Name: Invierta genética Enfoque Morpholino Usando ventricular cardíaca inyección para transfectar múltiples tejidos difíciles de conectar por objetivo en el pez cebra Larva (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 22 s
Description: Aprenda a realizar inyecciones intraventriculares de morfolinos en larvas de pez cebra para evaluar la función génica durante la regeneración tisular. Este método permite el silenciamiento de genes en tejidos difíciles de alcanzar directamente.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo fue apoyado por la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), queremos agradecer Ayele Tsedeke Taddese para soporte técnico.

1. Preparación de las agujas de vidrio (Figura 1) <ol><li> Utilice capilares de vidrio con un diámetro de 0,75 mm para preparar agujas de inyección (Figura 1A). </li><li> Coloque el capilar de vidrio en un extractor de aguja y tire de la aguja con el siguiente parámetro: valor del ciclo de calentamiento: 463; tirando de valor del ciclo: 230; velocidad: 150 mseg; tiempo: 150 ms (Figura 1B). </li><li> Romper el capilar de vidrio tirado con pinzas de relojero para producir una aguja de 20 m de diámetro bajo un estereoscopio con un ocular micrométrico. </li><li> Utilice un torno con una rueca de goma mojada para afilar la aguja y producir unas 20 micras de bisel (figuras 1C y 1D). Nota: agudo, agujas biseladas mejorar la facilidad de inserción en el ventrículo y por lo tanto minimizar el daño al tejido y permitir que el músculo perforada para volver a sellar después de la retirada de la aguja (figuras 1E-G). </li></ol> 2. Preparación de la Solución Morpholino <ol><li> Preparar la población de morfolino disolviendo el morfolino liofilizado en 1x solución salina tamponada con fosfato (PBS) a una concentración final de 7,5 mM. [Vea las instrucciones del fabricante para obtener más información (tabla Materiales)]. </li><li> Preparar la solución de inyección morfolino mezclando disolución 2,5 l morfolino acciones (7,5 mM) con 2,8 l solución Endo-Porter de valores (1 mM) (Ver tabla Materiales) para obtener una concentración final de 3,5 mM morfolino y 0,5 mM Endo-Porter. </li></ol> 3. Preparación de la inyección de morfolino (Figura 2) <ol><li> Cargue la aguja de vidrio biselado con 5 l de esta solución utilizando una micropipeta con una punta de pipeta microloader 10 l. </li><li> Insertar la aguja de vidrio en el soporte de la aguja de la micromanipulador conectada a la bomba neumática Pico (Figuras 2A-C). </li><li> Coloque el soporte de la aguja al lado del microscopio, de manera que sólo las necesidades de la agujapara moverse en una dirección plana para insertarla en el ventrículo cardíaco de la larva (Figura 2A). </li><li> Ajuste el ángulo de la inyección en los alrededores de 45 °. </li><li> Establezca los valores microinyector como sigue: presión de mantenimiento: 20 libras por pulgada cuadrada (psi); presión de expulsión: 15 psi; Alcance de 100 ms de gating, valor del periodo de 1,9 (corresponde a 10,9 ms). </li><li> Derretir de agarosa en 1x PBS utilizando un horno de microondas estándar para producir 20 ml de un 1,5% (w / v) en gel. Verter en gel fundida en un plato de Petri de 10 cm. Coloque una forma de inyección ranurado en la agarosa caliente para que una vez endurecido, la agarosa tendrá surcos en los que la larva sedado se colocará 11 (Figuras 2D y 2E). </li></ol> 4. Inyecciones (Figura 3) <ol><li> Anestesie larva en 100 ml de agua del acuario con 20 mg / L tricaína (sulfonato L-etil-m-amino-benzoato-metano) hasta que dejan de responder al tacto. </li><li> Utilice una Pasteur pipetee plásticoe para transferir cuidadosamente la larva sedado en una ranura del molde de agarosa húmeda de modo que el lado ventral se enfrenta contra la pared de agarosa vertical de la ranura (Figura 3A). </li><li> Coloque la placa de agarosa bajo el microscopio estereoscópico para que el ventrículo está de espaldas a la aguja de inyección (Figura 3A). </li><li> Baje la aguja para insertarla en el ventrículo del corazón. Inserte la aguja sólo 1-2 micras en el ventrículo teniendo cuidado de no insertar la aguja profundamente (Figuras 3B y 3C). </li><li> Una vez que se inserta la aguja, se inyecta la solución morfolino al ventrículo con 4-6 pulsos, cada entrega de 3 nl de la solución, con intervalos de espera para permitir la limpieza del corazón (Figuras 3D y 3E). </li><li> Después de la inyección, retire la aguja (paralelo al plano de la inserción) y, a continuación transferir cuidadosamente la larva usando una pipeta Pasteur de plástico llena de E3 medio BACk en una placa de Petri que contiene medio de E3 fresco. </li><li> Coloque la aguja en una placa de Petri que contiene PBS 1x para evitar el secado de la aguja cuando la transferencia de la larva inyectado. </li><li> Repita los pasos 4.1 a 4.6 de cada 12 a 24 horas durante la duración del experimento. Nota: La repetición de las inyecciones asegura la absorción y el mantenimiento de la morfolino en las células. </li></ol> 5. Los análisis de las inyecciones (Figura 4) <ol><li> Anestesiar los peces en 100 ml de agua del acuario con 20 mg / L tricaína hasta que dejan de responder al tacto. </li><li> Coloque la larva lateralmente en un piso mojado 1,5% (w / v) de agarosa placa de cubierta con medio E3. </li><li> Larvas de imagen usando un microscopio estereoscópico con campo claro y fluorescencia de imagen. Nota: Como las larvas son transparentes, la fluoresceína morfolino-etiquetado debe ser visible como verde fluorescente en los vasos sanguíneos en todo el animal directamente después de la inyección. Esta fluorescencia se dispersará más en los tejidos vascularizados por15 min (Figuras 4A-4C). </li></ol> 6. Evaluación de Regenerativa excrecencia <ol><li> Evaluar las imágenes capturadas utilizando Fiji Image J software libre (http://fiji.sc/Fiji). Para la investigación de la regeneración, utilice la herramienta de línea de trazado para determinar la cantidad de crecimiento regenerativo que se ha producido en el control y la larva morpholino inyectado. </li><li> Para calibrar las imágenes, abrir uno de los archivos de imagen originales en Fiji por arrastrar y soltar el archivo en la ventana principal de Fiji. </li><li> Para definir la escala para todas las siguientes imágenes, vaya a &quot;Analizar&quot; en el menú principal. </li><li> En el menú desplegable, haga clic en &quot;escala Ajuste&quot;. </li><li> En esta ventana, active la opción &quot;Global&quot; haciendo clic en la casilla de verificación. </li><li> Ahora abra la imagen para medir la cantidad de crecimiento regenerativo de nuevo por arrastrar y soltar (véase el paso 6.1). </li><li> Elija la herramienta &quot;selecciones a mano alzada&quot; en la barra de herramientas. </li><li> Rodear el área a ser medido (Figuras 4J-4L). </li><li> Presione Ctrl + M. Esto abrirá una nueva ventana &quot;Resultados&quot; muestra el valor del área cercada en píxeles cuadrados. </li></ol>

<ol><li>Gemberlin, M., Bailey, T. J., Hyde, D. R., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+zebrafish+as+a+model+for+complex+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Genetics%22%5BJournal%5D)">The zebrafish as a model for complex tissue regeneration.</a> Trends in Genetics. 29, 611-620 (2013).</li>
<li>Suster, M. L., Abe, G., Schouw, A., Kawakami, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transposon-mediated+BAC+transgenesis+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Transposon-mediated BAC transgenesis in zebrafish.</a> Nature Protocols. 6, 2011 (1998).</li>
<li>Skromne, I., Prince, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+perspectives+in+zebrafish+reverse+genetics%3A+moving+forward%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Current perspectives in zebrafish reverse genetics: moving forward.</a> Developmental Dynamics. 237, 861-882 (2008).</li>
<li>Zu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TALEN-mediated+precise+genome+modification+by+homologous+recombination+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">TALEN-mediated precise genome modification by homologous recombination in zebrafish.</a> Nature Protocols. 10, 329-332 (2013).</li>
<li>Bedell, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+genome+editing+using+a+high-efficiency+TALEN+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">In vivo genome editing using a high-efficiency TALEN system.</a> Nature. 491, 114-118 (2012).</li>
<li>Kizil, C., IItzsche, A., Kaslin, J., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micromanipulation+of+gene+expression+in+the+adult+zebrafish+brain+using+cerebroventricular+microinjection+of+morpholino+oligonucleotides%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Micromanipulation of gene expression in the adult zebrafish brain using cerebroventricular microinjection of morpholino oligonucleotides.</a> J Vis Exp. , (2013).</li>
<li>Hyde, D., Godwin, A., Thummel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electroporation+of+morpholinos+into+the+regenerating+adult+zebrafish+tail+fin%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo electroporation of morpholinos into the regenerating adult zebrafish tail fin.</a> J Vis Exp. , (2012).</li>
<li>Thummel, R., Bailey, T., Hyde, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electroporation+of+morpholinos+into+the+adult+zebrafish+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo electroporation of morpholinos into the adult zebrafish retina.</a> J Vis Exp. , (2011).</li>
<li>Rieger, S., Kulkarni, R. P., Darcy, D., Fraser, S. E., Köster, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantum+dots+are+powerful+multipurose+vital+labeling+agents+in+zebrafish+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Quantum dots are powerful multipurose vital labeling agents in zebrafish embryos.</a> Developmental Dynamics. 234, 670-681 (2005).</li>
<li>Madhavan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+Pax-6+in+lens+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+U%22%5BJournal%5D)">The role of Pax-6 in lens regeneration.</a> Proceedings of the National Academy of Science U. 103, 14848-14853 (2006).</li>
<li>Gilmour, D. T., Jessen, J. R., Lin, S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGilmour%2C+DT+%22Zebrafish%3A+a+practical+approach%22">Zebrafish: a practical approach</a>. 261, University Press. Oxford. 121-143 (2000).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nature Methods. 9, 676-682 (2012).</li>
<li>Eisen, J. S., Smith, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlling+morpholino+experiments%3A+don%27t+stop+making+antisense%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Controlling morpholino experiments: don't stop making antisense.</a> Development. 135, 1735-1743 (2008).</li>
<li>Bill, B. R., Petzold, A. M., Clark, K. J., Schimmenti, L. A., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+primer+for+morpholino+use+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A primer for morpholino use in zebrafish.</a> Zebrafish. 6, 69-77 (2009).</li>
<li>Hyatt, T. M., Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vectors+and+techniques+for+ectopic+gene+expression+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Vectors and techniques for ectopic gene expression in zebrafish.</a> Methods Cell Biol. 59, 117-126 (1999).</li>
<li>Hans, S., Kaslin, J., Freudenreich, D., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporally+controlled+site-specific+recombination+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Temporally controlled site-specific recombination in zebrafish.</a> PLoS One. 4, (2009).</li>
<li>Lee, Y., Grill, S., Sanchez, A., Murphy-Ryan, M., Poss, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fgf+signaling+instructs+position-dependent+growth+rate+during+zebrafish+fin+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Fgf signaling instructs position-dependent growth rate during zebrafish fin regeneration.</a> Development. 132, 5173-5183 (2005).</li>
<li>Liu, S., D, L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+models+for+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Re.+Pathol.+Mech.+Dis%22%5BJournal%5D)">Zebrafish models for cancer.</a> Annu. Re. Pathol. Mech. Dis. 6, 71-93 (2011).</li>
<li>Stoick-Cooper, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+Wnt+signaling+pathways+have+opposing+roles+in+appendage+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Distinct Wnt signaling pathways have opposing roles in appendage regeneration.</a> Development. 134, 479-489 (2007).</li>
<li>Shen, S. P., Aleksic, J., Russell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identifying+targets+of+the+Sox+domain+proteins+Dichaete+in+the+Drosophila+CNS+via+targeted+expression+of+dominant+negative+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Identifying targets of the Sox domain proteins Dichaete in the Drosophila CNS via targeted expression of dominant negative proteins.</a> BMC Dev. Biol. 13, (2013).</li>
<li>McNeish, J. D., Scott, W. J., Potter Jr, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Legless%2C+a+novel+mutation+found+in+PHT1-1+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Legless, a novel mutation found in PHT1-1 transgenic mice.</a> Science. 241, 837-839 (1988).</li>
<li>Covarrubias, L., Nishida, Y., Terao, M., D'Eustachio, P., Mintz, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+DNA+rearrangements+and+early+developmental+arrest+caused+by+DNA+insertion+in+transgenic+mouse+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cell.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cellular DNA rearrangements and early developmental arrest caused by DNA insertion in transgenic mouse embryos.</a> Mol. Cell. Biol. 7, 2243-2247 (1987).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La inyección intraventricular proporciona un método de evaluación rápida y fiable para probar la función de genes en las etapas posteriores del desarrollo o de la homeostasis del cuerpo sin afectar a la función del gen durante la embriogénesis. Para asegurar el éxito de esta técnica, uno debe ser consciente de los cuatro puntos críticos: 1) Tamaño de la aguja, 2) la desecación de la aguja, 3) reducir al mínimo el volumen, y 4) el tiempo mínimo de exposición en la solución de la sedación. Agujas que son demasiado pequeño...

La regeneración de órganos y apéndices es de fundamental importancia para la supervivencia y la aptitud; sin embargo, varios vertebrados, incluido el hombre han limitado las capacidades regenerativas. Aunque existen varios modelos animales que tienen una amplia capacidad de regeneración, las técnicas de genética inversa para evaluar la función de genes durante la regeneración de órganos y apéndices siguen siendo muy limitada o inexistente. Por lo tanto, se necesitan nuevos enfoques para diseccionar la biología molecular de la regeneración en estos organismos modelo. El pez cebra es un modelo bien establecido para la comprensión de la biología celular y molecular de la regeneración de órganos y apéndice 1, no sólo debido a su capacidad significativa para regenerar múltiples órganos, tejidos y apéndices, sino también porque existen varias líneas de peces transgénicos para rastrear las células y para sobreexpresar genes construye 2, 3. Sin embargo, la inhibición de genes en larvas de pez cebra se limita principalmente a la overexpression de las construcciones dominantes negativos, que no están disponibles para todos los genes de interés o cuyo producto transgénico puede adquirir con ganancia de función de los efectos que no reflejan la actividad endógena del gen. Por lo tanto, se necesita un método alternativo para eliminar específicamente la expresión de genes por knockout o knockdown para superar estos problemas. Específica la orientación de genes usando TALENS existe como un medio de genética inversa para octavos de final la función de genes; Sin embargo, esta estrategia eliminatoria es muy limitado con frecuencia a evaluaciones funcionales durante la embriogénesis temprana, porque los requisitos iniciales del gen impiden la progresión del desarrollo embrionario. Por lo tanto, el estudio de los fenómenos posteriores como la regeneración o la homeostasis de órganos después de desarrollo utilizando TALENS está impedido 4, 5. Por lo tanto, se necesita una estrategia alternativa de eliminación de genes que se dirige a la función de genes después del desarrollo temprano para evaluar los requisitos de genes en los órganos y estructuras completamente formados. </p&gt; Morfolino inyección se ha demostrado ser eficaz en la orientación de los genes en un par de órganos de adultos y el adulto regeneración de aleta 6-8, pero estos métodos requieren la electroporación y muchos órganos internos son difíciles de electroporar ya sea debido a su ubicación o debido a su sensibilidad a eléctrica interrupción. Por otra parte, algunos tejidos de la larva son difíciles de inyectar directamente, ya que la inyección directa puede alterar su integridad estructural o porque su tamaño es limitante. La aleta caudal de la larva es un tal estructura, debido a la inyección directa en el pliegue de la aleta no es posible. Por lo tanto, se necesita una alternativa a la electroporación y la inyección directa de los genes objetivo en los tejidos que son demasiado pequeña para inyectar o no puede ser a electroporación. Con el fin de dirigir e inhibir la función de genes específicos durante la regeneración de la aleta caudal de larvas, hemos modificado tecnologías de morfolino existentes permitiendo que el unVALUACIÓN de la función génica durante la regeneración de la aleta caudal en larva-etapas finales. Este método emplea la entrega intraventricular 9 de morfolinos fluoresceína etiquetado junto con Endo-Porter transfección reactivo 10. Una vez en el ventrículo, la mezcla morfolino-Endo-Porter se propaga rápidamente a través de la larva a través de la vasculatura y entra en los tejidos que han sido previamente imposible para apuntar. Este método de inyección puede ser modificado para los genes objetivo en tejidos específicos y muy posiblemente puede ser aplicado en otros modelos animales que actualmente carecen de métodos de genética inversa para inhibir la función del gen. Así, se ofrece un método rápido y fácil con el potencial de uso de gama amplia para estudiar de inmediato la función de genes durante la homeostasis de órganos en general y la regeneración en las etapas larvales.

<table><tbody><tr><td>Morfolino con 3&agudo; etiqueta de fluoresceína</td><td>Gene Tools Inc.</td><td>Personalizado Más</td><td>información en www.gene-tools.com</td></tr><tr><td>Endo-Porter</td><td>Gene Tools Inc.</td><td></td><td>Más información en www.gene-tools.com</td></tr><tr><td>Agarosa</td><td>Serva</td><td>120623</td><td>Para verter placas para colocar el pescado durante las inyecciones y la obtención de imágenes</td></tr><tr><td>Tricaína (L-Etil-m-amino-benzato-metano sulfonato)</td><td>Applichem</td><td></td><td>Para anestesia</td></tr><tr><td>Medio E3 (5 mM NaCl; 0,17 mM KCl; 0,33 mM CaCl2; 0,33 mM MgSO4)</td><td></td><td></td><td>Para la cría de larvas</td></tr><tr><td>Placas de Petri</td><td>Sarstedt</td><td>821.472</td><td>Para colocar el pescado durante las inyecciones y la obtención de imágenes</td></tr><tr><td>Capilares de vidrio de pared delgada</td><td>World Precision Instruments, Inc.</td><td>TW100F-3</td><td>Para la preparación de agujas de inyección Puntas</td>de</tr><tr><td>pipeta con microcargador</td><td>Eppendorf</td><td>5.242.956.003</td><td>Para cargar la aguja</td></tr><tr><td>Pipetas Pasteur (3 ml/1 ml)</td><td>Marca</td><td>747760/ 74775</td><td>Para la transferencia de larvas</td></tr><tr><td>Tirador de agujas Flaming/Brown</td><td>Sutter</td><td></td><td>Más información en www.sutter.com</td></tr><tr><td>Relojero (Dumont) Pinzas (tamaño 5)</td><td>World Precision Instrumentos, Inc.</td><td>501985</td><td>Para frenar la aguja antes de afilar</td></tr><tr><td>Microscopio de disección</td><td>Olympus, Leica, Zeiss</td><td>Varía según el fabricante</td><td>Parte de toda la configuración de la inyección</td></tr><tr><td>Cámara de fluorescencia</td><td>Olympus, Leica, Zeiss</td><td>Varía según el fabricante</td><td>Para obtener imágenes de la fluorescencia después de la inyección</td></tr><tr><td>Kit PicoNozzle (soporte para microinyectores)</td><td>World Precision Instruments</td><td>5430-12</td><td>Para microinyecciones</td></tr><tr><td>neumática PicoPump (microinyector)</td><td>World Precision Instruments</td><td>SYS-PV820</td><td>Para microinyecciones</td></tr></tbody></table>

invierta genética enfoque morpholino usando ventricular cardíaca inyección para transfectar múltiples tejidos difíciles de conectar por objetivo en el pez cebra larva

Reverse Genetic Morpholino Approach Using Cardiac Ventricular Injection to Transfect Multiple Difficult-to-target Tissues in the Zebrafish Larva

El pez cebra es un modelo importante para comprender la biología celular y molecular de la regeneración de órganos y apéndice. Sin embargo, las estrategias moleculares para emplear genética inversa todavía no se han desarrollado adecuadamente para evaluar la función del gen en la regeneración o la homeostasis del tejido durante las etapas de larvas de pez cebra después de la embriogénesis, y varios tejidos dentro de la larva de pez cebra son difíciles de orientar. Inyecciones intraventriculares de morfolinos de genes específicos ofrecen un método alternativo para la incapacidad actual para apuntar genómicamente genes de pez cebra de una manera controlada temporalmente en estas etapas. Este método permite la dispersión completa y la posterior incorporación de la morfolino en varios tejidos de todo el cuerpo, incluyendo estructuras que antes eran imposibles de alcanzar, tales como los de la aleta caudal de larvas, una estructura a menudo utilizado para investigar de forma no invasiva la regeneración de tejidos. Varios genes activados durante la regeneración pliegue de la aleta larval también se Present en la regeneración de tejidos de vertebrados adultos, por lo que la larva es un modelo útil para entender la regeneración en adultos. Este método de dispersión morfolino permite la identificación rápida y fácil de los genes necesarios para la regeneración de los tejidos de las larvas, así como otros fenómenos fisiológicos que regulan la homeostasis del tejido después de la embriogénesis. Por lo tanto, este método de entrega proporciona una estrategia necesaria en la actualidad para el control temporal de la evaluación de la función de genes después de la embriogénesis.

La aguja de inyección agudo, biselado se coloca fácilmente en el ventrículo cardíaco de la larva de pez cebra cuando se acercó dorsalmente (Figura 3A). El corazón continúa bombeando y se mantiene el flujo de sangre a pesar de la presencia de la aguja (Figuras 3B y 3C). Inyecciones de cuidado no alteran la morfología del ventrículo o contracciones cardíacas (Figura 3D) a pesar de la inyección de la morfolino en el corazón (Figura 3E). </...

Un método de genética inversa adaptable para el pez cebra para evaluar la función de genes durante las etapas posteriores del desarrollo y la homeostasis fisiológica, tales como la regeneración de tejidos usando inyecciones intraventriculares de morfolinos de genes específicos.

Invierta genética Enfoque Morpholino Usando ventricular cardíaca inyección para transfectar múltiples tejidos difíciles de conectar por objetivo en el pez cebra Larva

The zebrafish is an important model to understand the cell and molecular biology of organ and appendage regeneration. However, molecular strategies to ...

El objetivo general de este procedimiento es administrar oligonucleótidos morfolinos mediante inyecciones ventriculares en larvas, aletas caudales, e inhibir genes para evaluar su función durante la regeneración. Esto se logra primero anestesiando la larva y colocándola en una ranura del molde de aros. A continuación, se inserta la aguja de inyección en el ventrículo cardíaco.Luego, la solución de morfo se inyecta de cuatro a seis veces en el ventrículo con intervalos ponderados entre los pulsos para permitir la limpieza del corazón. Finalmente, se amputa la aleta caudal y se permite su regeneración durante tres días. En última instancia, el efecto sobre la regeneración de la aleta puede evaluarse midiendo el área regenerada de la aleta mediante la herramienta de trazado de líneas del software de código abierto Fiji ImageJ.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la transgénesis o la mutagénesis es que permite el silenciamiento génico mediante minos en tejidos larvales que no son adecuados para inyecciones directas. Utilizando capilares de vidrio con un diámetro de 0,75 milímetros, coloque uno en un extractor de agujas y estire la aguja con los siguientes parámetros; con pinzas de relojero y bajo un estereoscopio equipado con un ocular micrométrico, rompa el capilar estirado para producir una aguja con un diámetro de 20 micrómetros. Luego, use un torno con una rueda giratoria de goma adherida para afilar la aguja y obtener un bisel de 20 micrómetros. Prepare el stock de morfo disolviendo el morfo liofilizado en un XPBS hasta una concentración final de 7,5 milimolar.Mezcle la solución de inyección de Morpho combinando 2,5 microlitros de la solución stock de Morpho con 2,8 microlitros de la solución stock de endo Porter de un milimolar para obtener una concentración final de 3,5 milimolar de morph y 0,5 milimolar de endo porter para realizar las inyecciones. Utilice una micropipeta con una punta de 10 microlitros para cargar la aguja de vidrio biselada con cinco microlitros de la solución de Morpho. A continuación, inserte la aguja de vidrio en el portaagujas del micromanipulador conectado a la bomba neumática de pico.Ajuste el ángulo de las inyecciones a aproximadamente 45 grados para que la aguja solo necesite moverse en una dirección planar. A continuación, configure los valores del microinyector de la siguiente manera: una presión de retención de 20 libras por pulgada cuadrada o PSI, una presión de expulsión de 15 PSIA, un rango de compuerta de 100 milisegundos y un valor de período de 1,9, lo que corresponde a 10,9 milisegundos. Prepare 20 mililitros de agar al 1,5 % fundido en una XPBS y viértalos en una placa de Petri de 10 centímetros.Luego, coloque un molde de inyección acanalado en los aros tibios para formar surcos en el gel endurecido y anestesiar las larvas. Colóquelas en 100 mililitros de agua de acuario con 20 miligramos por litro de trican. Después de que dejen de responder al tacto, utilice una pipeta pasteur de plástico para transferir cuidadosamente la larva a un surco del molde de aros húmedo, de modo que el lado ventral quede orientado hacia la pared vertical del surco de los aros.Coloque la placa con el aros bajo el microscopio estereoscópico de manera que el ventrículo quede orientado en dirección opuesta a la aguja de inyección. A continuación, baje la aguja e insértela aproximadamente uno a dos micrómetros dentro del ventrículo cardíaco, teniendo cuidado de no insertarla demasiado profundamente.Luego, inyecte un impulso de tres nanolitros de solución Morpho en el ventrículo y espere para permitir la limpieza del corazón antes de repetir con cinco impulsos más tras la inyección; retire la aguja y colóquela en una placa de Petri que contenga un XPBS para evitar que se seque. A continuación, utilizando una pipeta de transferencia llena de medio E tres, transfiera cuidadosamente las larvas de vuelta a una placa de Petri que contenga medio E tres fresco para asegurar la absorción y el mantenimiento del morpholino en las células. Repita las inyecciones cada 12 a 24 horas durante toda la duración del experimento para evaluar los efectos de las inyecciones.Después de anestesiar los peces, colóquelos sobre una placa plana y húmeda de aros cubierta con medio E tres antes de usar un microscopio estéreo con campo brillante y fluorescencia para obtener imágenes de ellos. Analice las imágenes en busca de regeneración utilizando el software gratuito Fiji Image J, empleando la herramienta de trazado de líneas para determinar la cantidad de crecimiento regenerativo que ha ocurrido. Primero, calibre las imágenes arrastrando y soltando un archivo en la ventana principal de Fiji en el menú principal.Establezca la escala para todas las imágenes haciendo clic en analizar en el menú desplegable. Haga clic en establecer escala, luego active la opción global marcando la casilla de verificación. Ahora arrastre y suelte la imagen nuevamente para medir la cantidad de crecimiento regenerativo en la barra de herramientas.Seleccione la herramienta de selección manual y rodee el área que se desea medir. Finalmente, presione Ctrl M. Esto abrirá una nueva ventana de resultados que muestra el valor del área delimitada en píxeles cuadrados. Como se observa aquí, minutos después de la inyección, la solución de morpho endo porter se distribuye a través de la vasculatura hacia diferentes tejidos, como el pliegue de la aleta y el cerebro, durante al menos 12 horas o más.Para evaluar la regeneración de las estructuras distales de la aleta larval, se eliminaron los siguientes componentes: la punta distal del pliegue de la aleta y la médula espinal, la región distal sin médula, el músculo distal del tronco, que no es visible aquí, y las células pigmentarias, que son difíciles de dirigir mediante inyección directa, pero que parecen incorporar el morfolino tras inyecciones ventriculares seriadas. Por lo tanto, este método promueve relativamente con facilidad la administración del morfolino a tejidos difíciles de dirigir individualmente, y permite evaluar la función génica en varios tejidos de la aleta en regeneración simultáneamente. Para analizar la importancia de genes específicos implicados en la regeneración, la aleta larval se amputa parcialmente, y se resecan todos los tejidos que han incorporado el morfolino.El pliegue de la aleta larval regenera su estructura en unos pocos días posteriores a la amputación, como se ha demostrado. Aquí, el morfolino dirige genes necesarios para la regeneración, alterando la respuesta regenerativa en comparación con controles no inyectados y controles de morfolino con secuencia desemparejada. Tras su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo de la regeneración exploraran los mecanismos moleculares implicados en la regeneración de la aleta del pez cebra.

reverse-genetic-morpholino-approach-using-cardiac-ventricular

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Microinyección es un método bien establecido y eficaz para la introducción de sustancias extrañas en embriones de pez cebra fecundado. Este sentido, demuestran una sólida técnica de microinyección para la realización de la sobreexpresión de ARNm, y morpholino oligonucleótidos estudios caída de genes en el pez cebra.

Microinyección de ARNm y oligonucleótidos antisentido Morpholino en embriones de pez cebra.

Función de los genes puede ser oscurecida en los experimentos de la pérdida de función de si hay una compensación por otro gen. El modelo de pez cebra ofrece un relativamente alto rendimiento medio para revelar la redundancia funcional como en embriones vivos.

Un enfoque de genética inversa para probar la redundancia funcional durante la embriogénesis

Un método para derribar condicionalmente la expresión de una proteína de destino en la retina del pez cebra adulto se describe, lo que implica la inyección intravítrea morfolinos antisentido y electroporating ellos en la retina. La proteína resultante es derribado por varios días, lo que permite realizar pruebas de función de la proteína en la regeneración o la retina intacta.

En electroporación in vivo de Morpholinos en la retina de pez cebra adultos

El protocolo describe la eliminación dirigida de la expresión génica en el pez cebra mediante la inyección de morfolino en la cola.

Inyección de morfolino: un método para eliminar la expresión génica objetivo para estudiar la función en el pez cebra

A continuación, presentamos un enfoque sistemático para desarrollar fisiológicamente relevante, sensible y...

En Vivo Modelado del Genoma Humano Morbid usando Danio rerio

En este artículo se demuestra un método para la manipulación de la expresión génica en las células ventriculares del telencéfalo adultos de pez cebra utilizando oligonucleótidos antisentido morpholino. Se presenta este método como un protocolo eficiente y rápida que puede ser utilizado para los estudios funcionales en el cerebro de los vertebrados adultos.

Micromanipulación de la expresión génica en el cerebro de pez cebra adulto Uso Microinyección cerebroventricular de oligonucleótidos Morpholino

el seguimiento en directo de la retina progenitores WT individuales en los antecedentes genéticos distintos permite la evaluación de la contribución de la señalización no autónomo celular durante la neurogénesis. Aquí, una combinación de gen desmontables, la generación de quimera a través de la transferencia de embriones y la imagen de lapso de tiempo confocal in vivo se utilizó para este propósito.

En vivo de imágenes de transgénicos de la Expresión Génica en el Estimado de retina progenitores en embriones de pez cebra quiméricos para estudiar celulares Influencias no autónomos

Este trabajo describe un protocolo para el sistema modular de transgénesis Tol2, un método de clonación basado en pasarela para crear e inyectar construcciones transgénicas en embriones de pez cebra.

El sistema Zebrafish Tol2: un enfoque de transgénesis modular y flexible basado en pasarelas

Después de la formación del tubo neural, el neuroepitelio se contrae y se dobla mientras que el tubo se llena de líquido cefalorraquídeo embrionarias (ECSF) para formar los ventrículos del cerebro embrionario. Hemos desarrollado esta técnica de inyección del ventrículo para visualizar mejor el espacio lleno de líquido, en contraste con la forma neuroepitelial en un embrión vivo.

Cerebro del pez cebra ventrículo inyección

Aquí te mostramos cómo hacer retro-orbital de la inyección en adultos de pez cebra.

Retro-orbital de inyección en adultos de pez cebra

Aprenda a realizar inyecciones intraventriculares de morfolinos en larvas de pez cebra para evaluar la función génica durante la regeneración tisular. Este método permite el silenciamiento de genes en tejidos difíciles de alcanzar directamente.

Invierta genética Enfoque Morpholino Usando ventricular cardíaca inyección para transfectar múltiples tejidos difíciles de conectar por objetivo en el pez cebra Larva (Video) | JoVE Journal

Invierta genética Enfoque Morpholino Usando ventricular cardíaca inyección para transfectar múltiples tejidos difíciles de conectar por objetivo en el pez cebra Larva

Explorar más videos