Summary
Мышиная модель внутрилегочной трансплантации трахеи (IPTT) ценна для изучения облитерирующей болезни дыхательных путей (ОАД) после трансплантации легких. Он дает представление о легоспецифическом иммунологическом и ангиогенной поведении при облитерации дыхательных путей после аллотрансплантации с высокой воспроизводимостью. В этой статье мы опишем процедуру IPTT и ее ожидаемые результаты.
Abstract
Мышиная внутрилегочная трансплантация трахеи (IPTT) используется в качестве модели облитерирующей болезни дыхательных путей (ОАД) после трансплантации легких. Эта модель, о которой первоначально сообщила наша команда, получила широкое распространение в изучении ОАД благодаря своей высокой технической воспроизводимости и пригодности для исследования иммунологического поведения и терапевтических вмешательств.
В модели IPTT трахейный трансплантат грызуна вводится непосредственно в легкое реципиента через плевру. Эта модель отличается от модели гетеротопической трансплантации трахеи (HTT), в которой трансплантаты трансплантаты трансплантируются в подкожные или сальниковые участки, и от модели ортотопической трансплантации трахеи (OTT), в которой донорская трахея заменяет трахею реципиента.
Успешная реализация модели IPTT требует продвинутых анестезиологических и хирургических навыков. Навыки анестезиолога включают эндотрахеальную интубацию реципиента, настройку соответствующих параметров вентиляции легких и адекватное время экстубации после восстановления после анестезии. Хирургические навыки необходимы для точного размещения трансплантата в легком и для обеспечения эффективной герметизации висцеральной плевры для предотвращения утечки воздуха и кровотечения. В целом, процесс обучения занимает примерно 2 месяца.
В отличие от моделей HTT и OTT, в модели IPTT в дыхательных путях аллотрансплантата развивается облитерация дыхательных путей в соответствующем микроокружении легких. Это позволяет изучать легоспецифические иммунологические и ангиогенные процессы, участвующие в облитерации дыхательных путей после трансплантации легких. Кроме того, эта модель уникальна еще и тем, что в ней присутствуют третичные лимфоидные органы (TLO), которые также наблюдаются в аллотрансплантатах легких человека. ТЛО состоят из популяций Т- и В-клеток и характеризуются наличием высоких эндотелиальных венул, которые направляют рекрутирование иммунных клеток; Следовательно, они, вероятно, будут играть решающую роль в принятии и отторжении трансплантата. Сделан вывод о том, что модель IPTT является полезным инструментом для изучения внутрилегочных иммунных и профибротических путей, участвующих в развитии облитерации дыхательных путей в аллотрансплантате легкого.
Introduction
Трансплантация легких зарекомендовала себя как эффективный метод лечения пациентов с терминальной стадией респираторных заболеваний. Тем не менее, средняя выживаемость реципиентов трансплантата легких человека составляет всего около 6 лет, при этом развитие облитерирующего бронхиолита (ОБВ), типа обструктивной болезни дыхательных путей (ОАД), является основной причиной смерти после первого года послетрансплантации1.
Для исследования механизма, лежащего в основе ОАД, было использовано несколько моделей на животных. Одной из таких моделей является гетеротопическая трансплантация трахеи (HTT) модель2. В этой модели трахеальные трансплантаты имплантируются в подкожную клетчатку или сальник реципиента. Происходит индуцированная ишемией потеря эпителиальных клеток трахеального трансплантата с последующей аллореактивной инфильтрацией лимфоцитов и апоптозом донорских эпителиальных клеток. Фибробласты и миофибробласты мигрируют вокруг трахеи, образуя внеклеточный матрикс. Наконец, происходит полная фиброзная облитерация просвета дыхательных путей. Модель HTT технически проста, обеспечивает среду in vivo и обеспечивает высокую воспроизводимость.
Другой моделью для изучения ОАД является модель ортотопической трансплантации трахеи крысы (ОТТ), в которой трахеальные трансплантаты вводятся в трахею реципиента для поддержания физиологической вентиляции3. В этой модели индуцированное ишемией истощение донорских эпителиальных клеток приводит к их замещению эпителиальными клетками реципиента в трахее, образуя необструкцию дыхательных путей, сопровождающуюся умеренным фиброзом. Несмотря на то, что эти модели внесли свой вклад в понимание облитерации дыхательных путей после трансплантации легких, они имеют ограничения с точки зрения рекапитуляции микроокружения легочной паренхимы.
Наша исследовательская группа представила модель внутрилегочной трансплантации трахеи крысы (IPTT), при которой трахейные трансплантаты имплантируются в легкое реципиента4 (рис. 1). Модель IPTT демонстрирует фиброзную облитерацию просвета дыхательных путей, происходящую в микроокружении легких. Кроме того, он был успешно применен к мышам, которые технически более сложны, чем крысы IPTT 5,6,7,8,9,10. Эта адаптация мышиной модели IPTT позволила нам глубже углубиться в сложные детали иммунологической среды легких ОАД после трансплантации легких с использованием трансгенных мышей.
Модель IPTT обладает некоторыми уникальными особенностями. Одним из них является неоангиогенез, который облегчается легочным кровообращением и играет решающую роль в облитерации дыхательных путей 4,10. Кроме того, в модели IPTT выявлены лимфоидные агрегаты, некоторые из которых имеют высокие эндотелиальные венулы, экспрессирующие адрес периферических узлов, что указывает на то, что они являются третичными лимфоидными органами (TLO)7,8. ТЛО напоминают лимфатические узлы и состоят из Т-клеток, В-клеток и, зачастую, зародышевого центра, сопровождаемого фолликулярными дендритными клетками11,12. ТЛО были зарегистрированы при различных хронических воспалительных заболеваниях, включая облитерацию дыхательных путей, что делает модель IPTT подходящей для изучения роли ТЛО в облитерации дыхательных путей 7,8,11,12,13. В данной статье представлена методология мышиной модели IPTT с целью ознакомления исследователей с этой моделью и содействия дальнейшим исследованиям облитерации дыхательных путей после трансплантации легких.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все животные проходили лечение в соответствии с рекомендациями, изложенными Канадским советом по уходу за животными в Руководстве по уходу и использованию экспериментальных животных. Протокол эксперимента был одобрен Комитетом по уходу за животными Научно-исследовательского института больницы общего профиля Торонто, Университетской сети здравоохранения.
1. Донорская хирургия
ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве примера доноров для эксперимента используются мыши BALB/c. Все процедуры должны проводиться с использованием стерильной техники.
- Перед процедурой запишите вес каждой мыши.
- Усыпите мышь с помощью камеры CO2 .
- Как только смерть будет подтверждена, поместите мышь в положение лежа на спине и зафиксируйте конечности скотчем.
- Подготовьте операционную область, стерилизуя ее 70% изопропиловым спиртом.
ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости и в соответствии с рекомендациями местного комитета по этике животных обрежьте шерсть в месте разреза. - Сделайте разрез по средней линии кожи, начиная от середины живота и заканчивая передней шейной областью.
- Получите доступ к трахее, осторожно втягивая жировые пакеты, перемещая мышцы ремня в боковые стороны и отделяя трахею от окружающей соединительной ткани. Используйте щипцы, чтобы создать пространство между трахеей и пищеводом.
- Приподнимите мечевидный узел и обрежьте диафрагму.
- Приподнимите грудину, обеспечив свободный путь от грудины к области шеи, введя гемостат. Зажмите грудную клетку с обеих сторон и разрежьте грудину, проходя вверх через мышцы шеи.
- Удалите тимус и любой жир или мышцу, препятствующие трахее, чтобы обнажить бифуркацию трахеи.
- Разрежьте оба главных бронха и аккуратно отделите дыхательные пути от пищевода.
- Разрежьте гортань и удалите ее.
- Опрыскать рассеченную трахею стерильным физиологическим раствором или консервационным раствором стерильной марлей, смоченной в стерильном физиологическом растворе или консервационном растворе, и поместить на лед для сохранения жизнеспособности.
2. Хирургическое вмешательство реципиента
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши C57BL/6 используются в качестве реципиентов для эксперимента.
- Вводят бупренорфин с пролонгированным высвобождением подкожно в дозе 1 мг/кг утром в день операции.
- Индуцируют анестезию в индукционной камере с использованием 5% изофлурана.
- После того, как мышь слегка обезболивают, внутрибрюшинно вводят коктейль, состоящий из (0,1 мг/г) ксилазина и (0,01 мг/г) кетамина.
- Верните мышь в индукционную камеру с сохранением 2-3% изофлурана.
- Сбрить шерсть в месте операции. Также вводят бупивакаин в виде капельной блокады подкожно вдоль планируемого места введения в дозе 7 мг/кг.
- Подтвердить отсутствие рефлекторной реакции на защемление пальца ноги перед оротрахеальной интубацией. Интубируйте мышь оротрахеально с помощью внутривенного катетера 20 G и подключите его к аппарату искусственной вентиляции легких с дыхательным объемом 500 мкл, частотой дыхания 120 ударов в минуту, 100% кислородом и 2% изофлураном. Для облегчения этой процедуры используйте подставку с зажимом, прикрепленным к языку, удерживая животное в вертикальном положении с вытянутой шеей.
- Активируйте грелку и расположите мышь в правом боковом положении поверх коврика так, чтобы голова была отвернута от хирурга, а хвост обращен к нему (рисунок 2). Закрепите конечности скотчем. Нанесите ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость во время анестезии.
- Протрите операционную область 7,5% повидон-йодом, простерилизуйте 70% изопропиловым спиртом и повторно протрите 10% повидон-йодом. Наложите стерильные хирургические простыни, чтобы закрыть операционную область.
- В течение этого времени загружайте донорскую трахею во внутривенный катетер 16 G (рис. 3C, D).
- С помощью скальпеля сделайте надрез на коже реципиента и прижгите мышцу и соединительную ткань.
- Откройте пятое или шестое межреберье и удерживайте грудную клетку открытой с помощью двух ретракторов.
- Рассекают нижнюю легочную связку с помощью ватных палочек и ножниц.
- Смоделируйте создание пути для донорской трахеи (рис. 3G, H).
- Закрепите трубку выхода аппарата ИВЛ, частично закрыв ее трехходовым запорным краном, чтобы облегчить надувание левого легкого.
- Создайте путь, проколов левое легкое иглой 20 G. Обеспечение того, чтобы глубина прокола была примерно равна длине аллотрансплантата трахеи. Выберите место прокола на краю легкого (как показано на рисунке 3I), убедившись, что путь проходит параллельно столешнице (как отмечено синим кружком на рисунке 3J).
ПРИМЕЧАНИЕ: Угол введения вверх приведет к проникновению в плевральный слой, в то время как более глубокий угол может привести к кровотечению из крупных сосудов (как отмечено красными крестами на рисунке 3J). - Введите внутривенный катетер 16 G в левое легкое и выдавите донорскую трахею в левое легкое. После введения аллотрансплантата трахеи отпустите трехходовой запорный кран, чтобы обеспечить беспрепятственный поток выдоха через дренажную трубку.
- Закройте место плевральной инъекции зажимом (рис. 3K,L). Расположите зажим точно в месте прокола, выровняв его край в соответствии с контуром края легкого (обозначен синим кружком на рисунке 3L).
ПРИМЕЧАНИЕ: Неправильное расположение места клипсации может привести к неэффективной герметизации и утечке воздуха, в то время как недостаточная глубина клипсы может привести к отсоединению клипсы после операции (как показано красными крестами на рисунке 3L). - Залейте грудную полость физиологическим раствором и рассосьте физраствор с помощью марли.
- Надуйте левое легкое и закройте ребра с помощью техники наложения швов.
- Закройте мышцы и кожу прерывистыми швами.
- В конце операции вводят мелоксикам анальгетик подкожно в дозе 5 мг/кг.
- Наблюдайте за мышью-реципиентом, пока она не проснется. Затем извлеките трахеальную трубку и поместите мышь-реципиента в клетку.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши-реципиенты должны содержаться индивидуально. - Мелоксикам (5 мг/кг) назначают один раз в сутки через подкожную инъекцию, начиная через 24 ч после операции и продолжая в течение 3 дней после операции.
3. Забор образцов у мышей-реципиентов
- Индуцируют анестезию в индукционной камере с использованием 5% изофлурана.
- Подтвердить отсутствие рефлекторной реакции на защемление пальца ноги перед оротрахеальной интубацией. Метод интубации и настройка респиратора такие же, как и при хирургии реципиента.
- Расположите мышь в положении лежа на спине и закрепите конечности.
- Подготовьте операционную область, стерилизуя ее 70% изопропиловым спиртом.
- Сделайте разрез по средней линии кожи, начиная от середины живота и заканчивая передней шейной областью.
- Обескровливают мышь через нижнюю полую вену с помощью шприца объемом 1 мл, соединенного с иглой 25 G, что приводит к эвтаназии.
- Откройте грудную клетку и получите доступ к трахее так же, как и донорская мышь. Обвяжите трахею вокруг интубационной трубки шелком 7-0.
- Удалите тимус, жир и мышцы, чтобы обнажить сердце.
- Разрезают левое предсердие, правое предсердие и нижнюю полую вену. Перфузии легких 3 мл стерильного физиологического раствора через правый желудочек.
- Для гистологического анализа надуйте легкие 10% формалином через интубационную трубку.
- Экстубируйте вентиляционную трубку и перевяжите трахею шелком 7-0.
- Разделите гортань и пищевод. Потяните их в нижнем направлении, а затем извлеките блок сердца и легких, поместив его в 10% формалин.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Исходя из нашего опыта, для владения этой моделью обычно требуется около 2 месяцев обучения. После достижения мастерства донорские процедуры обычно занимают 15 минут, в то время как процедуры реципиента требуют около 30 минут. Ожидаемый уровень смертности для обученного оператора составляет 0%.
На рисунке 4А аллотрансплантат трахеи демонстрирует полную обструкцию фибробластической тканью, а эпителиальные клетки заметно разрушены. И наоборот, на рисунке 4Б изотрансплантат трахеи остается открытым, а эпителиальные клетки сохраняются.
На рисунке 5 показано легкое, в которое был пересажен аллотрансплантат трахеи, что свидетельствует о наличии лимфоидных агрегатов.
Рисунок 1: Схема мышиной модели внутрилегочной трансплантации трахеи. Аллотрансплантат трахеи извлекается из мыши-донора. Аллотрансплантат трахеи загружается в катетер. Аллотрансплантат трахеи трансплантируется в легкое реципиента. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Положение реципиента во время операции. Мышь помещается в правостороннее пролежневое положение. Голова мыши-реципиента ориентирована в сторону от хирурга, а хвост обращен к хирургу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Катетер для введения трахеи и иллюстрация направления введения трахеального трансплантата. (A) Катетер для введения трахеи. Наружный катетер имеет острый кончик (слева), а внутренний катетер — тупой (справа). (B) Комбинация наружного и внутреннего катетеров. Внутренний катетер немного выступает из наружного. (С,Д) Загрузка донорской трахеи в катетер. Красная скобка указывает на трансплантат трахеи. (E) Трахеальный трансплантат внутри катетера. Красная скобка указывает на трансплантат трахеи. (F) Экструдирование внутреннего трахейного трансплантата с использованием внутреннего катетера в качестве «толкателя». Красная скобка указывает на трансплантат трахеи. (Г, Н) Моделирование направления установки трахейного трансплантата. (Я,Дж) Создание дорожки с помощью иглы 22 G. Глубина должна точно соответствовать длине трахеального аллотрансплантата. Направление иглы должно быть противоположным от хирурга и параллельным столешнице. Правильное место прокола обозначается красной точкой. Соответствующий угол вставки обозначен синим кружком. Неправильные углы обозначаются красными крестиками. (К,Л) Закрытие места плевральной инъекции зажимом. Черные линии обозначают клипы. Красная точка обозначает место прокола. Синий кружок указывает на правильную точку отсечения. Красные крестики указывают на неправильные точки отсечения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4: Гистопатологическое исследование через 28 дней после трансплантации легких. (A) Изображения аллотрансплантата трахеи, окрашенные H&E (слева) и Masson Trichrome (справа) (донор: BALB/c, реципиент: C57BL/6). Просвет аллотрансплантата окклюзирован коллагеном и фиброзной тканью, окрашенной в синий цвет трихромом Массона (черный наконечник стрелы). Кроме того, были утрачены эпителиальные клетки (синие наконечники стрел). (B) Изображения изотрансплантата трахеи, окрашенные H&E (слева) и Masson Trichrome (справа). В отличие от аллотрансплантата, просвет изотрансплантата (донор, реципиент: C57BL/6) остается открытым, а эпителиальные клетки сохраняются. Окрашенная ткань представляет собой слизь. Масштабные линейки = 500 мкм. Аббревиатура: H&E = гематоксилин и эозин. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 5: Лимфоидные агрегаты в легком с пересаженным аллотрансплантатом трахеи. (A) Окрашенное H&E изображение легкого с пересаженным аллотрансплантатом трахеи in situ. Лимфоидные агрегаты (черные стрелки) наблюдаются в легочной ткани. Масштабная линейка = 500 мкм. (B) Иммунофлуоресцентное изображение лимфоидного агрегата, подчеркивающее наличие В-клеток (B220, красный), Т-клеток (CD3, зеленый) и ядер (DAPI, синий). Масштабная линейка = 100 мкм. Сокращения: H&E = гематоксилин и эозин; DAPI = 4',6-диамидино-2-фенилиндол. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Процедура IPTT на мышах включает в себя важнейшие этапы. Что касается анестезии, то первым важным этапом является эндотрахеальная интубация. Важно держать мышь на соответствующей высоте, положив ноги на стол, чтобы визуализировать голосовые связки и облегчить немедленную интубацию. Кроме того, необходима тщательная регулировка дыхательного объема и положительного давления в конце выдоха (PEEP). Как правило, для мышей весом 25-30 г достаточно дыхательного объема 500 мкл и PEEP 2 смH2O. Тем не менее, более крупные мыши-реципиенты могут испытывать эпизоды «икоты», указывающие на дефицит кислорода. В таких случаях может потребоваться увеличение дыхательного объема, PEEP и временное пережатие выдохной трубки, чтобы набрать легкое. Если икота не проходит, следует отрегулировать глубину трахеальной трубки. Наконец, время экстубации трахеальной трубки имеет решающее значение, и подтверждение частоты дыхания реципиента имеет важное значение для обеспечения достаточного выздоровления. Несоблюдение этого требования может привести к постэкстубационной смертности.
Что касается хирургического вмешательства, правильное размещение трансплантированной трахеи имеет решающее значение. Для точного позиционирования трахейного трансплантата необходимо имитировать соответствующее направление иглы (рис. 3G). Если путь слишком мелкий, трахеальный трансплантат может проникнуть в плевру, а введение слишком глубоко может привести к перфорации сосудов легких и сильному кровотечению. Еще одним важным этапом является обеспечение точной герметизации точки введения путем надежной фиксации разреза плевры, в который был введен аллотрансплантат трахеи, с помощью зажима из нержавеющей стали (рис. 3H). Недостаточная герметизация может привести к утечке воздуха, что может привести к смерти реципиента после закрытия грудной клетки.
Несмотря на то, что модель IPTT обладает некоторыми преимуществами, такими как относительная простота, высокая воспроизводимость и иммунологическая среда, аналогичная той, которая наблюдается при трансплантации легких, она имеет некоторые ограничения. Аллотрансплантаты трахеи в модели IPTT отличаются от клинической ситуации, когда OB происходит в мелких дыхательных путях. Более того, в этой модели несоответствия основного комплекса гистосовместимости (MHC) IPTT аллотрансплантат трахеи полностью окклюзирован фибробластической тканью, что отличается от клинической ОАД, где окклюзия фибробластической ткани обычно частичная. Для решения этой проблемы для IPTT может быть использована другая комбинация штаммов (незначительное или другое крупное несоответствие) (в зависимости от предполагаемого исследования), поскольку она может привести к более мягкому аллоиммунному ответу и более легкой окклюзии фибробластической ткани по сравнению с комбинацией BALB/c-to-C57BL/6. Нам неизвестно о каких-либо опубликованных исследованиях, изучающих различные комбинации штаммов, поэтому эта возможность должна быть проверена эмпирически.
Наконец, это неваскуляризированный трансплантат, похожий на модели HTT и OTT. Для устранения этого ограничения может быть использована ортотопическая трансплантация легких (ОЛТ)14. Тем не менее, развитие ОАД-подобной патологии было вариабельным в мышиной модели OLT 15,16,17. Учитывая относительную простоту и воспроизводимость модели IPTT по сравнению с OLT, она остается разумной моделью для изучения механизмов ОАД, связанной с трансплантацией. В заключение следует отметить, что модель IPTT служит полезной исследовательской моделью для изучения внутрилегочных иммунных и профибротических путей, участвующих в развитии облитерации дыхательных путей после трансплантации легких.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы данной рукописи не имеют конфликта интересов, который можно было бы разглашать.
Acknowledgments
Авторы выражают благодарность Джерому Валеро (Jerome Valero) за редактирование данной рукописи. Рисунки 1 и 3I,J,L были созданы с помощью BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
