Name: La entrega de los agentes terapéuticos a través de intracerebroventricular (ICV) y la inyección intravenosa (IV) en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-03T12:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 55 s
Description: Aprende las técnicas de inyección intracerebroventricular e intravenosa en ratones neonatos para entregar agentes terapéuticos al sistema nervioso central con precisión y seguridad.

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Los autores desean agradecer a John Marston para el experto la cría de animales y el Dr. Marco A. Passini para la asistencia técnica en las primeras etapas de este proyecto. Este trabajo fue financiado por la beca de los Institutos Nacionales de Salud para la LLC (R01NS41584; R01HD054413).

1. Inyección intracerebroventricular <ol><li> El primer paso es la preparación de las soluciones de inyección de valores, estas soluciones son vector viral, el ADN plásmido, las drogas, y debe ser inyectado bajo condiciones estériles. </li><li> Mezcla de un título deseado de vector viral (total l 5-7) con un 0,05% w / v de azul tripan en PBS durante la visualización del sitio de la inyección. </li><li> Solución de ADN plásmido (5 en total l l) contiene D-(+)-glucosa al 20% (w / v) (1 l), azul de tripano (0,05%) PBS (1 l), el plásmido (~ 5 ~ g / L ~ ) (2 ~ L), y 2,5 kDa homopolímero lineal PEI (150 mm) (1 ~ L). </li><li> Inmovilizar el PND dos recién nacidos a través de la crio-anestesia durante 1-2 minutos. </li><li> La aguja utilizada para la inyección es un micro-litros calibrada micropipeta de vidrio esterilizado que se adjunta a una jeringa de 3 ml 3 ml Hamilton a través de un tubo largo. </li><li> Romper la punta de la aguja (con una espátula) para ajustarse a la penetración de 2 mm en el cráneo. Colocar la aguja en diagonal en el tubo de microcentrífuga que contiene la solución inyectable. Cargue la solución de la inyección en la aguja con cuidado tirando del émbolo de la jeringa. </li><li> Después de la absorción de la solución, desvincular la jeringa de la sonda, tire del émbolo hasta allá y luego se adhieren a la aguja de nuevo. </li><li> Mantenga la aguja en la mano derecha entre el pulgar y los dedos índice y coloque la jeringa entre los dedos medio y anular con el émbolo tocando la palma de la mano derecha. </li><li> Sujete firmemente el ratón inmovilizado por la piel detrás de la cabeza con la mano izquierda y colocar en una luz de fibra óptica para iluminar las estructuras anatómicas relevantes que se pueden utilizar como guía. </li><li> Inserte la aguja de 2 mm de profundidad, perpendicular a la superficie del cráneo, en un lugar de aproximadamente 0,25 mm lateral a la sutura sagital y 0,50-0,75 mm rostral a la sutura coronaria neonatal (Figura 1). A continuación, empuje el émbolo con la palma de la la mano derecha muy despacio y con cuidado. Monitor de ruptura de vasos o hinchazón de la cara. </li><li> Retire la aguja de 15 segundos después de la interrupción del movimiento del émbolo para evitar el reflujo. </li><li> Para recuperar, mantener a los ratones durante 5-10 minutos en un recipiente calentado hasta que el movimiento y la respuesta general es restaurado. </li></ol> 2. La inyección intravenosa a través de la vena temporal / facial <ol><li> La solución a inyectar debe estar preparado y que será completada con el tinte filtra los alimentos verdes en dilución 1:100 y se inyecta bajo condiciones estériles. </li><li> Adjuntar una pequeña de plástico luer hasta el final de una jeringa de vidrio de 100 L Hamilton. Para el luer, conectar un 33 calibre 0,25 pulgadas aguja hipodérmica. Asegúrese de que todas las piezas estén bien conectados. </li><li> Cargue la jeringa con el volumen a inyectar, asegurando que no hay aire en la jeringa como la inyección de aire en el vaso es letal. A menudo es útil para pipeta el volumen que se inyecta a un trozo de parafilm. Esto permite la visualización clara de la absorción de la solución en la jeringa. </li><li> A la vista Transiluminador Wee se utiliza para visualizar fácilmente la vena temporal superficial, o en la vena facial, en el neonato (Figura 2A). Antes de la inyección, seguro del recién nacido a la transiluminador con cinta quirúrgica. Gasa se debe colocar entre el recién nacido y la cinta para evitar que la cinta de dañar la piel del animal. Seguro que el animal el transiluminador de su lado, asegurando que la cinta no impide la respiración. El cuello del recién nacido debe ser agitado giró de forma que la vena facial es fácilmente visible y la nariz debe ser grabada para estabilizar la cabeza. </li><li> Usando una lupa diadema 2,25 X para permitir una mejor visualización, introduzca lentamente la aguja en la vena. La vena es muy superficial por lo que la aguja debe permanecer visible debajo de la piel. </li><li> Poco a poco infundir el volumen de la solución en la vena. El tinte verde permite una fácil visualización de la inyección. </li><li> Espere 15 segundos antes de retirar la aguja, como hay un desfase entre completamente el émbolo de la jeringa y la expulsión de la solución restante debido a la perforación de aguja extremadamente estrecho. </li><li> Después de retirar la aguja, usar una gasa para aplicar presión en el sitio de la inyección hasta que el sangrado se detiene. </li><li> Monitorear el recién nacido en busca de signos de angustia. Después de una inyección adecuada, no angustia manifiesta deben ser observados. El recién nacido debe ser dado a unos 5 minutos para recuperarse antes de que sea devuelto a la jaula. </li><li> Enjuague la unidad de la aguja / jeringa con PBS entre las inyecciones de la sangre en la aguja rápidamente se obstruyen debido al pequeño diámetro. </li></ol> 3. Los resultados representativos: ICV inyección: El cerebro se puede cosechar en el momento de los diferentes puntos después de la inyección y se visualizan para demostrar la técnica de inyección de éxito. Si el medio no se agrega a la solución de inyección, que será difícil para verificar la exactitud de los deproyección. De inyección adecuada de uno de los ventrículos permite la distribución de los azules en el lado de tripan inyecta en el cerebro a unos 10-15 minutos después de la inyección (fig. 1B). Una distribución uniforme de azul tripán en ambos hemisferios cerebrales derecho e izquierdo y bulbos olfatorios será visible aproximadamente 60 minutos después de la inyección (fig. 1C). Esto se debe a la conectividad de los ventrículos cerebrales que permitan la difusión del colorante azul al ventrículo adyacente. Inyecciones de precisión también puede verse por la dispersión del colorante azul en el canal central de la columna rostral aproximadamente dentro de 12 horas después de la inyección (Figura 1D). Inyecciones incorrectas pueden ser distinguidos por la falta de color azul en los hemisferios cerebrales. En este caso, la profundidad de la aguja no fue suficiente y la solución de inyección probablemente ha distribuido bajo la piel. Una posibilidad alternativa es que la aguja penetra demasiado profundamente en el cerebro, lo que pasa más allá del ventrículo y la solución se vacía por debajo de los ventrículos cerebrales. IV de inyección: inyección precisa y eficiente la vena temporal / facial puede ser visualizado inmediatamente después de la inyección. Como la solución se inyecta el tinte verde permite la visualización de la solución que entra y fluye a través de la vena facial (Figura 2A). Además, el color de la piel alterada del ratón se observó después de la inyección. El recién nacido es de color rosado normal se convierte en verde, debido a la presencia del colorante verde en la solución de la inyección (Figura 2B). La medida del cambio de color verde observada en el recién nacido depende de la concentración de colorante utilizado. Para la visualización simple de la inyección y durante un periodo de prácticas, una dilución 1:50 se recomienda. Sin embargo, el tono de la piel dramáticamente alterado con frecuencia resulta en el cachorro de ser rechazado por la madre y por lo tanto, la eliminación del colorante o una concentración significativa reducción se debe considerar en los procedimientos experimentales. Una inyección incorrecta dará lugar a la acumulación de colorante verde debajo de la piel en el sitio de la inyección. Inyección incompleta, lo que ocurre cuando la abertura de la aguja no está completamente insertada en la vena, se ve cuando los flujos de alguna solución en la vena y algunos se acumula bajo la piel. Si esto se detecta, la aguja debe insertarse aún más en el vaso. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Demostración del éxito de las inyecciones de ICV en PDN2 ratones. Un esquema) de los sitios de inyección utilizado en las inyecciones ICV hacia los ventrículos. B) del cerebro de ICV inyecta Cachorro con azul tripán en PBS el ventrículo izquierdo, foto tomada 15 minutos después de la inyección. C ) del cerebro de ICV inyecta Cachorro con azul tripán en PBS en ventrículo izquierdo, foto tomada 60 minutos después de la inyección. D) se muestra el centro del canal espinal rostral de ICV inyecta cachorro con azul tripán en PBS el ventrículo izquierdo, foto tomada 12 horas después de la inyección. <img src="/files/ftp_upload/2968/2968fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Demostración del éxito de inyecciones intravenosas en PDN2 ratones. Esquema A) de la vena facial utilizada para inyecciones intravenosas. B) IV Cachorro inyectó un tinte verde en comparación con PBS sin inyección de la misma camada, foto tomada inmediatamente después de la inyección.

<ol><li>Blanchette, M., Fortin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+in+the+treatment+of+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption in the treatment of brain tumors.</a> Methods Mol. Biol. 686, 447-463 (2011).</li>
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<li>Coady, T. H., Baughan, T. D., Shababi, M., Passini, M. A., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+single+vector+system+that+enhances+trans-splicing+of+SMN2+transcripts%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Development of a single vector system that enhances trans-splicing of SMN2 transcripts.</a> PLoS One. 3, e3468-e3468 (2008).</li>
<li>Dickson, A., Osman, E., Lorson, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Negatively-Acting+Bifunctional+RNA+Increases+Survival+Motor+Neuron+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Negatively-Acting Bifunctional RNA Increases Survival Motor Neuron in vitro and in vivo.</a> Hum. Gene. Ther. 19, 1307-1315 Forthcoming.</li>
<li>Mattis, V. B., Ebert, A. D., Fosso, M. Y., Chang, C. W., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+a+read-through+inducing+compound%2C+TC007%2C+lessens+the+severity+of+a+spinal+muscular+atrophy+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Mol.+Genet%22%5BJournal%5D)">Delivery of a read-through inducing compound, TC007, lessens the severity of a spinal muscular atrophy animal model.</a> Hum. Mol. Genet. 18, 3906-3913 (2009).</li>
<li>Williams, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oligonucleotide-mediated+survival+of+motor+neuron+protein+expression+in+CNS+improves+phenotype+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Oligonucleotide-mediated survival of motor neuron protein expression in CNS improves phenotype in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Neurosci. 29, 7633-7638 (2009).</li>
<li>Passini, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CNS-targeted+gene+therapy+improves+survival+and+motor+function+in+a+mouse+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">CNS-targeted gene therapy improves survival and motor function in a mouse model of spinal muscular atrophy.</a> J. Clin. Invest. 120, 1253-1264 (2010).</li>
<li>Shababi, M., Glascock, J., Lorson, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+SMN+Trans-Splicing+and+a+Neurotrophic+Factor+Increases+the+Life+Span+and+Body+Mass+in+a+Severe+Model+of+Spinal+Muscular+Atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Hum.+Gene.+Ther%22%5BJournal%5D)">Combination of SMN Trans-Splicing and a Neurotrophic Factor Increases the Life Span and Body Mass in a Severe Model of Spinal Muscular Atrophy.</a> Hum. Gene. Ther. 22, 1-10 (2010).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

Investigación utilizando modelos de ratón de la enfermedad a menudo requiere la administración de medicamentos u otras sustancias a los recién nacidos. En este video, se demuestra el paso a paso los procedimientos que participan dos tipos de estrategias de inyección que puede ser utilizada para combatir el SNC: 1) la inyección directa en el sistema nervioso central que utilizan intracerebroventricular (ICV) de la inyección, o 2) la inyección IV dirigidas a la / temporal vena facial. El calendario de estas inyecciones es...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nombre del reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentarios (opcional) </th></tr><tr><td> Verde colorantes en los alimentos </td><td> McCormick </td><td> n / a </td><td> Debe ser filtrada </td></tr><tr><td> Hamilton jeringa de vidrio (100 l) </td><td> Sigma Aldrick </td><td> 20702 </td><td></td></tr><tr><td> Tema LuerMxF White Style Nylon </td><td> Piezas pequeñas, Inc. </td><td> VPLF-LC78-1-25 </td><td></td></tr><tr><td> Finas agujas hipodérmicas calibre </td><td> Corchete </td><td> 7111 </td><td> Tamaño: 33 (SWG) x ¼ &quot;(6,35 mm) </td></tr><tr><td> Transiluminador vista Wee </td><td> Respironics </td><td> 1017920 </td><td></td></tr><tr><td> 2,25 X diadema Lupa </td><td> MagEyes </td><td> Modelo N º 5 </td><td> Seleccione ampliación para adaptarse a las preferencias individuales </td></tr></tbody></table>

la entrega de los agentes terapéuticos a través de intracerebroventricular (icv) y la inyección intravenosa (iv) en ratones

Delivery of Therapeutic Agents Through Intracerebroventricular (ICV) and Intravenous (IV) Injection in Mice

A pesar de la función protectora de la barrera hematoencefálica juega en la protección del cerebro, limita el acceso al sistema nervioso central (SNC) que con mayor frecuencia resulta en el fracaso de la terapéutica potencial diseñado para 1,2 trastornos neurodegenerativos. Enfermedades neurodegenerativas como la atrofia muscular espinal (SMA), en el que las neuronas motoras inferiores se ven afectados, pueden beneficiarse enormemente de la introducción de los agentes terapéuticos en el SNC. El propósito de este video es para demostrar dos paradigmas diferentes de inyección para entregar los materiales terapéuticos en ratones recién nacidos poco después del nacimiento. Uno de estos métodos es la inyección directamente en los ventrículos laterales cerebrales (intracerebroventricular) que se traduce en la entrega de materiales en el sistema nervioso central a través del líquido cefalorraquídeo 3,4. El segundo método es una inyección en la vena temporal (intravenosa) que se pueden introducir diferentes terapias en el sistema circulatorio, dando lugar a la entrega sistémica incluyendo los 5 del SNC. Transducción generalizada del sistema nervioso central que se puede lograr si un vector apropiado viral y el serotipo viral se utiliza. La visualización y la utilización de la vena temporal para la inyección es posible hasta después del día 6. Sin embargo, si el material entregado está destinado a llegar al sistema nervioso central, estas inyecciones debe llevarse a cabo mientras la barrera hematoencefálica es más permeable, debido a su estado de inmadurez, de preferencia antes del día 2 después del parto. La barrera sanguínea del cerebro completamente desarrollado en gran medida limita la eficacia de la administración intravenosa. Ambos sistemas de entrega son simples y efectivas una vez que la capacidad quirúrgica se logra. No requieren ningún dispositivo quirúrgico extenso y se puede realizar por una sola persona. Sin embargo, estas técnicas no es una tarea sencilla. El pequeño tamaño de postnatal día 2 cachorros y las áreas posteriores objetivo pequeñas pueden hacer que las inyecciones difícil de realizar y en un principio difícil de replicar.

Este artículo muestra dos métodos muy diferentes de inyección: 1) en el cerebro (intracerebroventricular) y 2) sistémica (intravenosa) para introducir los agentes terapéuticos en el sistema nervioso central de ratones recién nacidos.

La entrega de los agentes terapéuticos a través de intracerebroventricular (ICV) y la inyección intravenosa (IV) en ratones

A pesar del papel protector que desempeña la barrera hematoencefálica al blindar el cerebro, esta limita el acceso al sistema nervioso central (SNC), el cual la mayoría...

En este video, se demostrarán los métodos de inyección intra ventricular cerebral y por vía intravenosa en ratones neonatos. Para la inyección intra ventricular cerebral, primero se coloca al ratón anestesiado encima de una fuente de luz de fibra óptica para iluminar los senos sagital y transverso. A continuación, se inyecta cuidadosamente el inóculo en un punto lateral a la sutura sagital y rostral a la sutura coronal.Si se realiza correctamente, el inóculo se distribuirá primero en el ventrículo inyectado y eventualmente alcanzará el otro ventrículo para la inyección intravenosa. El ratón se sujeta a un transiluminador de forma que se exponga la vena facial. A continuación, el inóculo se inyecta lentamente directamente en la vena y se distribuye de manera sistémica.Las implicaciones de estas técnicas se extienden hacia la terapia de muchas enfermedades y trastornos porque permiten la colocación óptima de los tratamientos. La técnica ICV proporciona un medio para atravesar la barrera hematoencefálica, mientras que la técnica IV permite la administración terapéutica sistémica. Primero, prepare la solución de inyección en un tubo de microcentrífuga.En este ejemplo, los inóculos contienen triam azul para una mejor visualización del sitio de inyección. Para inyectar ratones, utilice una aguja de micropipeta de vidrio esterilizada y calibrada conectada a una serie de tubos de plástico, cuyo diámetro aumenta gradualmente y termina en una jeringa de plástico de tres mililitros. Con pinzas de extremo plano, rompa la punta de la aguja de vidrio de modo que quede de tres milímetros de longitud.Esto permitirá una penetración de al menos dos milímetros en el cerebro. Cargue cuidadosamente la solución que se va a inyectar en la aguja de micropipeta de vidrio colocándola diagonalmente en el tubo de microcentrífuga y tirando del émbolo de la jeringa. Deje de tirar del émbolo tan pronto como se complete la carga de la aguja.Para evitar contaminar el tubo, retire la jeringa del sistema de tubos conectado al micropipeta de vidrio. Extienda completamente el émbolo y vuelva a colocar firmemente la aguja. Sostenga la aguja de vidrio del micropipeta entre el pulgar y el índice.Coloque la jeringa entre los dedos anular y meñique, con el émbolo tocando la palma de la mano que realiza la inyección, y anestesie criogénicamente al ratón de dos días de edad. Luego, sujete firmemente al ratón anestesiado criogénicamente por la piel en la base de la cabeza y colóquelo sobre una fuente de luz de fibra óptica para iluminar los senos sagital superior y transverso. El sitio de inyección se localiza aproximadamente un cuarto de milímetro lateralmente a cada lado de la confluencia de estos senos, manteniendo la jeringa perpendicular a la superficie del cráneo.Inserte la aguja penetrando dos milímetros de profundidad. Utilizando la palma de la mano que realiza la inyección, empuje lentamente el émbolo hacia abajo para inyectar la solución. Espere 15 segundos antes de retirar la aguja para prevenir el reflujo y observe al ratón en busca de hinchazón craneal o signos de vasos rotos.Una vez que se haya inyectado al ratón, colóquelo en un recipiente precalentado durante cinco a diez minutos para permitir que se recupere. Compare el ratón inyectado con un ratón no inyectado. Diez a quince minutos después de la inyección intracebroventricular del inóculo que contiene azul de triamato.El líquido debería distribuirse en el lado del cerebro inyectado después de 60 minutos debido a la conectividad de los ventrículos cerebrales; debe observarse una distribución uniforme del azul de triam en ambos hemisferios cerebrales y en los bulbos olfatorios. Finalmente, después de 12 horas, el inóculo será visible en el conducto espinal central rostral. Prepare la solución de inyección y agregue colorante alimentario verde en una dilución de uno a 100.Para visualizar la inyección, sujete un pequeño señuelo de plástico al extremo de una jeringa de vidrio Hamilton de 100 microlitros. Coloque en la jeringa una aguja hipodérmica de calibre 33 y 0,25 pulgadas, y asegúrese de que todas las piezas estén firmemente conectadas. Cargue la jeringa con el volumen que se va a inyectar.Asegúrese de eliminar cualquier burbuja de aire del inóculo, ya que inyectar aire por vía intravenosa es letal. Utilice cinta quirúrgica y gasa para sujetar al recién nacido al transiluminador. Primero sujete el antebrazo y el cuerpo al transiluminador y luego fije la cabeza de manera que la vena facial sea visible.Asegúrese de que la cinta esté lo suficientemente suelta como para que el animal aún pueda respirar. Utilizando un magnificador de cabeza 2,25 x para obtener una mejor visualización, inserte lentamente la aguja en la vena. Dado que la vena es superficial, la aguja permanecerá visible bajo la piel.Infunda lentamente el inóculo en la vena. Espere 15 segundos antes de retirar la aguja para permitir que todo el líquido sea expulsado. Una vez retirada la aguja, utilice un trozo de gasa para aplicar presión sobre el sitio de inyección hasta que deje de sangrar.Devuelva el neonato a un lugar cálido y déjelo cinco minutos para que se recupere. Obsérvelo en busca de signos de malestar. Si la inyección se ha realizado correctamente, el animal no debería mostrar signos de incomodidad.Una vez que el ratón se haya recuperado, devuélvalo a su jaula. Si la inyección intravenosa se ha realizado correctamente, el neonato se volverá verde. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo administrar inyecciones ICV e IV en ratones neonatos.Estas técnicas pueden utilizarse como un medio para inyectar el agente terapéutico de su elección.

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Este video muestra la inyección intracerebroventricular mediada por ommaya en un modelo de ratón. El método permite la administración localizada de posibles candidatos a fármacos y evade la barrera hematoencefálica.

Inyección intracerebroventricular en ratón: un método de administración directa de fármacos mediado por ommayas para administrar fármacos a los ventrículos cerebrales del cerebro de ratón

En este video, describimos un método para implantar un catéter en la vena yugular de un modelo de ratón a través del cual se pueden administrar agentes experimentales como medicamentos y colorantes trazadores por vía intravenosa in vivo. Este tipo de disposición, cuando se conecta a otros sistemas, también se puede utilizar para controlar la hemodinámica y la toma de muestras de sangre.

Inyección intravenosa de agentes experimentales basada en catéter: una técnica para administrar agentes experimentales por vía intravenosa a través de la vena yugular en un modelo de ratón

Fuente: Li, D., et al. Inyección intratecal directa de virus adenoasociados recombinantes en ratones adultos. J. Vis. Exp. (2019)Este video muestra el procedimiento para la inyección intratecal de virus adenoasociados (AAV) en el líquido cefalorraquídeo (LCR) de un ratón despierto, que cubre la preparación de la jeringa, la alineación de la columna vertebral y la inserción precisa de la aguja. Este método valida la administración de genes dirigidos, lo que respalda su potencial para las...

Administración intratecal de virus en un modelo de ratón para el tratamiento de enfermedades del sistema nervioso central

Los modelos animales de enfermedad pediátrica pueden experimentar aparición temprana y progresión de la enfermedad agresiva. Clínicamente entrega terapia pertinente a jóvenes modelos de ratón puede ser técnicamente difícil. Este protocolo describe un método de inyección intravenosa no invasivo para ratones recién nacidos dentro de los dos primeros días después del parto de la vida.

Las inyecciones intravenosas en ratones recién nacidos

Aquí, describimos un método simple de inyección intracerebroventricular e intravascular de partículas virales o microperlas fluorescentes en el cerebro de ratón neonatal. El patrón de localización del virus y las nanopartículas podría detectarse mediante evaluación microscópica o mediante hibridación in situ.

Intracerebroventricular y por inyección intravascular de partículas víricas y fluorescentes microperlas en el cerebro neonatal

Se ha notificado un método para la entrega de células madre neurales, adaptable para inyectar soluciones o suspensiones, a través de la arteria carótida común (ratón) o la arteria carótida externa (rata) después de un accidente cerebrovascular isquémico. Las células inyectadas se distribuyen ampliamente por todo el parénquima cerebral y se pueden detectar hasta 30 d después del parto.

Entrega intra-arterial de células madre neuronales a la rata y el cerebro del ratón: aplicación a la isquemia cerebral

En este trabajo se describe un método sencillo y rápido para realizar inyecciones intracerebroventriculares en ratones mediante un abordaje a mano alzada (es decir, sin dispositivo estereotáxico).

Inyecciones intracerebroventriculares a mano alzada en ratones

El presente protocolo describe las instrucciones paso a paso para realizar inyecciones intratecales en ratones neonatos para la edición de genes y la administración de fármacos.

Inyección intratecal de ratón recién nacido para la edición del genoma y la administración de fármacos

La reparación de la arteria intracarótida en un modelo de ratón después de la inyección devuelve el flujo sanguíneo a la arteria sin afectar negativamente la distribución del material inyectado. La reparación en el lugar de la inyección facilita las inyecciones posteriores a través de la misma arteria y previene la isquemia cerebral en cepas de ratón que carecen de un Círculo de Willis completo.

Facilitación de la repetición de inyecciones intracarotídeas en modelos de ratón mediante una novedosa técnica de reparación en el lugar de la inyección

Una inyección intratecal lumbar representa una vía de administración traslacionalmente relevante para administrar terapia génica al sistema nervioso central. Este protocolo estandarizado integral para inyecciones intratecales lumbares en ratones y ratas neonatales, juveniles y adultos tiene como objetivo guiar a los investigadores en la adopción de esta técnica para estudios preclínicos de terapia génica.

Inyección intratecal lumbar de vectores de terapia génica para el sistema nervioso central dirigida en ratones y ratas

Aprende las técnicas de inyección intracerebroventricular e intravenosa en ratones neonatos para entregar agentes terapéuticos al sistema nervioso central con precisión y seguridad.

La entrega de los agentes terapéuticos a través de intracerebroventricular (ICV) y la inyección intravenosa (IV) en ratones

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