li>
<li>Evans, J. E., Jungjohann, K. L., Browning, N. D., Arslan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+growth+of+nanoparticles+from+solution+with+in+situ+liquid+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Controlled growth of nanoparticles from solution with in situ liquid transmission electron microscopy.</a> Nano Lett. 11, 2809-2813 (2011).</li>
<li>Alloyeau, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unravelling+kinetic+and+thermodynamic+effects+on+the+growth+of+gold+nanoplates+by+liquid+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">Unravelling kinetic and thermodynamic effects on the growth of gold nanoplates by liquid transmission electron microscopy.</a> Nano Lett. 15, 2574-2581 (2015).</li>
<li>Smeets, P. J., Cho, K. R., Kempen, R. G., Sommerdijk, N. A., De Yoreo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+carbonate+nucleation+driven+by+ion+binding+in+a+biomimetic+matrix+revealed+by+in+situ+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">Calcium carbonate nucleation driven by ion binding in a biomimetic matrix revealed by in situ electron microscopy.</a> Nat. Mater. 14, 394-399 (2015).</li>
<li>Peckys, D. B., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liquid+Scanning+Transmission+Electron+Microscopy%3A+Imaging+Protein+Complexes+in+their+Native+Environment+in+Whole+Eukaryotic+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Liquid Scanning Transmission Electron Microscopy: Imaging Protein Complexes in their Native Environment in Whole Eukaryotic Cells.</a> Microsc. Microanal. 20, 346-365 (2014).</li>
<li>de Jonge, N., Peckys, D. B., Kremers, G. J., Piston, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+microscopy+of+whole+cells+in+liquid+with+nanometer+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Electron microscopy of whole cells in liquid with nanometer resolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 106, 2159-2164 (2009).</li>
<li>Evans, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visualizing+macromolecular+complexes+with+in+situ+liquid+scanning+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Micron%22%5BJournal%5D)">Visualizing macromolecular complexes with in situ liquid scanning transmission electron microscopy.</a> Micron. 43, 1085-1090 (2012).</li>
<li>Dukes, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+microchip+design+and+application+for+in+situ+transmission+electron+microscopy+of+macromolecules%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Improved microchip design and application for in situ transmission electron microscopy of macromolecules.</a> Microsc. Microanal. 20, 338-345 (2014).</li>
<li>Ring, E. A., Peckys, D. B., Dukes, M. J., Baudoin, J. P., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicon+nitride+windows+for+electron+microscopy+of+whole+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">Silicon nitride windows for electron microscopy of whole cells.</a> J. Microsc. 243, 273-283 (2011).</li>
<li>de Jonge, N., Pfaff, M., Peckys, D. B. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/278397751_Practical_Aspects_of_Transmission_Electron_Microscopy_in_Liquid">Practical aspects of transmission electron microscopy in liquid.</a> Adv. Imag. Electr. Phys. 186, 1-37 (2014).</li>
<li>Verch, A., Pfaff, M., De Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exceptionally+slow+movement+of+gold+nanoparticles+at+a+solid%3Aliquid+interface+investigated+by+scanning+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Exceptionally slow movement of gold nanoparticles at a solid:liquid interface investigated by scanning transmission electron microscopy.</a> Langmuir. 31, 6956-6964 (2015).</li>
<li>Schneider, N. M., Norton, M. M., Mendel, B. J., Grogan, J. M., Ross, F. M., Bau, H. H. <a target="_blank" href="http://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jp507400n">Electron-water interactions and implications for liquid cell electron microscopy.</a> J. Phys. Chem. C. 118, 22373-22382 (2014).</li>
<li>Hermannsdoerfer, J., de Jonge, N., Verch, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+beam+induced+chemistry+of+gold+nanoparticles+in+saline+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Comm%22%5BJournal%5D)">Electron beam induced chemistry of gold nanoparticles in saline solution.</a> Chem. Comm. 51, 16393-16396 (2015).</li>
<li>Schuh, T., de Jonge, N. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S163107051300203X">Liquid scanning transmission electron microscopy: Nanoscale imaging in micrometers-thick liquids.</a> C. R. Phys. 15, 214-223 (2014).</li>
<li>Jensen, E., Burrows, A., Molhave, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monolithic+chip+system+with+a+microfluidic+channel+for+in+situ+electron+microscopy+of+liquids%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Monolithic chip system with a microfluidic channel for in situ electron microscopy of liquids.</a> Microsc. Microanal. 20, 445-451 (2014).</li>
<li>Creemer, J. F., et al. <a target="_blank" href="http://ieeexplore.ieee.org/document/5428851/">A MEMS reactor for atomic-scale microscopy of nanomaterials under industrially relevant conditions.</a> J. Microelectromech. Syst. 19, 254-264 (2010).</li>
<li>Williamson, M. J., Tromp, R. M., Vereecken, P. M., Hull, R., Ross, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+microscopy+of+nanoscale+cluster+growth+at+the+solid-liquid+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Mater%22%5BJournal%5D)">Dynamic microscopy of nanoscale cluster growth at the solid-liquid interface.</a> Nat. Mater. 2, 532-536 (2003).</li>
<li>Thiberge, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scanning+electron+microscopy+of+cells+and+tissues+under+fully+hydrated+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Scanning electron microscopy of cells and tissues under fully hydrated conditions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 101, 3346(2004).</li>
<li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+motion+of+DNA-Au+nanoconjugates+in+graphene+liquid+cell+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Lett%22%5BJournal%5D)">3D motion of DNA-Au nanoconjugates in graphene liquid cell electron microscopy.</a> Nano Lett. 13, 4556-4561 (2013).</li>
<li>Yuk, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+EM+of+colloidal+nanocrystal+growth+using+graphene+liquid+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">High-resolution EM of colloidal nanocrystal growth using graphene liquid cells.</a> Science. 336, 61-64 (2012).</li>
<li>Reimer, L., Kohl, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aReimer%2C+L+%22Transmission+electron+microscopy%3A+physics+of+image+formation%22">Transmission electron microscopy: physics of image formation</a>. , Springer. (2008).</li>
<li>Abellan, P., Woehl, T. J., Parent, L. R., Browning, N. D., Evans, J. E., Arslan, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Factors+influencing+quantitative+liquid+%28scanning%29+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Commun%22%5BJournal%5D)">Factors influencing quantitative liquid (scanning) transmission electron microscopy.</a> Chem. Commun. 50, 4873-4880 (2014).</li>
<li>Woehl, T. J., Jungjohann, K. L., Evans, J. E., Arslan, I., Ristenpart, W. D., Browning, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+procedures+to+mitigate+electron+beam+induced+artifacts+during+in+situ+fluid+imaging+of+nanomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Experimental procedures to mitigate electron beam induced artifacts during in situ fluid imaging of nanomaterials.</a> Ultramicroscopy. 127, 53-63 (2013).</li>
<li>Hohmann-Marriott, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+3D+cellular+imaging+by+axial+scanning+transmission+electron+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Nanoscale 3D cellular imaging by axial scanning transmission electron tomography.</a> Nat. Methods. 6, 729-731 (2009).</li>
<li>Unocic, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+electrochemical+measurements+using+in+situ+ec-S%2FTEM+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc.+Microanal%22%5BJournal%5D)">Quantitative electrochemical measurements using in situ ec-S/TEM devices.</a> Microsc. Microanal. 20, 452-461 (2014).</li>
<li>Kourkoutis, L. F., Plitzko, J. M., Baumeister, W. <a target="_blank" href="http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev-matsci-070511-155004">Electron Microscopy of Biological Materials at the Nanometer Scale.</a> Annu. Rev. Mater. Res. 42, 33-58 (2012).</li>
<li>Chao, W., Harteneck, B. D., Liddle, J. A., Anderson, E. H., Attwood, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+X-ray+microscopy+at+a+spatial+resolution+better+than+15+nm%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Soft X-ray microscopy at a spatial resolution better than 15 nm.</a> Nature. 435, 1210-1213 (2005).</li>
<li>Larabell, C. A., Nugent, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+cellular+architecture+with+X-rays%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Struct+Biol%22%5BJournal%5D)">Imaging cellular architecture with X-rays.</a> Curr Opin Struct Biol. 20, 623-631 (2010).</li>
<li>Muller, D. J., Helenius, J., Alsteens, D., Dufrene, Y. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+probing+surfaces+of+living+cells+to+molecular+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Chem.+Biol%22%5BJournal%5D)">Force probing surfaces of living cells to molecular resolution.</a> Nat. Chem. Biol. 5, 383-390 (2009).</li>
<li>Allison, D. P., Mortensen, N. P., Sullivan, C. J., Doktycz, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((atomic+force+microscopy+of+biological+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Wiley+Interdiscip.+Rev.+Nanomed.+Nanobiotechnol%22%5BJournal%5D)">atomic force microscopy of biological samples.</a> Wiley Interdiscip. Rev. Nanomed. Nanobiotechnol. 2, 618-634 (2010).</li>
<li>Fleming, A. J., Kenton, B. J., Leang, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bridging+the+gap+between+conventional+and+video-speed+scanning+probe+microscopes%5BTitle%5D)+AND+%22Ultramicroscopy%22%5BJournal%5D)">Bridging the gap between conventional and video-speed scanning probe microscopes.</a> Ultramicroscopy. 110, 1205-1214 (2010).</li>
<li>Sulchek, T., Hsieh, R., Adams, J. D., Minne, S. C., Quate, C. F., Adderton, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+atomic+force+microscopy+in+liquid%5BTitle%5D)+AND+%22Rev.+Sci.+Instr%22%5BJournal%5D)">High-speed atomic force microscopy in liquid.</a> Rev. Sci. Instr. 71, 2097-2099 (2000).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Das beschriebene Protokoll ermöglicht STEM von AuNPs in einer Flüssigkeit, einschließlich der Beobachtung dynamischer Prozesse. Der Zusammenbau des Halters ist ein leicht zu erlernende Technik. mehrere Aspekte müssen jedoch in Betracht gezogen werden, wenn sie mit dem Flüssigkeitsstrom TEM Halter arbeiten. Zum Beispiel gebrochene Kanten des Si-Mikrochip oder große Partikel auf den O-Ringen in Leckage der Flüssigzelle führen kann. Auf der anderen Seite, großen Teilchen (&gt; 200 nm, zB Staub oder Si Debris) auf der SiN - Membran in einer erhöhten Dicke der Flüssigkeitszelle führen kann, was zu einer geringen Abbildungskontrast oder einer niedrigen räumlichen Auflösung und kann sogar dazu führen , SiN Fenster zu brechen. Wichtig ist das Ergebnis beeinflussen der Versuche kann, Rückstände von Salz oder anderen Chemikalien in unerwünschter Weise. Daher ist es entscheidend, dass die verschiedenen Schritte der Probenvorbereitung und Halteranordnung werden sorgfältig und in einem sauberen und staubfreien Umgebung durchgeführt. Die Dicke der Flüssigkeit cell bestimmt die erreichbare Auflösung sowie den Kontrast der erhaltenen Bilder 17. Diese Dicke kann auf einer der beiden Si-Mikrochips angeordnet über Abstandshalter eingestellt werden. Je nach den Abmessungen der Probe, können unterschiedliche Dicken der Flüssigkeitszelle realisiert werden. Für die Untersuchung von AuNPs ist es möglich, kleine Abstandshalter (200-500 nm) zu verwenden, während die gesamte eukaryotischen Zellen benötigen größere Abstandshalter von bis zu 5 &amp; mgr; m. Die Dicke der Flüssigkristallzelle wird durch die Ausbauchung der von der Druckdifferenz zwischen der Flüssigkeitszelle und dem umgebenden Vakuum resultierende Membran Fenster SiN beeinflusst. Dieser Effekt wird mehr mit größeren SiN Membran Fenster ausgeprägt. Somit wird, um die Dicke der Flüssigkeitszelle zu minimieren, wird empfohlen, Fenster kleine SiN-Membran zu verwenden. In Fall ist es schwierig, eine Überlappung zwischen zwei kleinen Fenster zu finden, können sie in einer gekreuzten Konfiguration zusammengebaut werden, um eine andere Basismikrochip verwendet wird. Alternative Konfigurationen largely verhindern prall und bestehen aus einem monolithischen Mikrochip 18 oder Membran , die durch Säulen 19 abgestützt Fenster, aber diese weisen Nachteile in Bezug auf Probenbeladung. Einer der schwierigsten Aspekte der gegenwärtigen Technologie ist die fehlende präzise Kontrolle über die Flüssigkeitsdicke. Oft wird die Flüssigkeit viel dicker als das, was von den Distanzmaße verwendet zu erwarten ist, wie es hier gezeigt ist. Mehrere Gruppen verwendet geschlossenen Flüssigkeitskammern 4, 20, 21, 22; Diese Systeme haben einige Vorteile in Bezug auf die räumliche Auflösung, da die Flüssigkeitsdicke durch Induzieren einer Blase in der Flüssigkeit reduziert werden kann. Alternativ können die SiN Fenster zum Einsturz gezwungen werden, zu einer dünneren Flüssigkeitsschicht führt. Drittens (Graphen zum Beispiel) das Gehäuse von anderen dünneren Fenstern besteht 23, auch in viel dünner Flüssigkeiten resultierendenals das, was mit dem System beschrieben, in diesem Protokoll möglich ist. Jedoch ist es unmöglich, Flüssigkeit in diesen Systemen zu fließen. Wie für jede hochauflösende Mikroskopie Technik, müssen eine Reihe von experimentellen Aspekte berücksichtigt werden. Der wichtigste Aspekt ist die Wechselwirkung des Elektronenstrahls mit der Flüssigkeit oder der Probe. Zusätzlich zu Strahlenschäden, die die erreichbare räumliche Auflösung für viele feste Proben 24, die flüssigen Proben werden auch durch Elektronenstrahl-generierte Radiolyseprodukte 15, 25 beeinflusst begrenzt. Da diese Produkte das Experiment beeinflussen können, sorgfältige Interpretation der Daten und experimentellen Designs sind von wesentlicher Bedeutung 26. Die Mikroskop-Einstellungen sollten entsprechend den Zielen einer bestimmten Studie ausgewählt werden. ADF STEM ist leistungsfähiger für die Bildgebung Nanopartikel einer hohen Atomzahl (Z) in größeren Dicken der Flüssigkeitszelle, WHIle TEM ergibt einen besseren Kontrast auf Low-Z - Materialien und ist in der Regel schneller, erfordert aber dünner Flüssigkeitsschichten 3. Statt den ADF - Detektor verwendet wird , ist Hellfeld (BF) Detektor manchmal zu Bild , um die Flüssigkeit Zelle verwendet, da BF STEM zur Abbildung Low-Z Materialien in dicken Schichten 27 vorteilhaft ist. Mit zunehmender Dicke der Flüssigkeitszelle wird mehr Strom benötigt. Dies erhöht jedoch auch die Konzentrationen von Radiolyseprodukte und erhöht Strahlenschäden. Es sollte auch beachtet werden, dass eine Invertierung des Kontrastes in dem ADF-Detektor für sehr dicke Flüssigkeiten (&gt; 10 um für Wasser) beobachtet. Die flüssigen Bedingungen wurden zwischen unseren Experimenten verändert durch den Halter von dem Mikroskop zu entfernen und sowohl die Probe und die Flüssigkeit auszutauschen. Neben der Salzkonzentration zu ändern, ist es ohne weiteres möglich , andere Eigenschaften der Flüssigkeit zu ändern , indem in verschiedenen Flüssigkeiten fließen (beispielsweise kann manPufferlösungen verwenden , um einen bestimmten pH 16 eingestellt oder organischen Lösungen oder andere Additive einführen). Es ist auch möglich, die Flüssigkeit zu wechseln, während der Halter noch in das Mikroskop eingesetzt ist, indem Flüssigkeiten durch das Mikrofluidsystem fließt. Aber in diesem Fall ist es nicht bekannt, zu welchem ​​Zeitpunkt die Flüssigkeit an den Probenwechsel zeigen. Es ist auch bemerkenswert , dass Mikrochips Elektroden zur Verfügung stehen, so nanoskaligen Elektrochemie Experimente unterstützen kann 28 durchgeführt werden. Die Studienobjekte sind nicht auf AuNPs in Wasser beschränkt, sondern eine Vielzahl von Proben kann unter Verwendung des oben beschriebenen Protokoll untersucht werden, einschließlich Siliciumdioxid, Titanoxid und Polymeren. Wenn Bewegungen der Objekte zu schnell sind innerhalb des Erfassungs in einem Bild zu erfassen, kann die Viskosität durch eine Größenordnung unter Verwendung einer Mischung aus 50% Glycerin und 50% Wasser reduziert werden. Aus den oben genannten Punkte,eine Reihe von Vorteilen, Möglichkeiten und werden auch Nachteile offensichtlich. Wenn sie mit Flüssigphasen-STEM arbeiten, die wichtigsten Nachteile zu berücksichtigen sind, dass: 1) ein Experiment durch die dynamische Wechselwirkung des Elektronenstrahls mit der gesamten Probe (das Objekt unter Beobachtung, die Flüssigkeit und die SiN-Membranen) beeinflusst wird; 2) Probenhandhabung ist mühsam, und es ist oft schwierig, eine dünne Flüssigkeitsschicht zu erreichen, weil die Probe oder die Mikrochips einige Mikrometer große Partikel enthalten; 3) die Flüssigkeitsdicke unterscheidet sich in der Regel weitgehend von der beabsichtigten Dicke durch den Abstandshalter festgelegt; und 4) die räumliche Auflösung und Kontrast hängt stark von der Flüssigkeit Dicke und der Differenz zwischen der Änderungsdichte des Beobachtungsobjekts und der Flüssigkeit. Gegenwärtig existieren reichlich Methoden für die Mikroskopie von Objekten in Flüssigkeit mit Nanometer-räumlicher Auflösung. Die Elektronenmikroskopie in amorphem Eis ist eine leistungsstarke Technik 29,aber die beteiligten experimentellen Verfahren sind empfindlich, nicht alle Experimente ermöglichen die Herstellung der Probe in Eis und zeitaufgelöste Experimente sind unmöglich. Röntgenmikroskopie 30, 31 könnte im Prinzip verwendet werden, aber es hat eine begrenzte räumliche Auflösung und ist nicht allgemein in Laboratorien zur Verfügung. Rasterkraftmikroskopie in Flüssigkeit wurde festgestellt , sondern ist eine Oberflächentechnik nur 32, 33, 34, 35. Die Lichtmikroskopie zeigt keine ausreichende räumliche Auflösung. In der Gegenwart Elektronenmikroskopie in Flüssigkeit scheint die leistungsfähige Technik für die direkte Mikroskopie von nanoskaligen Objekten und Prozessen in Flüssigkeit. Flüssigphasen-TEM und STEM sind noch nicht Routine analytische Techniken sind aber noch in der Entwicklung. Die Anzahl der Parameter zu berücksichtigen, ist beträchtlich, und es ist often schwierig experimentellen Ergebnisse zu reproduzieren. Darüber hinaus ist die quantitative Daten schwierig zu erhalten, da die Effekte zu untersuchende mit Prozessen als Folge des Elektronenstrahls auftretenden miteinander verflochten sind. Das hier beschriebene Protokoll zielt darauf ab, das experimentelle Protokoll zu standardisieren, damit für alle relevanten Basis Aspekte des Experiments ausmacht. Wir hoffen, dass dieses Protokoll zu einer besseren Reproduzierbarkeit der experimentellen Arbeit in diesem aufstrebenden Gebiet führen wird.

Herkömmliche Scanning Transmission Electron Micros (STEM) wird durch den Bereich von Proben geeignet für die Analyse, insbesondere die trockenen und festen Proben geeignet für die Platzierung in einem Hochvakuum begrenzt. Allerdings betreffen viele wissenschaftliche und technologische Fragen nanoskaligen Materialien und Prozesse in flüssigen Umgebung. In flüssigen Proben können vollständig eingebettet nun mit STEM mit einem Konzept untersucht werden , die eine mikrofluidische Kammer in dem Probenhalter für die Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) und STEM 1 montiert beinhaltet. Dieses neu entwickelte Technik immer beliebter geworden, da sie neue Einblicke in wichtige Prozesse verschiedener Forschungsthemen, einschließlich dem Wachstum, Auflösung und Aggregationsprozesse von Nanopartikeln 2, 3, 4, 5, 6. Nicht nur Metalle, sondern auch biominerals 7 und biologische Systeme 8, 9, 10, 11 untersucht werden. Die Probenbeladung und Bildaufnahme für Flüssigphasen-STEM ist anders als bei STEM von trockenen Proben und beinhalten ein Protokoll, das spezielle Ausbildung erfordert. Das mikrofluidische System besteht aus zwei Silizium - Mikrochips Stütz Siliziumnitrid (SiN) Membranfenster transparent für den Elektronenstrahl bei 200 keV Energie 12 (siehe 1A). Details zu den Abmessungen und der Umgang mit diesen Mikrochips kann an anderer Stelle 12 gefunden werden, 13. Die Probe enthält in der Regel nanoskalige Objekte. In diesem Papier haben wir beobachtet, Gold-Nanopartikel (AuNPs). Die AuNPs werden oben Fenster (in Bezug auf eine nach unten fahrenden Elektronenstrahl) oder schweben in der liqu immobilisiertIch würde. Nanoskaliger Ortsauflösung in STEM wird durch Abtasten des Elektronenstrahls über die AuNPs und das Sammeln übertragen gestreuten Elektronen mit dem Ringförmige Dunkelfeld (ADF) Detektor 9 erhalten. Die beiden Mikrochips werden in einem kleinen Schlitz in der Spitze des Flüssigkeitsströmungs TEM Halter 1 (der Halter arbeitet sowohl STEM und TEM aber als TEM Halter bezeichnet) angeordnet. Einer der Mikrochips enthält, einen Abstandshalter, so daß ein Flüssigkeitsraum zwischen den Mikrochips geformt ist. O-Ringe an beiden Seiten der beiden Mikrochips bereitzustellen Vakuumieren des Flüssigkeitsraum 13 (siehe 1B). Das Ziel dieses Artikels ist es, die grundlegenden Schritte der Probenbeladung und die Datenerfassung zu zeigen, so dass interessierte Nutzer einen einfachen Zugang zu dieser aufstrebenden neuen Technik finden. Ein System, erhältlich von einem bestimmten Unternehmen verwendet wird, aber das Protokoll gilt auch für Systeme anderer Unternehmen. Die Technik istkomplexer als herkömmliche TEM und STEM, und eine Reihe von praktischen Aspekte müssen berücksichtigt werden , wenn es mit einem flüssigen Haltersystem 13 arbeiten. Am wichtigsten von allem ist, um sicherzustellen, dass der Flüssigkeitsraum richtig zusammengebaut ist, wodurch eine dünne Flüssigkeitsschicht und eine Vakuumdichtung bereitstellt. Daher ist es sehr wichtig, sauber zu arbeiten und die Staubbildung während der Herstellung und Montage des Flüssigkeitsströmungs TEM Halter zu verhindern. Insbesondere müssen die O-Ringe und die beiden Silizium-Mikrochips von Verunreinigungen frei zu sein. Selbst kleine Staubteilchen auf einem der Mikrochips kann stark die Dicke der zusammengebauten Zelle zu erhöhen, die das Erreichen einer nützlichen räumliche Auflösung zu verhindern. Eine Vakuumdichtung ist wichtig, so dass keine Verschmutzung oder Beschädigung wird im Elektronenmikroskop nach dem Versuch verbleiben. Dieses Protokoll beschreibt den Ladevorgang und mehrere notwendigen Tests. Der Betrieb des Elektronenmikroskops ist einfach, but es erfordert einige zusätzliche Schritte im Vergleich zu Mikroskopie von festen Proben. Mit zunehmender Flüssigkeitsdicken werden mehr Elektronen absorbiert und von der Flüssigkeit gestreut; eine Messung der Flüssigkeitsdicke ist wesentlich. Schließlich erklärt das Protokoll, wie Bilder aufgenommen und wie dynamische Prozesse untersucht werden können. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig1.jpg"> Abbildung 1: Flüssigkeitsdurchflusszelle für Scanning Transmission Electron Micros (STEM). (A) Schematische Darstellung der zusammengesetzten Flüssigkeit Zelle. Zwei Siliziummikrochips mit Siliziumnitrid (SiN) -Membran Fenster sind zwischen zwei O-Ringen angeordnet. Die Flüssigkeit wird zwischen der SiN-Membran eingeschlossen und somit von dem Unterdruck in dem Elektronenmikroskop getrennt. Ein fokussierter Elektronenstrahl tastet die Probe. Der Kontrast wird von gestreuten Elektronen erhalten. Gold-Nanopartikel (AuNPs) an der SiN-Membran in der Flüssigkeit immobilisiert, kann aber auch in der BewegungFlüssigkeit. (B) Schematische Seitenansicht Querschnitt des Stapels von zwei Mikrochips mit O-Ringen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

<table><tbody><tr><td>Binokulares Lichtmikroskop</td><td>Leica</td><td>M60 CMO</td><td></td></tr><tr><td>Rastertransmissionselektronenmikroskop mit sphärischem Aberrationskorrektor</td><td>JEOL</td> ARM200F Flüssigkeitsfluss <td>TEM-Probenhalter</td><td></td></tr><tr><td></td><td>DENS Solutions</td><td>Ocean</td><td></td></tr><tr><td>Mikrofluidische Spritzenpumpe</td><td>Harvard Scientific</td><td>PicoPlus</td><td></td></tr><tr><td>Plasmareiniger</td><td>Gatan</td><td>Solarus950</td><td></td></tr><tr><td>Chemikalien</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aceton, Rotisolv&nbsp; Plus für HPLC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7328.2</td><td></td></tr><tr><td>Wasser, chromasolv Plus für HPLC</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34877-2.5L</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, Rotisolv HPLC</td><td>Qualität Carl</td><td>Roth P076.2</td><td></td></tr><tr><td>Gold kolloidcitrat stabilisiert, Durchmesser 30 nm</td><td>British-Biocell</td><td>EM. GC20</td><td></td></tr><tr><td>Materials</td>Base Silizium-Mikrochips <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>mit Siliziumnitrid-Membranen von 50 nm Dicke und Abmessungen von 20 &; Mikro; m x 0,40 mm</td><td>DENS Lösungen</td><td>für das Ozeansystem</td><td></td></tr><tr><td>Spacer Silizium-Mikrochips mit Siliziumnitrid-Membranen von 50 nm Dicke, Abmessungen von 20 &; Mikro; m x 0,40 mm und Abstandshalterdicke von 200 nm</td><td>DENS Lösungen</td><td>für das Ocean-System</td><td></td></tr><tr><td>Mikrofluidische Peek-Schläuche</td><td>Upchurch Scientific</td><td>1570</td><td></td></tr><tr><td>Kunststoffpinzetten</td><td></td><td></td><td></td> mit austauschbaren Spitzen</tr> <tr><td>(Antimagnetisches Anti-Säure-Edelstahlgehäuse mit ESD-PVDF (SV)-Spitzen)</td><td>ideal-tek</td><td>2ASVR.SA</td><td></td></tr><tr><td>Teflonbeschichtete Pinzette aus gebogenem Stahl (EMS SA mit "PTFE" Beschichtung)</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>78322-7Te</td><td></td></tr><tr><td>Teflonbeschichtete Pinzette aus Stahl mit breitem Schnabel (EMS 2A "PTFE" Beschichtung)</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>78322-2ATe</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton Spritze, 1 mL, gasdicht (Modell 1001 TLLX SYR)</td><td>Hamilton</td><td>81323</td><td></td></tr><tr><td>Reinraumgewebe Sontara Micropure AP (224 x 224mm)</td><td>DuPont</td><td>Sontara MicroPure</td><td></td></tr></tbody></table>

studium dynamischer prozesse von nano-größe objekte in liquid scanning transmission electron micros mit

Studying Dynamic Processes of Nano-sized Objects in Liquid using Scanning Transmission Electron Microscopy

Die Proben vollständig in Flüssigkeit eingebettet sind, bei einer nanoskaliger Ortsauflösung mit Scanning Transmission Electron Micros (STEM) unter Verwendung einer mikrofluidischen Kammer in dem Probenhalter für die Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) und STEM montiert sucht werden. Das mikrofluidische System besteht aus zwei Silizium-Mikrochips dünne Siliziumnitrid (SiN) Membranfenster unterstützen. Dieser Artikel beschreibt die grundlegenden Schritte der Probenbeladung und Datenerfassung. Am wichtigsten von allem ist, um sicherzustellen, dass der Flüssigkeitsraum richtig zusammengebaut ist, wodurch eine dünne Flüssigkeitsschicht und eine Vakuumdichtung bereitstellt. Dieses Protokoll umfasst auch eine Anzahl von Tests erforderlich während der Probenladedurchzuführen, um eine korrekte Montage zu gewährleisten. Sobald die Probe in das Elektronenmikroskop eingelegt ist, muss die Flüssigkeitsdicke gemessen werden. Fehlerhafte Montage in einer zu dicken Flüssigkeit führen kann, während eine zu dünne Flüssigkeit die Abwesenheit von Flüssigkeit, beispielsweise wenn eine Blase gebildet hinweisen. Schließlich wird das Protokollerklärt, wie Bilder gemacht und wie dynamische Prozesse untersucht werden können. Eine Probe AuNPs enthält, wird sowohl in reinem Wasser und in Kochsalzlösung abgebildet.

Der Flüssigkeitsstrom TEM Halter wurde verwendet, um das Verhalten von AuNPs in Flüssigkeit zu studieren. AuNPs wurden auf der SiN - Membran in reinem Wasser stabil immobilisiert und mit nanoskaliger Auflösung unter Verwendung von Flüssigphasen - STEM (Abbildung 6) abgebildet. Ausgezeichnete Kontrast wurde auf der stark streu Gold erhalten. Die Stromdichte auf dem Leuchtstoffschirm für eine trockene Testprobe gemessen wurde, betrug 20 pA / cm², während es bis 8 pA / cm² mit dem Flüssigkeitsstrom TEM Halter eingeführt betrug. Unter Verwendung von Gleichung 1, t Wasser = 2,4 ± 0,5 &amp; mgr; m, viel größer als das, was auf der Basis der Abstandshalterdicke von 200 nm zu erwarten war. Nichtsdestoweniger ist die Dicke nicht zu groß für die Abbildung der AuNPs mit Nanometer räumlicher Auflösung. Die Flüssigkeit Dicke war dicker als die nm 200 durch den Abstandshalter festgelegt aufgrund der SiN-Membranen, Unebenheit der Mikrochips zu prall und Schmutz auf den Mikrochips befinden. 16, obwohl reaktive Radiolyseprodukte (e - aq, H •, H +, OH •) , die aus der Wechselwirkung des Elektronenstrahls mit Wasser kann einzelne Goldatome, was zu einer Änderung der Form des 15 AuNPs oxidieren. Wenn jedoch das Flüssigkeitsströmungssystem wurde verwendet, Chloridionen in einem zweiten Experiment einzuführen, die Stabilität der AuNPs verändert. Chloridionen in der Lage sind oxidiert Goldatome in Form von tetrachloroaureat Stabilisierung AuCl 4 -. 7 zeigt , dass die AuNPs langsam während einer STEM - Bildgebung Zeitraffer-Serie gelöst, ähnlich zu den Ergebnissen 16 bereits berichtet. Für die verwendeten Elektronendosisleistung, es dauerte ~ 300 s die 30 nm großen AuNPs aufzulösen. Die Bewegungen von AuNPs in wate r wurden in einem dritten Experiment (Figur 8) untersucht. Vor dem Experiment wurde der Flüssigkeitsstrom TEM Halter wurde, um jegliche Spuren von Salz zu entfernen gereinigt. Abweichend von dem ersten Experiment eine alternative Probe wurde Vorbereitungs Ansatz 14 eine schwächere Bindung der AuNPs auf die SiN - Membran zu erreichen. In diesem Experiment wurde die AuNP Lösung auf dem Silizium-Mikrochip angeordnet und in den Flüssigkeitsstrom TEM Halter zusammengebaut, ohne die Lösung trocknen gelassen. Auf diese Weise verwendet die AuNPs leicht aus der SiN-Membran bei der Bildgebung bei der Dosisrate abgelöst. Einige der AuNPs wegbewegt von dem Sichtfeld in die bulk-Lösungen, während die übrigen AuNPs innerhalb des Sichtfeldes in der Nähe des SiN Fenster blieb. Die Bewegungen dieser AuNPs wurden beobachtet, und schließlich sie agglomeriert. Nach einer Weile auch diese Agglomerate aus der SiN-Membran abgelöst und zog aus dem Blickfeld und in die Lösung. ntent "fo: keep-together.within-page =" 1 "&gt; <img alt="Figur 6" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig6.jpg"> Abbildung 6: Scanning Transmission Electron Micros (STEM) Mikroskopische Aufnahme von AuNPs 30 nm im Durchmesser an der Spitze einer reinen Wasserschicht. Das gezeigte Bild ist ein ausgewählter Bereich des Originalbildes. Die Bildgröße 1.024 x 1.024 Pixel war, die Pixelverweilzeit betrug 19 &amp; mgr; s betrug die Pixelgröße 0,73 nm, und die Vergrßerung war 400,000X. Die Elektronendosis betrug somit 7,1 x 10 4 e - / nm². Die Stromdichte auf dem Leuchtstoffschirm gemessen betrug 8 pA / cm 2, so dass die Flüssigkeitsdicke berechnet wurde auf 2,4 &amp; mgr; m betragen. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig6large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="7" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig7.jpg"> Abbildung 7: Zeitraffer-Serievon STEM Mikroskopische Aufnahmen von AuNPs in Saline. (AD) Bilder von der Zeitraffer-Serie von MINT - Bilder in 30 s Intervallen extrahiert. Die AuNPs lösen sich allmählich in Flüssigkeit als Folge der Anwesenheit von Chloridionen. Die Pixelverweilzeit betrug 2 &amp; mgr; s, die Rahmenzeit des Zeitserien wurde 1,75 s betrug die Pixelgröße 0,44 nm, und die Vergrßerung war 500,000X. Die Elektronendosis pro Bild betrug 1,2 x 10 4 e - / nm². Die Flüssigkeitsdicke betrug 2,4 &amp; mgr; m. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig7large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <img alt="Abbildung 8" src="/files/ftp_upload/54943/54943fig8.jpg"> Abbildung 8: STEM Mikroskopische Aufnahme von AuNPs in reines Wasser bewegen. (A) SiN - Membran mit AuNPs, von denen mehrere mit Pfeilen markiert sind. (B) Bewegungsspurender ausgewählten AuNPs (siehe A). Einige AuNPs bewegen aus dem Sichtfeld während der Zeit der Bildgebung entfernt. Die übrigen AuNPs bewegen seitlich entlang der SiN-Membran und starten Agglomerations. Nach einer kritischen Clustergröße zu erreichen, versenden Sie sie von der Membran und weg von dem Gebiet der view.The Pixelverweilzeit wurde 1 &amp; mgr; s, war die Rahmenzeit 0,52 s, war die Pixelgröße 1,8 nm und die Vergrößerung war 120,000X. Die Elektronendosis pro Bild betrug 3,5 x 10 2 e - / nm² und die Flüssigkeitsdicke betrug 2,4 um. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54943/54943fig8large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Dieses Protokoll beschreibt den Betrieb eines Flüssigkeitshalteströmungs Probe zum Abtasten Transmissionselektronenmikroskopie von AuNPs in Wasser, wie für die Beobachtung von nanoskaligen dynamischen Prozessen.

Studium dynamischer Prozesse von Nano-Größe Objekte in Liquid Scanning Transmission Electron Micros mit

Samples fully embedded in liquid can be studied at a nanoscale spatial resolution with Scanning Transmission Electron Microscopy (STEM) using a ...

Das übergeordnete Ziel der Flüssigphasen-Rastertransmissionselektronenmikroskopie ist es, Strukturen und Phänomene von Nanomaterialien in biologischen Proben zu beobachten, die vollständig in eine bis zu mehreren Mikrometer dicke Flüssigkeitsschicht eingebettet sind. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen im Bereich der Materialwissenschaften zu beantworten, wie z. B. das Verhalten von Nanomaterialien in Flüssigkeiten und die Untersuchung biologischer Proben in der natürlichen flüssigen Umgebung. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie nanoskalige morphologische Informationen über Proben in Flüssigkeit liefert.Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, da das Laden des Probenhalters und die Bildaufnahme nicht so einfach sind wie zunächst mit der Elektronenmikroskopie. Reinigen Sie zu Beginn des Eingriffs in einer sauberen Laminar-Flow-Haube einen Lichtmikroskopie-Objektträger mit einem faserfreien Tuch und reinem Ethanol. Legen Sie den Objektträger auf ein Reinraumtuch in einer Petrischale mit Deckel.Um die SiN-Mikrochips zu manipulieren, greifen Sie den Mikrochip mit einer kohlenstoffbeschichteten Pinzette fest, aber vorsichtig an den Längsseiten und halten Sie die SiN-Membran immer nach oben. Bei dieser Technik platzieren Sie fünf Mikrochips ohne Abstandhalter und fünf Mikrochips mit einem 200-Nanometer-Abstandhalter auf dem Objektträger. Verschließen Sie die Petrischale und bringen Sie die Mikrochips zu einem Abzug.Legen Sie die Mikrochips mit der Membranseite nach oben in ein Becherglas mit HPLC-Aceton. Schwenken Sie das Becherglas vorsichtig zwei Minuten lang, um die Schutzschicht zu entfernen, und achten Sie darauf, dass die Mikrochips nicht umkippen. Übertragen Sie dann die Mikrochips schnell in ein Becherglas mit reinem Ethanol.Decken Sie den Becher mit Alufolie ab. Schwenken Sie das Becherglas vorsichtig zwei Minuten lang, um die Beschichtung zu entfernen, und bringen Sie es in einer geschlossenen Petrischale zur Laminar-Flow-Haube. Legen Sie die Mikrochips auf ein frisches Reinraumtuch und achten Sie darauf, dass die Mikrochips nicht umgedreht werden, wenn sie sich aus der Pinzette lösen.Lassen Sie die Mikrochips einige Minuten trocknen. Und dann platzieren Sie die Mikrochips auf dem Objektträger in der Petrischale. Verschließen Sie die Petrischale und bringen Sie die Mikrochips zu einem Plasmareiniger.Legen Sie den Objektträger und die Mikrochips in den Plasmareiniger und führen Sie ein fünfminütiges Reinigungsprogramm durch, um Kohlenwasserstoffe von der SiN-Membran zu entfernen. Untersuchen Sie die Mikrochips mit einem Lichtmikroskop auf geplatzte Membranen oder Schmutzpartikel. Entsorgen Sie beschädigte oder verschmutzte Mikrochips.Immobilisieren Sie die Mikrochips in der Laminar-Flow-Haube in einer sauberen Transportbox mit klebriger Innenfläche. Tragen Sie ein Tröpfchen von einem Mikroliter einer mit drei Molcitrat stabilisierten wässrigen Goldnanopartikellösung ohne Abstandshalter auf die SiN-Membran jedes Mikrochips auf und lassen Sie die Lösung trocknen. Tragen Sie dann einen Mikroliter deionisiertes Wasser auf die Membran auf, um Salz und Tenside abzuwaschen.Nach 30 Sekunden tupfen Sie das Wasser vorsichtig mit Filterpapier ab und lassen Sie die Mikrochips trocknen. Legen Sie die Spitze des TEM-Halters für den Flüssigkeitsfluss unter ein binokulares Lichtmikroskop. Entfernen Sie den Titandeckel von der Halterspitze und legen Sie ihn auf ein Blatt Alufolie.Richten Sie eine mikrofluidische Spritzenpumpe mit einer Ein-Milliliter-Glasspritze ein, die 0,5 Milliliter Wasser in HPLC-Qualität enthält. Schließen Sie die Spritze an das Durchflusssystem an und starten Sie die Pumpe. Während das Wasser durch das System gespült wird, überprüfen Sie die Leitungen auf Undichtigkeiten oder Durchflussverengungen.Wenn der Pumpvorgang abgeschlossen ist, nehmen Sie die Spülung aus dem Flüssigkeitszellenfach und trocknen Sie die Halterspitze mit Filterpapier ab. Überprüfen Sie die Halterspitze mit dem Lichtmikroskop. Trocknen Sie die Spitze mit einem Reinraumtuch ab und entfernen Sie Staub oder Fasern mit einer sauberen, PTFE-beschichteten Pinzette.Überprüfen Sie den Deckel der Halterspitze, den O-Ring und die Schrauben und entfernen Sie Staub oder Fasern mit einer PTFE-beschichteten Pinzette. Setzen Sie den O-Ring in die Haltergruppen ein. Setze die erste Schraube ein und drehe sie ein paar Mal, damit sie einfach bleibt.Legen Sie den Proben-Mikrochip mit einer sauberen, gebogenen Pinzette mit der SiN-Membran nach oben in die Tasche der Halterspitze. Überprüfen Sie mit dem binokularen Lichtmikroskop, ob der Mikrochip richtig sitzt. Geben Sie einen 0,3-Mikroliter-Tropfen reines gefiltertes Wasser auf den Proben-Mikrochip.Halten Sie den Mikrochip mit einer Pinzette fest. Nimm dann einen Abstandshalter-Mikrochip mit einer gebogenen Pinzette, die du auf den Kopf hältst. Drehen Sie die Pinzette vorsichtig so, dass die Mikrochip-Membran nach unten zeigt.Platzieren Sie den Spacer-Mikrochip auf dem Proben-Mikrochip. Legen Sie lichtreflektierendes Material unter die Halterspitze und überprüfen Sie die Ausrichtung des Mikrochips unter dem binokularen Lichtmikroskop. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Mikrochips vorsichtig einzustellen, wenn die SiN-Fenster nicht ausgerichtet sind.Nehmen Sie dann den Deckel der Probenkammer mit einer Pinzette auf. Drehen Sie den Deckel auf den Kopf und legen Sie die Rückseite des Deckels auf die Halterspitze, ohne die Mikrochips zu berühren. Platzieren Sie die verbleibende Schraube mit einer Pinzette und ziehen Sie beide Schrauben iterativ fest.Ziehen Sie sie vorsichtig fest, bis sie auf Widerstand stoßen. Fenster können leicht zerbrechen, wenn das Festziehen zu stark ist. Starten Sie einen Flüssigkeitsfluss von vier Mikrolitern pro Minute durch das System und prüfen Sie, ob die Halterspitze undicht ist.Bringen Sie dann den Halter zu einer Vakuumpumpstation und führen Sie eine Dichtheitsprüfung durch. Stellen Sie sicher, dass der Druck innerhalb von fünf Minuten mindestens 10 bis minus fünf mbar erreicht. Setzen Sie den Halter in sein Gehäuse ein.Und bringen Sie die Halterung zum Elektronenmikroskop. Richten Sie das Mikroskop im STEM-Modus ein. Messen Sie die Stromdichte des Elektronenstrahls mit einem dünnen, mit Goldnanopartikeln beschichteten Kohlenstofffilm als Referenzprobe ohne Wasser.Starten Sie den Fluss von reinem Wasser mit einer Geschwindigkeit von nicht mehr als zwei Mikrolitern pro Minute. Setzen Sie den TEM-Halter für den Flüssigkeitsdurchfluss in die Vakuumschleuse ein und beginnen Sie mit der Evakuierung. Stellen Sie sicher, dass der Druck normal abnimmt.Und dann setzen Sie den TEM-Halter vollständig in das Mikroskop ein. Sobald der Druck ausreichend niedrig ist, öffnen Sie das Strahlventil und setzen Sie den ADF-Detektor ein. Stellen Sie das Mikroskop in den kontinuierlichen Erfassungsmodus und verschieben Sie den Probentisch in X- und Y-Richtung, um das SiN-Fenster zu finden.Passen Sie den Kontrast und die Helligkeit so an, dass die Ränder des Fensters gut sichtbar sind. Verschieben Sie die Bühne in die X- und Y-Richtung, sodass sich eine Ecke des Fensters in der Mitte des Sichtfelds befindet. Setzen Sie dann die Objektivlinse zurück.Passen Sie die vertikale Position des Probentisches an, um die Ecke grob zu fokussieren. Kippen Sie den Tisch um fünf Grad hin und her, um zu überprüfen, ob sich die Probe auf euzentrischer Höhe befindet. Zentrieren Sie die Fensterecke im Sichtfeld und hinterlegen Sie anschließend die Bühnenposition in der Software.Verschieben Sie den Tisch in die X- und Y-Richtung, bis die Goldnanopartikel sichtbar sind. Und dann fokussieren Sie die Objektivlinse. Notieren Sie sich die aktuelle Dichte und berechnen Sie die Dicke der Flüssigkeitszelle.Verschieben Sie den Tisch in die X- und Y-Richtung, um einen Bereich mit mindestens 20 Goldnanopartikeln zu lokalisieren. Legen Sie die Parameter fest und nehmen Sie ein Bild auf. Gold-Nanopartikel: Wir werden auf einer Siliziumnitrid-Membran immobilisiert und mit Flüssigphasen-STEM abgebildet.In reinem Wasser behielten die Goldnanopartikel während der gesamten Bildgebung ihre Form bei. Radiolyseprodukte aus dem Wasser könnten einzelne Goldatome oxidieren, was schließlich die Form der Nanopartikel verändern könnte. In einem anderen Experiment, Chlorid-Ionen, werden wir in die flüssige Phase gebracht.Die Goldnanopartikel lösten sich im Laufe des Experiments langsam auf, während die oxidierten Goldatome lösliches Tetrachloraureat bildeten. Um die Bewegungen von Gold-Nanopartikeln in Wasser zu untersuchen, wurden die Nanopartikel im anschließenden Experiment nicht vollständig auf der Probenmembran immobilisiert. Die Goldnanopartikel agglomerierten und bewegten sich bei Erreichen einer kritischen Clustergröße aus dem Sichtfeld.Einmal gemeistert, kann diese Technik in zwei Stunden durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Es ist eine mehrwöchige Schulung erforderlich. Wenn Sie dieses Verfahren versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, ruhig zu arbeiten und die Vakuumdichtheit und die Dicke der Flüssigkeit zu überprüfen.Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher in den Materialwissenschaften, der Chemie und der Biologie, um das Wachstum und die Bewegung von Nanopartikeln in Flüssigkeiten, die Struktur von nanoskaligen Materialien in flüssigen Umgebungen und die Funktionalität von Proteinen in Säugetierzellen zu erforschen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Rastertransmissionselektronenmikroskopie von Goldnanopartikeln durchführt, die in eine Wasserschicht eingebettet sind, einschließlich der korrekten Beladung des Probenhalters und der Einstellung des Mikroskops. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Flüssigkeit im Elektronenmikroskop zu Schäden führen kann, wenn der Probenhalter nicht richtig geladen ist.Daher ist es wichtig, vor der Beladung auf Vakuumleckagen zu prüfen.

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