Introduction
Metástases representam mais de 90% das mortes causadas por tumores sólidos. O osso é o órgão mais comum afectado por metástases de vários tipos de cancro, especialmente cancros da mama e da próstata. Quando diagnosticado na clínica, metástases ósseas geralmente já entraram estágios avançados com qualquer osteolíticas ou osteoblásticas alterações nos ossos, muitas vezes acompanhados com sintomas neurológicos.
Estudos anteriores predominantemente focado nas metástases ósseas osteolíticas evidentes 1-3, no entanto atualmente temos a compreensão de micrometástases em ossos limitado antes do início do processo de osteolítico. Isto é, pelo menos em parte devido à falta de modelos e abordagens experimentais adequadas. Modelos de ratos geneticamente modificada de cancro da mama frequentemente metastizar para os pulmões, mas muito menos eficientemente aos ossos 4. Da mesma forma, os tumores ortotopicamente transplantados raramente desenvolvem metástases ósseas espontâneas, com alguma 4T1 carcinom mamária osso-tropicaluma sub-clones e MSP overexpressed modelo de rato transgénico PyMT como exceções 5-7. Perfuração intra-tibial pode entregar células cancerosas para o osso 8-10, mas também incorre danos e inflamação de tecidos locais. Atualmente injecção intra-cardíaca de linhas celulares de cancro da mama tem sido a principal abordagem para investigar a colonização óssea 11-13. No entanto, depois de as células cancerosas são introduzidos no ventrículo esquerdo apenas uma proporção limitada vai finalmente chegar osso e medula óssea, o que torna difícil controlar metástases microscópicas de um modo quantificável.
Neste estudo, nós estabelecemos uma técnica, ou seja, intra-arterial ilíaca (IIA) de injecção 14, para entregar seletivamente as células cancerosas nos tecidos dos membros posteriores, enriquecendo assim a célula de câncer nos ossos e medula óssea, sem causar danos aos tecidos locais. Por causa da especificidade do osso, esta abordagem também permite tempo suficiente para que as células cancerosas indolentes para eventualmente colonizar antes a umsucumbir a animais produtores de tumores primários ou metástases em outros órgãos vitais. Quando combinado com uma variedade de outras técnicas, tais como a imagiologia bioluminescente, imunofluorescência e a histomorfometria óssea, AII injecção é potencialmente útil para uma ampla gama de efeitos de pesquisa relacionadas com metástases ósseas, especialmente para controlar a progressão de células cancerígenas único de multi-célula micrometástases. Em particular, foi demonstrado que AII injecção permite visualizar as interacções entre as células cancerosas e vários tipos de células circundante no microambiente do osso.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Todo o trabalho animal foi feito de acordo com as orientações de cuidados de animais da Baylor College of Medicine.
1. Preparação de células
NOTA: As linhas de células de cancro diferentes podem ser usadas para injecção AII dependendo fins de investigação. Temos usado linhas celulares de cancro da mama MCF7, 4T1, 4T07, MDA-MB-361, MDA-MB-231, MDA-MB-436 e linha de células de cancro da próstata C4-2 em nossa pesquisa. Normalmente usamos tanto vaga-lume células cancerosas marcadas com GFP luciferase e para o nosso estudo e mostrar alguns dados aqui a partir da linha de células MCF7 GFP-luciferase marcado.
- Manter as células em DMEM contendo 10% de FBS e 0,1 mg / ml de penicilina-estreptomicina a 37 ° C em 5% de CO 2.
- Antes da injecção AII, trypsinize células a 80 - 90% de confluência com uma solução / EDTA a 0,25% de tripsina. Use PBS frio para lavar as células duas vezes, e re-suspender as células em 10 ml de PBS para contagem das células. Para remover o PBS, as células de centrifugação a 800 xg durante 5 min.
- células re-suspensãoa uma concentração de 5 X 10 6 células / ml em PBS arrefecido em gelo.
- Utilize 100 mL GFP e células cancerosas marcado com a luciferase de pirilampo para IIA injeção de um mouse.
Nota:. Portanto, o número de células recebidas por cada animal é de 5 x 10 5 Este número pode precisar de ser alterada com base na agressividade de linhas celulares. - Manter as suspensões de células em gelo.
Nota: As vibrações podem ser necessários para evitar a agregação de células a cada poucos minutos até que esteja pronto para a injecção. Para algumas linhas de células (tais como MDA-MB-231), procedimentos mais rigorosas (por exemplo, passando através de 45 um filtro de células) podem ser necessários para evitar a agregação. Por favor note que a obstrução dos vasos pode causar necrose do tecido e, portanto, confundindo os experimentos.
2. Preparação de animais
- Para dor de animais de gestão, dar origem a 5 mg / kg / dia carprofeno (ou outro analgésico) com suplemento dietético para os ratinhos não menos do que 24 horas antes da cirurgia. Administradoruma dose de 0,1 mg / ml de buprenorfina por via subcutânea 60 minutos antes da cirurgia. Nota: um procedimento opcional é implantar estradiol pallet na parte traseira de animais para fornecer estradiol extra. Isto irá acelerar a crescer de células ER + de cancro (por exemplo, células MCF-7) 9.
- Anestesiar de 4 - 6 semanas de idade rato (aproximadamente 20 g) com cetamina (80-100 mg / kg) e xilazina (10 -12,5 mg / ml) por injecção intraperitoneal.
- Confirme o nível adequado de sedação de um rato 20 g por pitada dedo do pé e da observação de uma redução de 50% na taxa respiratória e rosa membranas mucosas (por exemplo, pele de orelha de rato e pele pata). Continuar a acompanhar estes sinais vitais a cada 15 minutos durante a cirurgia. Nota: Nenhum movimento do animal indica que o animal é anestesiado e suficientemente pronta para a cirurgia.
- Use vet pomada nos olhos para evitar a secura.
- Raspar o mouse na parte inferior do abdômen, especialmente a área da virilha direita onde a cirurgia e injeção vaitomar lugar.
Nota: Isto não é necessário se forem utilizados ratos nus atímicos. - Coloque o mouse sobre as suas costas, espalhar as pernas na sua posição natural e ficar ao pé, papelão dissecção móvel com fita adesiva.
- Limpe a área da virilha direita com etanol 70% isopropílico embebido cotonetes estéreis, seguiu com betadine paramentação várias vezes.
3. O Iliac Vein Comum e Artéria Localização e Separação
- Faça uma incisão na pele de 1,0 - 1,2 cm de comprimento entre o 4º e 5º mamilos no abdômen inferior direito usando estéreis, # 10 carbono lâminas de bisturi de aço realizada em uma alça No. 3. Em seguida, usar uma cobertura cirúrgica estéril para cobrir o corpo do animal, excepto no local da incisão.
- Mova o animal a bancada padrão superior dissecção microscópio. Utilize uma ampliação de 4X para injecção.
- De acordo com uma ampliação de 4X do microscópio de dissecção, inserir uma pinça de separação sem corte entre o tecido gordo e o peritoneum, e empurrar os tecidos para fora de ambos os lados para expor os vasos ilíacos e nervos (ver Figura 1).
Nota: A artéria aorta entre a partir da linha média e a parte inferior do ramos das artérias é chamado de artéria ilíaca comum. Este é o local onde a injeção ocorre. - Utilizar um par de fórceps finos rectas para romper o tecido conjuntivo (como uma membrana) entre os vasos e o nervo, mais perto dos vasos.
- Alternar as pinça fina direto para a mão esquerda. Pegue um par de fórceps finos angulares usando a mão direita. Inserir a pinça mão direita na mesma posição em que os tecidos conjuntivos foram quebrados. E depois ficar a pinça da mão direita através de, por baixo das embarcações.
- Ao mesmo tempo, inserir a pinça da mão esquerda para dentro dos tecidos conjuntivos no lado esquerdo dos vasos para orientar a pinça da mão direita passando.
- Uma vez que a pinça da mão direita fica abaixo dos vasos, tentar separar os vasos do ti circundantessue um pouco mais, em seguida, mantê-los no topo da pinça da mão direita.
- Use uma pinça da mão esquerda para entregar a ponta de uma sutura de seda 4-0 para a pinça mão direita, e em seguida, puxe o fio de sutura suave e lentamente através debaixo dos vasos. Nota: Agora ambos os navios veia e artéria comuns são levantadas para cima pela sutura (ver Figura 2).
4. Injeção e Pós-injeção de Cuidados
- Preparar as células para injectável em seringa de insulina 31 G. Utilizar 100 ul de suspensão de células em PBS por injecção. Certifique-se de pipetar para cima e para baixo várias vezes para separar as células e evitar a agregação de modo a que as células injectadas não vai entupir e bloquear o fluxo de sangue.
- Com a pinça em ângulo na mão esquerda, coloque a pinça debaixo dos vasos ao longo da orientação da sutura, e abra os dois braços da pinça, tendo as embarcações detidas suavemente sobre a pinça.
Nota: O intervalo entre os dois braços de pinça será o ilocal njection. - Segure a 31 G agulha com 100 suspensões de células ul na mão direita, com o bisel da agulha para cima, pronto para a injecção.
- Inserir a agulha para o lúmen da artéria (sangue vai entrar na ponta da agulha). Em seguida, empurrar lentamente suspensão de células em injectar as células. A suspensão de células vai empurrar o sangue vermelho no vaso. Tente não quebrar os vasos ou vazar a suspensão de células para fora.
- Quando a injecção está terminada, puxe de volta a agulha e continue segurando os vasos em cima a pinça da mão esquerda para parar o sangramento. Em seguida, afastar a sutura.
- Afaste os fórceps da mão esquerda e, rapidamente, use um cotonete para pressionar área da incisão da artéria para parar o sangramento.
Nota: Geralmente 5-10 min pressão contínua é suficiente para parar o sangramento. - Quando o sangramento parar, use cola de pele para fechar as bordas da pele da área da cirurgia. Faça uma marca auricular, e verificar se há bioluminescência sinalização para examinar a distribuição de células injetadas. <BR /> Nota: Uma injecção bem sucedido resultará numa imagem semelhante à da Figura 3.
- Verificar sinalização bioluminescência por injecção de 100 ul de 15 mg / ml de luciferina em PBS a 75 mg / kg de concentração de rato através do seio intra-orbital.
- Para injecção intra-orbital, colocar os dedos em ambos os lados do olho do rato, utilize pressão para fazer olho bola pop ligeiramente fora da moldura dos olhos, coloque 28 g de agulhas de insulina seringa entre bola de olho e nariz, e depois empurrar lentamente a seringa para injetar luciferina .
Nota: Na posição correcta, a agulha deve ser capaz de chegar a uma profundidade de 2 - 3 mm, antes de bater de tecido duro (osso). - Coloque o mouse no sistema de imagem para in vivo de imagens animal inteiro por 10-60 seg dentro de 5 min (ver Figura 3).
Nota: Um procedimento opcional é implantar estradiol sedimento na parte traseira de animais para fornecer estradiol extra. Isto irá acelerar o crescimento de células cancerosas ER + (por exemplo, MCF-7células) 15.
- Para injecção intra-orbital, colocar os dedos em ambos os lados do olho do rato, utilize pressão para fazer olho bola pop ligeiramente fora da moldura dos olhos, coloque 28 g de agulhas de insulina seringa entre bola de olho e nariz, e depois empurrar lentamente a seringa para injetar luciferina .
- Verificar sinalização bioluminescência por injecção de 100 ul de 15 mg / ml de luciferina em PBS a 75 mg / kg de concentração de rato através do seio intra-orbital.
- Deixe o mouse sobre uma almofada de aquecimento morna até que acorda. Monitorar o sangramento, inchaço, sinais de deiscência e dor no período pós-cirúrgico. Coloque os ratos de volta para a gaiola com cobertura analgésica (suplemento dietético carprofin sugerido) dada para o manejo da dor até que não haja sinais de dor. Preste muita atenção e cuidado para os animais durante 7 dias após a cirurgia.
5. Monitorização do Crescimento metastático
- histomorfometria:
- Tumor colheita rolamento tecidos ósseos, fixar os ossos em paraformaldeído a 4% durante 24 h, em seguida, decalcify-los em pH 7,0 solução de EDTA 14% para 3 - 5 dias e submetê-las a inclusão em parafina, como descrito anteriormente 14.
- Secção os tecidos ósseos incorporar em parafina com a espessura de 3 micrómetros e executar método histológico convencional da coloração de hematoxilina / eosina como previamente descrito 14.
- Immunohistochemisexperimentar:
- Óssea rolamento tumor embebido em parafina Assunto desliza à imuno-histoquímica coloração para diversos fins, como descrito anteriormente 14. Resumidamente, as células cancerosas imunocoloração MCF7 por anticorpos anti-GFP, e células osteogénicas imunocoloração (pré-osteoblastos e osteoblastos) por anticorpos anti-Osterix e anticorpos anti-fosfatase alcalina (ALP), respectivamente.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
A figura 1 ilustra a localização anatômica e relação de artéria ilíaca comum (vermelho) e veia (azul).
A Figura 2 mostra a posição relativa dos vasos ilíacos e nervos sob microscopia de dissecção. Como representado na Figura 2A, os vasos e nervos estão bem abaixo da parede peritoneal e pode ser revelado após a incisão na pele é feita e o peritônio é empurrado. A veia ilíaca comum é no lado esquerdo, e é maior e mais escura comparado com o da artéria. A artéria está no meio, e olha-de-rosa. É mais fino do que o da veia, mas tem mais espessa da parede muscular. A veia e artéria são paralelas e intimamente ligados um ao outro. Mais adiante, o direito é o nervo lumbosacral branco. Figura 2B mostra vasos ilíacos comuns separadas das circundantes do tecido conjuntivo, músculos e nervos, e levantaram por um 4-0 fio de sutura de seda. A veia ilíaca comum, artéria e nervo lumbosacral também são indicados.
A Figura 3 mostra representativo in vivo e ex vivo imagens bioluminescência de animais após a injecção intra-artéria ilíaca. Cinco x 10 5 células MCF7-GFP marcada com luciferina em 100 ul foram administradas no membro posterior direito do rato através de injecção intra-artéria ilíaca. D-luciferina, em seguida, foi administrado por injecção intra-sinusal órbita, seguido pela imagiologia in vivo toda animais bioluminescência. As células MCF7 foram injectados enriquecido no membro posterior direito do rato, conforme indicado pelos sinais de bioluminescência (Figura 3A). Os sinais de bioluminescência in vivo do animal inteiro, foram rastreados a cada 3 dias ou todas as semanas, e, em seguida, os tecidos ósseos de ratinho foram colhidos no dia 14 pós-injecção, quando todo o sinal dos animais bioluminescência atingido um certo limiar (De fluxo de fótons> 10 4). Após a administração de D-luciferina, os tecidos ósseos da artéria ilíaca intra-rato injectado rapidamente foram colhidos e imersos em PBS para a imagiologia ex vivo. O sinal de bioluminescência forte a partir da artéria intra-ilíaca injetado osso posterior direito, mas não a partir do osso de controle esquerda mostrou a localização específica de células injetadas (Figura 3B).
A Figura 4 mostra imagens representativas de coloração histológica e imunofluorescência. Quando o tumor dos ossos foram colhidas, elas foram submetidas a fixação paraformaldeído, EDTA descalcificação, e, em seguida, a parafina incorporação. Três mm lâminas ósseas foram preparados e padrão de coloração H & E foram realizados. As células de paralelepípedo semelhante compactos com núcleos maiores eram lesões metastáticas MCF7 microscópicas no tecido ósseo de 14 dias após a injecção intra-artéria ilíaca, como indicado pelas setas vermelhas. A medula óssea (BM) E os grandes ossos trabeculares planas rosa (TB) com núcleos esparsos são rotulados (Figura 4A). Figura 4B mostra células MCF-7 marcada com GFP (verde), osteoblastos ALP-rotulados (vermelho na imagem à esquerda), e Osterix marcado pré-osteoblastos (vermelho na imagem à direita) após a coloração de imunofluorescência. Azul coloração DAPI indica o núcleo.
Figura 1:. Anatomia da artéria ilíaca comum (vermelho) e veia (azul) no rato aorta abdominal, artéria ilíaca comum, ilíaca externa e artéria femoral são mostrados como indicado. A injecção é realizada a artéria ilíaca comum da aorta na direção da artéria femoral. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2:. Vasos ilíacos e nervos sob microscópio de dissecação padrão com uma ampliação de 4X (a) Imagem dos vasos intactos e nervos. (B) Imagem de vasos levantadas. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Representante in vivo e ex vivo imagens bioluminescência de rato após a injeção da artéria intra-ilíaca. (A) O sinal de bioluminescência in vivo de todo o direitos dos animais após a injecção. (B) O vivo sinal de ex bioluminescênciado osso controle esquerda e à direita injetado óssea de animais injectados que foram colhidas 14 dias mais tarde. Todos os sinais de bioluminescência foram medidos, seguindo o procedimento recomendado pelo fabricante e configurações. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Imagens representativas de coloração histológica e de imunofluorescência. (A) Representante H & E coloração de imagem de tumor MCF7 tendo tecido ósseo após a injeção da artéria intra-ilíaca. Barra de escala = 25 um. Nota: coloração HE não é o caminho eficaz para detectar tumores. Em menor ampliação, HE coloração não é sensível o suficiente para distinguir tumores. Na maior ampliação, não é eficiente para digitalizar toda a umreas. (B) coloração de imunofluorescência imagens do tecido ósseo, que possui o tumor MCF7. Verde: MCF7 células marcadas com GFP, Vermelho na imagem à esquerda: os osteoblastos ALP-rotulados, Vermelho na imagem direita: Osterix marcado com pré-osteoblastos. Azul coloração DAPI indica o núcleo. Barra de escala = 25 um. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Embora apenas a artéria ilíaca é alvo de injeção de células cancerosas, recomendamos a separação de ambos veia ilíaca e artéria dos tecidos circundantes, e para levantá-los juntos como um pacote. Isto é porque a veia e a artéria extensivamente contactar uns com os outros, e a parede do vaso venoso é fina e é fácil de quebrar. Portanto, para uma injeção de sucesso, ele economiza tempo e esforço para segurar os dois navios juntos, embora as células cancerosas são injectados apenas para a artéria. Uma sutura de seda 4-0 é usada para ajudar este processo, como mostrado na Figura 2. A sutura pode também ajudar a hemorragia parada deve ocorrer.
A maioria dos passos de injecção IIA precisam ser realizadas sob o microscópio de dissecação. Os vasos do rato são suave e pequeno, o que faz com que os procedimentos desafiador. No entanto, após a prática suficiente, a taxa de sucesso pode chegar a 90 - 100% em nossa experiência.
Com esta técnica, os investigadores podem ser umble para estabelecer modelos de colonização óssea de seus modelos de células de câncer favoritos, incluindo aqueles tradicionalmente considerado "não-metastático". As células MCF-7 representa um exemplo. Na verdade, ao chegar no microambiente ósseo, as células MCF-7 submeter a uma curta dormência antes de decolar para colonizar. Muito poucas metástases ósseas espontâneas foram detectadas em animais portadores de ortotópicos xenoenxertos MCF-7. No entanto, a falha pode resultar a partir da quantidade residual de células tumorais disseminadas, o lento início da colonização, eo crescimento mais agressivo dos tumores ortotópicos (que mata animais antes lesões ósseas pode estabelecer). Assim, a falta de detecção não pode ser tomado como prova contra a possibilidade de células MCF-7 'para metastizar. Na verdade, micrometástases ósseas indolentes ou até mesmo dormentes podem ser mais prevalentes em pacientes com câncer de mama humano, como sugerido dormência por ano-a-décadas, que é muitas vezes visto na clínica.
II A injecção pode ser aplicado não só a luminal ou células de cancro da mama basais, mas também para outros tipos de cancro tais como cancro da próstata. Quando combinado com diferentes opções de doença óssea monitorização técnicas, injeção artéria intra-ilíaca pode fazer uma contribuição significativa para muitos fins de investigação. Nós geralmente usam sinalização de bioluminescência para rastrear a progressão metástase óssea após a injeção da artéria intra-ilíaca e, em seguida ossos colheita portadores de tumor para coloração imuno-histoquímica fluorescente para definir as interações entre células cancerosas e circundantes nichos do microambiente ósseo. Osso histomorfometria 16-17 e 18-20 μCT pode ser utilizado para avaliar alterações na estrutura óssea e outros detalhes anatômicos do osso que são causadas pela inoculação de células cancerosas. considerações apropriadas e combinações deve ser determinada por cada grupo para a sua finalidade específica de pesquisa.
Semelhante ao intra-tibial 8-10 e inoculação intra-cardíaca 11-13, uma ressalva de intra-ilinjecção artéria IAC é que ele não recapitular passos iniciais em processo metastático anteriores a embolia e a entrada das células do tumor para a circulação. Idealmente, um processo de metástase espontânea a partir de tumores ortotópicos seria necessário para recapitular completamente a cascata de metástase. No entanto, este processo é altamente ineficiente na maioria dos modelos, com apenas algumas exceções, como alguns ossos-trópicos 4T1 sub-clones 5-6 e MSP overexpressed PyMT modelo de rato transgénico 7. Esperamos que a injeção IIA irá fornecer novos insights sobre o processo de colonização óssea, que por sua vez pode facilitar a concepção e desenvolvimento de modelos de metástases ósseas espontâneas realmente eficientes para estudos pré-clínicos.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Materials | |||
| DMEM | HyClone | SH30022.01 | |
| FBS | Gibco | 16000 | |
| Pen/Strep Amphatericin B | Lonza Biowhittaker | 17-745E | |
| PBS | Lonza Biowhittaker | 17-516F | |
| Trypsin/EDTA solution | HyClone | SH30042.01 | |
| 45 μM cell strainer | VWR International Laboratory | 195-2545 | |
| MediGel CPF with carprofen | Controlled item from veterinary care in BCM | For pain management | |
| Buprenorphine | Controlled item from veterinary care in BCM | For pain management | |
| Estradiol pellet | Innovative Research of America | SE-121 | |
| Ketamine and xylazine | Controlled item from veterinary care in BCM | ||
| Vet ointment | Controlled item from veterinary care in BCM | Avoid eye dryness | |
| Shaver | Oster | 78005-050 | For furred mice |
| Isopropyl ethanol | ACROS | 67-63-0 | |
| Betadine surgical scrub | Controlled item from veterinary care in BCM | ||
| #10 scalpel blades | Ted Pella, Inc | 549-3CS-10 | Multiple |
| No. 3 handle | Ted Pella, Inc | 541-31 | Need to be autoclaved |
| Sterile surgical drape | Sai Infusion Technology | PSS-SD1 | |
| Straight forceps | Roboz Surgical Instrument | RS-5132 | Need to be autoclaved |
| Straight fine forceps | Fine Science Tools | 11253-20 | Need to be autoclaved |
| Edged fine forceps | Fine Science Tools | 11253-25 | Need to be autoclaved |
| 4-0 Vicryl silk suture | Johnson & Johnson Health Care | J214H | |
| 31 G insuline syringes | BD | 328418 | Multiple |
| Q-tips cotton swabs (Sterile) | VWR International Laboratory | 89031-272 | |
| Skin glue | Henry Schein Animal Health | 31477 | For surgery site skin closure |
| Ear Tag Applicator | Fine Science Tools | 24220-00 | |
| Ear tags | Fine Science Tools | 24220-50 | |
| D-luciferin | Gold Biotechnology | LUCK | Avoid light and put on ice |
| 28 G insulin syringes | BD | 329410 | For intra-orbital injection |
| Paraformadehyde | Alfa Aesar | 30525-89-4 | For tissue fixation |
| EDTA | OmniPur | 4050 | For bone tissue decalficication |
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Equipment | |||
| Dissection microscope | Leica | Leica S6E stereo | |
| IVIS Lumina II imaging system | Advanced Molecular Vision | ||
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antibodies | |||
| Anti-GFP antibodies (JL-8) | Clontech | 632381 | |
| Anti-ALP antibodies | Abcam | ab108337 | |
| Anti-Osterix antibodies | Abcam | ab22552 |
References
- Kang, Y., et al. A multigenic program mediating breast cancer metastasis to bone. Cancer cell. 3 (6), 537-549 (2003).
- Lu, X., et al. VCAM-1 promotes osteolytic expansion of indolent bone micrometastasis of breast cancer by engaging alpha4beta1-positive osteoclast progenitors. Cancer cell. 20 (6), 701-714 (2011).
- Ell, B., Kang, Y.
- Kretschmann, K. L., Welm, A. L. Mouse models of breast cancer metastasis to bone. Cancer Metastasis Rev. 31 (3-4), 579-583 (2012).
- Lelekakis, M., et al. A novel orthotopic model of breast cancer metastasis to bone. Clin Exp Metastasis. 17 (2), 163-170 (1999).
- Rose, A. A., et al. Osteoactivin promotes breast cancer metastasis to bone. Mol Cancer Res. 5 (10), 1001-1014 (2007).
- Welm, A. L., et al. The macrophage-stimulating protein pathway promotes metastasis in a mouse model for breast cancer and predicts poor prognosis in humans. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (18), 7570-7575 (2007).
- Li, X., et al. Loss of TGF-beta Responsiveness in Prostate Stromal Cells Alters Chemokine Levels and Facilitates the Development of Mixed Osteoblastic/Osteolytic Bone Lessions. Mol. Cancer. Res. 10 (4), 494-503 (2012).
- Gregory, L. S., Choi, W., Burke, L., Clements, J. A. Breast Cancer Cells Induce Osteolytic Bone Lesions In vivo through a Reduction in Osteoblast Activity in Mice. PLoS ON. 8 (9), e68103 (2013).
- Waning, D. L., et al. Excess TGF-β mediates muscle weakness associated with bone metastases in mice. Nat Med. 21 (11), 1262-1271 (2015).
- Simmons, J. K., et al.
- Werbeck, J. L., et al. Tumor microenvironment regulates metastasis and metastasis genes of mouse MMTV-PymT mammary cancer cells in vivo. Vet Pathol. 51 (4), 868-881 (2014).
- Xiang, J., et al. CXCR4 Protein Epitope Mimetic Antagonist, POL5551, Disrupts Metastasis and Enhances Chemotherapy Effect in Triple Negative Breast Cancer. Mol Cancer Ther. 14 (11), 2473-2485 (2015).
- Wang, H., et al. The osteogenic niche promotes early-stage bone colonization of disseminated breast cancer cells. Cancer Cell. 27 (2), 193-210 (2015).
- Hoffmann, J., et al. Characterization of new estrogen receptor destabilizing compounds: effects on estrogen-sensitive and tamoxifen-resistant breast cancer. J Natl Cancer Inst. 96 (3), 210-218 (2004).
- Tannehill-Gregg, S. H., Levine, A. L., Nadella, M. V., Iguchi, H., Rosol, T. J. The effect of zoledronic acid and osteoprotegerin on growth of human lung cancer in the tibias of nude mice. Clin Exp Metastasis. 23 (1), 19-31 (2006).
- Slyfield, C. R., Tkachenko, E. V., Wilson, D. L., Hernandez, C. J.
- Koba, W., Jelicks, L. A., Fine, E. J. MicroPET/SPECT/CT imaging of small animal models of disease. Am J Pathol. 182 (2), 319-324 (2013).
- Simmons, J. K., et al. Canine prostate cancer cell line (Probasco) produces osteoblastic metastases in vivo. Prostate. 74 (13), 1251-1265 (2014).
- Amend, S. R., et al. Thrombospondin-1 regulates bone homeostasis through effects on bone matrix integrity and nitric oxide signaling in osteoclasts. J Bone Miner Res. 30 (1), 106-115 (2015).
