Summary
Murin intrapulmoner trakeal transplantasyon (IPTT) modeli, akciğer transplantasyonu sonrası obliteratif hava yolu hastalığını (OAD) incelemek için değerlidir. Allotransplantasyon sonrası hava yolu obliterasyonunda akciğere özgü immünolojik ve anjiyojenik davranış hakkında yüksek tekrarlanabilirlik ile bilgi sunar. Burada, IPTT prosedürünü ve beklenen sonuçlarını açıklıyoruz.
Abstract
Murin intrapulmoner trakeal transplantasyon (IPTT), akciğer transplantasyonunu takiben obliteratif hava yolu hastalığının (OAD) bir modeli olarak kullanılmaktadır. İlk olarak ekibimiz tarafından bildirilen bu model, yüksek teknik tekrarlanabilirliği ve immünolojik davranışların ve terapötik müdahalelerin araştırılmasına uygunluğu nedeniyle OAD çalışmasında kullanım kazanmıştır.
IPTT modelinde, bir kemirgen trakeal grefti, plevra yoluyla doğrudan alıcının akciğerine yerleştirilir. Bu model, greftlerin deri altı veya omental bölgelere nakledildiği heterotopik trakeal transplantasyon (HTT) modelinden ve donör trakeanın alıcının trakeasının yerini aldığı ortotopik trakeal transplantasyon (OTT) modelinden farklıdır.
IPTT modelinin başarılı bir şekilde uygulanması, ileri anestezi ve cerrahi beceriler gerektirir. Anestezik beceriler, alıcının endotrakeal entübasyonunu, uygun ventilasyon parametrelerinin ayarlanmasını ve anesteziden sonra uygun zamanlanmış ekstübasyonu içerir. Cerrahi beceriler, akciğere hassas greft yerleştirilmesi ve hava sızıntısı ve kanamayı önlemek için viseral plevranın etkili bir şekilde kapatılmasını sağlamak için gereklidir. Genel olarak öğrenme süreci yaklaşık 2 ay sürmektedir.
HTT ve OTT modellerinden farklı olarak, IPTT modelinde, allogreft hava yolu, ilgili akciğer mikroçevresinde hava yolu obliterasyonu geliştirir. Bu, araştırmacıların akciğer transplantasyonundan sonra hava yolu obliterasyonunda rol oynayan akciğere özgü immünolojik ve anjiyojenik süreçleri incelemelerine olanak tanır. Ayrıca, bu model, insan akciğer allogreftlerinde de görülen üçüncül lenfoid organları (TLO'lar) sergilemesi bakımından da benzersizdir. TLO'lar, T ve B hücre popülasyonlarından oluşur ve immün hücre alımını yönlendiren yüksek endotelyal venüllerin varlığı ile karakterize edilir; Bu nedenle, greft kabulü ve reddinde çok önemli bir rol oynamaları muhtemeldir. IPTT modelinin, akciğer nakli allogreftinde hava yolu obliterasyonunun gelişiminde rol oynayan intrapulmoner immün ve profibrotik yolakları incelemek için yararlı bir araç olduğu sonucuna vardık.
Introduction
Akciğer nakli, son dönem solunum yolu hastalıkları olan hastalar için etkili bir tedavi olarak kurulmuştur. Bununla birlikte, insan akciğer nakli alıcıları için medyan sağkalım oranı sadece yaklaşık 6 yıldır ve bir tür obstrüktif hava yolu hastalığı (OAD) olan obliteratif bronşiyolit (OB) gelişimi, transplantasyondan sonraki ilk yıldan sonra önemli bir ölüm nedenidir1.
OAD'nin altında yatan mekanizmayı araştırmak için çeşitli hayvan modelleri kullanılmıştır. Böyle bir model, heterotopik trakeal transplantasyon (HTT) model2'dir. Bu modelde, trakeal greftler alıcının deri altı dokusuna veya omentumuna implante edilir. İskemiye bağlı trakeal greft epitel hücrelerinin kaybı meydana gelir, bunu alloreaktif lenfosit infiltrasyonu ve donör epitel hücrelerinin apoptozu izler. Fibroblastlar ve miyofibroblastlar trakea etrafında göç ederek hücre dışı bir matris oluşturur. Son olarak, hava yolu lümeninin tamamen fibröz obliterasyonu meydana gelir. HTT modeli teknik olarak basittir, in vivo bir ortam sağlar ve yüksek tekrarlanabilirlik sunar.
OAD'yi incelemek için başka bir model, fizyolojik ventilasyonu sürdürmek için trakeal greftlerin alıcının trakeasına yerleştirildiği sıçan ortotopik trakeal transplantasyon (OTT) modelidir3. Bu modelde, donör epitel hücrelerinin iskemiye bağlı tükenmesi, bunların trakea içindeki alıcı epitel hücreleri ile yer değiştirmesine neden olur ve orta derecede fibrozun eşlik ettiği tıkanmamış bir hava yolu oluşturur. Bu modeller akciğer transplantasyonu sonrası hava yolu obliterasyonunun anlaşılmasına katkıda bulunmuş olsa da, akciğer parankimal mikroçevresinin rekapitülasyonu açısından sınırlılıkları vardır.
Araştırma grubumuz, trakeal greftlerin alıcı akciğereimplante edildiği sıçan intrapulmoner trakeal transplantasyon (IPTT) modelini tanıttı 4 (Şekil 1). IPTT modeli, akciğer mikroçevresinde meydana gelen hava yolu lümeninin fibröz obliterasyonunu sergiler. Ayrıca, sıçan IPTT 5,6,7,8,9,10'dan teknik olarak daha zorlu olan farelere başarıyla uygulanmıştır. Murin IPTT modelinin bu adaptasyonu, transgenik fareler kullanılarak akciğer nakli sonrası OAD'nin akciğer immünolojik ortamının karmaşık ayrıntılarını daha derinlemesine incelememizi sağladı.
IPTT modeli bazı benzersiz özelliklere sahiptir. Bunlardan biri, pulmoner dolaşım ile kolaylaştırılan ve hava yolu obliterasyonunda çok önemli bir rol oynayan neoanjiyogenezdir 4,10. Ek olarak, IPTT modeli, bazıları periferik düğüm adresini eksprese eden yüksek endotelyal venüllere sahip olan lenfoid agregatlar sergiler ve bunların üçüncül lenfoid organlar (TLO'lar) olduğunu gösterir7,8. TLO'lar lenf nodlarına benzer ve T hücreleri, B hücreleri ve sıklıkla foliküler dendritik hücrelerin eşlik ettiği bir germinal merkezden oluşur 11,12. Hava yolu obliterasyonu da dahil olmak üzere çeşitli kronik inflamatuar hastalıklarda TLO'lar bildirilmiştir, bu da IPTT modelini TLO'ların hava yolu obliterasyonundaki rolünü araştırmak için uygun hale getirir 7,8,11,12,13. Bu makale, araştırmacıları bu modele alıştırmak ve akciğer transplantasyonunu takiben hava yolu obliterasyonu ile ilgili daha fazla araştırmayı kolaylaştırmak amacıyla murin IPTT modelinin metodolojisini sunmaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Tüm hayvanlar, Kanada Hayvan Bakımı Konseyi tarafından Deney Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu'nda belirtilen yönergelere uygun olarak tedavi edildi. Deney protokolü, Toronto Genel Hastanesi Araştırma Enstitüsü, Üniversite Sağlık Ağı Hayvan Bakım Komitesi tarafından onaylandı.
1. Donör ameliyatı
NOT: BALB/c fareleri, deney için donör örneği olarak kullanılmıştır. Tüm prosedürler steril bir teknik kullanılarak yapılmalıdır.
- İşlemden önce, her farenin ağırlığını kaydedin.
- Bir CO2 odası kullanarak fareyi ötenazi yapın.
- Ölüm onaylandıktan sonra, fareyi sırtüstü pozisyonda konumlandırın ve uzuvları bantla sabitleyin.
- Ameliyat bölgesini %70 izopropil alkol ile sterilize ederek hazırlayın.
NOT: Gerekirse ve yerel hayvan etik komitesi tarafından önerildiği gibi, kürkü kesi bölgesinden kırpın. - Ciltte orta karın bölgesinden başlayıp ön servikal bölgeye kadar uzanan orta hat kesisi yapın.
- Yağ yastıkçıklarını dikkatlice geri çekerek, kayış kaslarını yanal olarak hareket ettirerek ve trakeayı çevreleyen bağ dokusundan ayırarak trakeaya erişin. Trakea ve yemek borusu arasında boşluk oluşturmak için forseps kullanın.
- Ksifoidi kaldırın ve diyaframı kesin.
- Sternumu kaldırın, bir hemostat yerleştirerek sternumdan boyun bölgesine açık bir yol sağlayın. Göğüs kafesini her iki taraftan sıkıştırın ve boyun kaslarından yukarı doğru uzanarak sternumdan kesin.
- Trakeal çatallanmayı ortaya çıkarmak için timusu ve trakeayı tıkayan herhangi bir yağ veya kası çıkarın.
- Hem ana bronşları kesin hem de hava yolunu yemek borusundan dikkatlice ayırın.
- Gırtlağı kesin ve çıkarın.
- Diseke edilen trakeaya steril salin solüsyonu veya steril salin veya koruma solüsyonuna batırılmış steril gazlı bez ile koruma solüsyonu püskürtün ve canlılığını korumak için buzun üzerine yerleştirin.
2. Alıcı cerrahisi
NOT: C57BL/6 fareler, deney için alıcılara örnek olarak kullanılmıştır.
- Ameliyat gününün sabahı sürekli salimli buprenorfini deri altına 1 mg/kg'lık bir dozda uygulayın.
- % 5 izofluran kullanarak bir indüksiyon odasında anesteziyi indükleyin.
- Fare hafifçe uyuşturulduktan sonra, intraperitoneal olarak (0.1 mg / g) ksilazin ve (0.01 mg / g) ketaminden oluşan bir kokteyl enjekte edin.
- Fareyi% 2-3 izofluran ile indüksiyon odasına geri koyun.
- Ameliyat bölgesinde kürkü tıraş edin. Ayrıca, bupivakaini planlanan insicisyon bölgesi boyunca deri altından 7 mg / kg'lık bir dozda bir çizgi bloğu olarak uygulayın.
- Orotrakeal entübasyondan önce ayak parmağı tutamına refleks yanıtının olmadığını doğrulayın. 20 G intravenöz kateter kullanarak fareyi orotrakeal olarak entübe edin ve 500 μL tidal hacmi, 120 bpm solunum hızı, %100 oksijen ve %2 izofluran olan bir ventilatöre bağlayın. Bu prosedürü kolaylaştırmak için, hayvanı boynu uzatılmış olarak dikey konumda tutan, dile kelepçe uygulanmış bir stand kullanın.
- Bir ısıtma yastığını etkinleştirin ve fareyi, başı cerrahtan uzakta ve kuyruğu cerraha bakacak şekilde pedin üzerinde sağ yanal konuma getirin (Şekil 2). Uzuvları bantla sabitleyin. Anestezi altındayken kuruluğu önlemek için gözlere veteriner merhemi sürün.
- Ameliyat bölgesini %7,5 povidon iyot ile ovalayın, %70 izopropil alkol ile sterilize edin ve %10 povidon iyot ile yeniden fırçalayın. Ameliyat bölgesini kaplamak için steril cerrahi örtüler uygulayın.
- Bu süre zarfında donör trakeasını 16 G'lik bir intravenöz katetere yükleyin (Şekil 3C,D).
- Alıcının cildinde bir kesi yapmak için neşter kullanın ve kas ve bağ dokusunu dağlayın.
- Beşinci veya altıncı interkostal boşluğu açın ve iki ekartör kullanarak göğüs kafesini açık tutun.
- Pamuklu çubuklar ve makas kullanarak inferior pulmoner ligamenti inceleyin.
- Donör trakea için yolun oluşturulmasını simüle edin (Şekil 3G, H).
- Sol akciğerin şişirilmesini kolaylaştırmak için ventilatör çıkış tüpünü üç bir vana ile kısmen kapatarak sabitleyin.
- Sol akciğeri 20 G iğne ile delerek bir yol oluşturun. Delinme derinliğinin kabaca trakeal allogreftin uzunluğuna eşit olmasını sağlamak. Akciğerin kenarındaki delinme bölgesini seçin ( Şekil 3I'de gösterildiği gibi), yolun masa üstüne paralel uzandığından emin olun ( Şekil 3J'de mavi bir daire ile işaretlendiği gibi).
NOT: Yukarı doğru bir yerleştirme açısı plevral tabakanın penetrasyonuna neden olurken, daha derin bir açı büyük damarlardan kanamaya neden olabilir ( Şekil 3J'de kırmızı çarpı ile işaretlendiği gibi). - 16 G intravenöz kateteri sol akciğere yerleştirin ve donör trakeayı sol akciğere ekstrüde edin. Trakeal allogreftin yerleştirilmesinden sonra, çıkış borusundan engelsiz ekspiratuar akışa izin vermek için üç vanayı serbest bırakın.
- Plevral enjeksiyon bölgesini bir klipsle kapatın (Şekil 3K,L). Klipsi, kenarı akciğer kenarının konturuna uyacak şekilde hizalanacak şekilde (Şekil 3L'de mavi daire ile gösterilmiştir) tam olarak delinme bölgesine yerleştirin.
NOT: Kırpma bölgesi için yanlış bir konum, etkisiz sızdırmazlığa ve hava sızıntısına neden olabilirken, yetersiz klips derinliği, ameliyat sonrası klipsin ayrılmasına neden olabilir ( Şekil 3L'deki kırmızı çarpı işaretleriyle gösterildiği gibi). - Göğüs boşluğunu salin solüsyonu ile doldurun ve salini bir gazlı bezle emdirin.
- Sol akciğeri yeniden şişirin ve çalışan bir dikiş tekniği kullanarak kaburgaları kapatın.
- Kesintili dikişlerle kas ve cildi kapatın.
- Ameliyat sonunda 5 mg/kg'lık bir dozda deri altına meloksikam analjezik uygulayın.
- Alıcı fareyi uyanık olana kadar gözlemleyin. Ardından, trakeal tüpü çıkarın ve alıcı fareyi bir kafese koyun.
NOT: Alıcı fareler ayrı ayrı yerleştirilmelidir. - Ameliyattan 24 saat sonra başlayarak ve ameliyat sonrası 3 gün boyunca devam ederek deri altı enjeksiyon yoluyla günde bir kez meloksikam (5 mg / kg) uygulayın.
3. Alıcı farelerden örneklerin toplanması
- % 5 izofluran kullanarak bir indüksiyon odasında anesteziyi indükleyin.
- Orotrakeal entübasyondan önce ayak parmağı tutamına refleks yanıtının olmadığını doğrulayın. Entübasyon yöntemi ve solunum cihazı ayarı, alıcı cerrahisindekiyle aynıdır.
- Fareyi sırtüstü pozisyonda konumlandırın ve uzuvları sabitleyin.
- Ameliyat bölgesini %70 izopropil alkol ile sterilize ederek hazırlayın.
- Ciltte orta karın bölgesinden başlayıp ön servikal bölgeye kadar uzanan orta hat kesisi yapın.
- 25 G'lik bir iğneye bağlı 1 ml'lik bir şırınga kullanarak fareyi inferior vena kava yoluyla kansızlaştırın ve ötenazi ile sonuçlanın.
- Göğsü açın ve trakeaya donör fare ile aynı şekilde erişin. Trakeayı entübasyon tüpünün etrafına 7-0 ipekle bağlayın.
- Kalbi ortaya çıkarmak için timüs, yağ ve kasları çıkarın.
- Sol atriyumu, sağ atriyumu ve inferior vena kavayı kesin. Akciğerleri sağ ventrikül yoluyla 3 mL steril salin ile perfüze edin.
- Histolojik analiz için, akciğerleri bir entübasyon tüpü aracılığıyla% 10 formalin ile şişirin.
- Ventilasyon tüpünü ekstübe edin ve trakeayı 7-0 ipekle bağlayın.
- Gırtlak ve yemek borusunu bölün. Onları daha düşük bir yöne çekin ve ardından kalp ve akciğer bloğunu çıkarın,% 10 formalin içine yerleştirin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Deneyimlerimize dayanarak, bu modeldeki yeterlilik tipik olarak yaklaşık 2 aylık bir eğitim gerektirir. Yeterlilik sağlandıktan sonra, donör prosedürleri tipik olarak 15 dakika gerektirirken, alıcı prosedürleri yaklaşık 30 dakika gerektirir. Eğitimli bir operatör için beklenen ölüm oranı %0'dır.
Şekil 4A'da bir trakeal allogreft fibroblastik doku ile tam obstrüksiyon gösterir ve epitel hücreleri gözle görülür şekilde tahrip edilir. Tersine, Şekil 4B'de, bir trakeal izogreft patentli kalır ve epitel hücreleri korunur.
Şekil 5 , lenfoid agregatların varlığını gösteren trakeal allogreftin nakledildiği bir akciğeri göstermektedir.
Şekil 1: Murin intrapulmoner trakeal transplantasyon modelinin diyagramı. Bir donör fareden bir trakeal allogreft çıkarılır. Trakeal allogreft bir katetere yüklenir. Trakeal allogreft, bir alıcının akciğerine nakledilir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Ameliyat sırasında alıcının pozisyonu. Fare sağ lateral dekübit pozisyonuna yerleştirilir. Alıcı farenin başı cerrahtan uzağa yönlendirilir ve kuyruk cerraha bakar. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Trakeal yerleştirme için kateter ve trakeal greftin yerleştirme yönünün gösterimi. (A) Trakeal yerleştirme için kateter. Dış kateterin ucu sivri (solda), iç kateterin ucu ise künt (sağda) bulunur. (B) Dış ve iç kateterlerin kombinasyonu. İç kateter dış kateterden hafifçe dışarı çıkar. (C,D) Donör trakeanın katetere yüklenmesi. Kırmızı braket trakeal grefti gösterir. (E) Kateter içindeki trakeal greft. Kırmızı braket trakeal grefti gösterir. (F) İç kateteri "itici" olarak kullanarak iç trakeal greftin ekstrüde edilmesi. Kırmızı braket trakeal grefti gösterir. (G, H) Trakeal greftin yerleştirilmesi için yönün simülasyonu. (I,J) 22 G'lik bir iğne kullanarak yolun oluşturulması. Derinlik, bir trakeal allogreftin uzunluğuyla yakından eşleşmelidir. İğnenin yönü cerrahın karşısında ve masaya paralel olmalıdır. Doğru delinme yeri kırmızı nokta ile gösterilir. Uygun ekleme açısı mavi daire ile gösterilir. Yanlış açılar kırmızı çarpı işaretleriyle gösterilir. (K,L) Plevral enjeksiyon bölgesini bir klipsle kapatmak. Siyah çizgiler klipleri temsil eder. Kırmızı nokta delinme bölgesini temsil eder. Mavi daire, doğru kırpma noktasını gösterir. Kırmızı çarpılar yanlış kırpma noktalarını gösterir. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Akciğer transplantasyonundan 28 gün sonra histopatoloji. (A) H&E (solda) ve Masson'un Trikrom (sağda) trakeal allogreftin boyanmış görüntüleri (Donör: BALB/c, Alıcı: C57BL/6). Allogreftin lümeni, Masson's Trichrome (siyah ok ucu) tarafından maviye boyanmış kollajen ve fibröz doku ile tıkanır. Ek olarak, epitel hücreleri kaybolmuştur (mavi ok uçları). (B) H&E (solda) ve Masson'un Trikrom (sağda) trakeal izogreftin boyanmış görüntüleri. Allogreftin aksine, izogreftin lümeni (Donör, Alıcı: C57BL / 6) açık kalır ve epitel hücreleri korunur. Lekeli doku mukustur. Ölçek çubukları = 500 μm. Kısaltma: H & E = hematoksilen ve eozin. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Nakledilen trakeal allogreft ile akciğerdeki lenfoid agregatlar. (A) İn situ olarak nakledilen trakeal allogreftli bir akciğerin H&E boyalı görüntüsü. Akciğer dokusu içinde lenfoid agregatlar (siyah oklar) gözlenir. Ölçek çubuğu = 500 μm. (B) B hücresi (B220, kırmızı), T hücresi (CD3, yeşil) ve çekirdeklerin (DAPI, mavi) varlığını vurgulayan bir lenfoid agregatın immünofloresan görüntüsü. Ölçek çubuğu = 100 μm. Kısaltmalar: H&E = hematoksilen ve eozin; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenilindol. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Murin IPTT prosedürü kritik adımları içerir. Anestezi ile ilgili olarak, ilk önemli adım endotrakeal entübasyondur. Ses tellerini görselleştirmek ve anında entübasyonu kolaylaştırmak için fareyi bacakları masanın üzerinde olacak şekilde uygun bir yükseklikte tutmak önemlidir. Ek olarak, dikkatli solunum hacmi ve pozitif ekspirasyon sonu basıncı (PEEP) ayarlaması gereklidir. Tipik olarak, 25-30 g ağırlığındaki fareler için 500 μL'lik birsolunum hacmi ve 2 cmH2O'luk bir PEEP yeterlidir. Bununla birlikte, daha büyük alıcı fareler, oksijen eksikliğini gösteren "hıçkırık" atakları yaşayabilir. Bu gibi durumlarda, solunum hacmini, PEEP'i artırmak ve akciğeri işe almak için ekspiratuar tüpü geçici olarak klemplemek gerekebilir. Hıçkırık devam ederse, trakeal tüpün derinliği ayarlanmalıdır. Son olarak, trakeal tüp ekstübasyonunun zamanlaması kritiktir ve yeterli iyileşmeyi sağlamak için alıcının solunum hızının doğrulanması esastır. Bunun yapılmaması ekstübasyon sonrası mortaliteye neden olabilir.
Cerrahi prosedür ile ilgili olarak, nakledilen soluk borusunun uygun şekilde yerleştirilmesi çok önemlidir. Trakeal grefti doğru bir şekilde konumlandırmak için uygun iğne yönünün simüle edilmesi gereklidir (Şekil 3G). Yol çok sığsa, trakeal greft plevraya nüfuz edebilirken, çok derine yerleştirilmesi akciğer damarı delinmesine ve ciddi kanamaya neden olabilir. Diğer bir kritik adım, trakeal allogreftin yerleştirildiği plevral insizyonun paslanmaz çelik bir klipsle güvenli bir şekilde sabitlenerek yerleştirme noktasının doğru bir şekilde kapatılmasının sağlanmasıdır (Şekil 3H). Yetersiz sızdırmazlık, göğsün kapatılmasından sonra potansiyel olarak alıcı mortalitesine neden olarak hava sızıntısına neden olabilir.
IPTT modeli, göreceli basitlik, yüksek tekrarlanabilirlik ve akciğer transplantasyonunda görülene benzer bir immünolojik ortam gibi bazı avantajlar sunarken, bazı sınırlamaları vardır. IPTT modelindeki trakeal allogreftler, OB'nin küçük hava yollarında meydana geldiği klinik durumdan farklıdır. Ayrıca, bu majör doku uyumluluk kompleksi (MHC) uyumsuz IPTT modelinde, trakeal allogreft fibroblastik doku ile tamamen tıkanmıştır, bu da fibroblastik doku tıkanıklığının genellikle kısmi olduğu klinik OAD'nin aksinedir. Bu sorunu çözmek için, BALB / c-C57BL / 6 kombinasyonuna kıyasla daha hafif bir alloimmün yanıt ve daha hafif fibroblastik doku tıkanıklığı ile sonuçlanabileceğinden, IPTT için (amaçlanan çalışmaya bağlı olarak) başka bir suş kombinasyonu (küçük veya farklı majör uyumsuzluk) kullanılabilir. Farklı gerinim kombinasyonlarını inceleyen yayınlanmış herhangi bir çalışmanın farkında değiliz, bu nedenle bu olasılığın ampirik olarak test edilmesi gerekecektir.
Son olarak, HTT ve OTT modellerine benzer şekilde vaskülarize olmayan bir grefttir. Bu sınırlamayı gidermek için ortotopik akciğer transplantasyonundan (OLT) yararlanılabilir14. Bununla birlikte, fare OLT modelinde OAD benzeri patolojinin gelişimi değişken olmuştur 15,16,17. IPTT modelinin OLT'ye kıyasla göreceli basitliği ve tekrarlanabilirliği göz önüne alındığında, nakille ilişkili OAD mekanizmalarını incelemek için makul bir model olmaya devam etmektedir. Sonuç olarak, IPTT modeli, akciğer transplantasyonu sonrası hava yolu obliterasyonunun gelişiminde rol oynayan intrapulmoner immün ve profibrotik yolakların incelenmesi için yararlı bir araştırma modeli olarak hizmet vermektedir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Bu makalenin yazarlarının ifşa edilecek herhangi bir çıkar çatışması yoktur.
Acknowledgments
Yazarlar, bu makaleyi düzenlediği için Jerome Valero'ya teşekkür eder. Şekil 1 ve Şekil 3I,J,L BioRender.com ile oluşturulmuştur.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
