Name: PeptiQuick, una incorporación de un solo paso de proteínas de membrana en peptidiscos biotinylados para ensayos de unión a proteínas optimizadas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 4 s
Description: Aprende a purificar y reconstituir proteínas de membrana usando tecnología Peptidisc sin detergentes. Este método facilita el análisis de interacciones proteína-ligando mediante interferometría de biolayer en tiempo real.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Agradecemos al Consejo de Investigación en Ciencias Naturales e Ingeniería de Canadá. JS tiene una beca CGS-M CIHR. LT fue apoyado por la Asociación de Formación doctoral de Biotecnología y Ciencias Biológicas financiada por el Consejo de Biotecnología y Ciencias Biológicas [referencia de becas de formación BB/M009122/1]. FD es un Presidente de Investigación de Nivel II en Canadá.

1. Preparación y solubilización del receptor de membrana FhuA
<ol><li>Express His6-tagged FhuA in Escherichia coli strain AW740. Cultivar células durante 18 h a 37oC en soportes M9 (Tabla 1). Para obtener un protocolo de expresión detallado, consulte Mills etal.</li>
	<li>Cosecha las células por centrifugación (5.000 x g, 10 min, 4 oC) y resuspenderlas en 50 ml de tampón de trisal-glicerol (TSG)(Tabla 1). Saltar a las células resuspendidas y añadir feniloquensulfonilfluoruro (PMSF) a una concentración final de 1 mM justo antes de la lisis. ADVERTENCIA: PMSF es tóxico y corrosivo.</li>
	<li>Lise las células usando un microfluidizador (tres pasajes) a 15.000 psi o una prensa francesa (tres pasajes) a 8.000 psi. Reventar las células no lisadas y otro material insoluble mediante centrifugación de baja velocidad (5.000 x g,10 min, 4 oC).</li>
	<li>Ultracentrifure el sobrenadante (200.000 x g, 40 min, 4 oC) para aislar la fracción de membrana bruta. Deseche el sobrenadante, resuspenda el pellet de membrana en una cantidad mínima de tampón TSG y suéltelo con un aparato de douncer de vidrio o metal para garantizar la homogeneidad.</li>
	<li>Realice un ensayo de Bradford para comprobar la concentración proteica de la membrana bruta resuspendida. Diluir la membrana bruta a una concentración final de 3 mg/ml utilizando tampón TSG antes de la solubilización.</li>
	<li>Añadir detergente Triton X-100 a una concentración final del 1% (v/v) para solubilizar selectivamente la membrana interna bacteriana durante 1 h a 4oC con mecedora suave. Pellet el material insoluble (fracción de membrana externa) por ultracentrifugación (200.000 x g,40 min, 4 oC).</li>
	<li>Deseche el sobrenadante que contenga la membrana solubilizada y vuelva a suspender el pellet en TSG a una concentración final de 3 mg/ml. Añadir el óxido de laurildimetilamina (LDAO) a una concentración de 1% (v/v) a la fracción de membrana externa resuspendida y solubilizar durante 1 h a 4oC con un balanceo suave.</li>
	<li>Realizar un paso de centrifugación final para peletizar todo el material insoluble (200.000 x g,40 min, 4 oC). NOTA: El sobrenadante resultante contiene las proteínas de membrana externa solubilizadas, incluyendo el FhuA etiquetado con su objetivo.</li>
</ol>2. Purificación y reconstitución de FhuA utilizando el flujo de trabajo de PeptiQuick
<ol><li>Pre-equilibrar una columna Ni-NTA preenvasada (volumen de resina de 5 ml) con dos volúmenes de columna de tampón de lavado de cromatografía de afinidad de metal inmovilizado (IMAC)(Tabla 1).</li>
	<li>Diluir la membrana externa solubilizada de 1% LDAO a 0.04% LDAO usando TSG. A continuación, añadir imidazol a una concentración final de 5 mM. ADVERTENCIA: El imidazol es tóxico y corrosivo.</li>
	<li>Cargue las proteínas de membrana externa solubilizadas en la resina Ni-NTA y recoja el flujo. Vuelva a cargar el flujo sobre la resina para aumentar la unión de resina de FhuA y recoger el flujo secundario a través. NOTA: Mantenga como referencia una alícuota de 20 l de material solubilizado como referencia para el análisis posterior de la electroforesis del gel de dodecilo sulfato de sodio (SDS-PAGE).</li>
	<li>Lavar la resina con 250 ml de tampón de lavado IMAC y recoger los primeros 50 ml de eluido. Escurra el tampón de lavado a la altura del volumen del lecho de resina y cierre la caja de seguridad de la columna.</li>
	<li>Añadir 1 ml de solución de péptido bio-peptidisc concentrado de 10 mg/ml(Tabla 1)a la columna. Añadir 50 ml de solución de péptido Bio-Peptidisc diluido de 1 mg/ml en TSG y agitar la resina con una varilla de vidrio para resuspender las perlas en TSG.</li>
	<li>Después de la captura de peptidisco, deje que la resina se asiente y drene el exceso de 1 mg/ml de la solución Bio-Peptidisc a través de la resina.</li>
	<li>Lave las partículas de peptidisco conectadas a Ni-NTA con 50 ml de TSG. Eluye las partículas de peptidisco con 15 ml de búfer de elución IMAC (Tabla 1) que contiene 600 mM de imidazol en TSG. Recoger 1 mL de fracciones de fracciones y añadir inmediatamente 10 ml de 0,5 M EDTA a iones de níquel lixiviados con quelato. ADVERTENCIA: EDTA es un irritante.</li>
</ol>3. Evaluación de la reconstitución de PeptiQuick
<ol><li>Análisis SDS-PAGE<ol>
<li>Cargue las alícuotas de 10 ol del material de arranque, el flujo, el lavado y las fracciones elutadas de la reconstitución de PeptiQuick en un gel desnaturalizante SDS del 12% y electroforrese durante 30 minutos a una corriente constante de 60 mA.</li>
		<li>Mancha el gel con tinte azul Coomassie, descongela el gel y visualiza en un escáner.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cromatografía de exclusión de tamaño (SEC)<ol>
<li>Basándose en el análisis 12% de SDS-PAGE de la reconstitución de PeptiQuick, aísle y atene las fracciones pertinentes, y constelas utilizando un concentrador centrífugo de corte de 30 kDa. NOTA: En el vídeo adjunto, las fracciones F3–F7 se agrupan y se concentran por debajo de 1 ml (el volumen del bucle de inyección en el instrumento SEC).</li>
		<li>Inyectar 1 ml de las fracciones de elución IMAC agrupadas en una columna S200 (300/10) de filtración de gel a un caudal de 0,25 ml/min en el búfer TSG. Recoger 1 mL fracciones y ejecutarlas en un 12% gel SDS para determinar qué fracciones SEC para piscinar y concentrarse. NOTA: Las fracciones PeptiQuick eluidas pueden agruparse sin concentración, y se puede inyectar una alícuota en la SEC para comprobar la calidad de la reconstitución. Este es un control importante para las proteínas de membrana que son potencialmente sensibles a la agregación durante la concentración centrífuga.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Interferometría de biocapa
<ol><li>Configuración experimental BLI<ol>
<li>Configure el 96 pozo a mano. NOTA: Todos los pozos se llenan a un volumen final de 200 l.</li>
		<li>En la columna 1, las filas A-E, carguen 200 l de búfer cinético para permitir que las puntas equilibren y formen una señal de línea base.</li>
		<li>Diluir el ligando (FhuA en Bio-Peptidisc) a una concentración de 2,5 g/ml en el tampón cinético(Tabla 1). Cargue 200 ml de esta dilución en las filas A-D de la columna 2.</li>
		<li>Añadir 200 l de tampón cinético sólo a E2 (el sensor de referencia).</li>
		<li>Añadir 200 l de tampón cinético a la columna 3, filas A-E para lavar el exceso de FhuA de la punta.</li>
		<li>En la columna 4, realice dos diluciones seriales del analito (ColM) por la placa de A4 a D4. Comience con 28 nM (8*Kd) en A4 a 3.5 nM (1*Kd) en D4.</li>
		<li>Agregue 28 nM ColM a E4 para medir la unión no específica (la concentración de ColM más alta utilizada).</li>
		<li>Agregue 200 l de búfer cinético a la columna 5, filas A-E. NOTA: Aquí, el ColM se disociará de la punta, y se medirá la disociación.</li>
		<li>Coloque la placa de configuración en el instrumento BLI.</li>
		<li>Coloque la bandeja de puntas del sensor en el instrumento BLI.</li>
		<li>Abra el software de adquisición de datos BLI y seleccione Nuevo experimento de Kinetics en el asistente de software.</li>
		<li>Utilice la pestaña de definición de placa para introducir el diseño de la placa de pozo 96 en el software. NOTA: Los pozos que contienen el ligando, FhuA se introducen como la "Carga". Los pozos que contienen el búfer solo se introducen como el "Buffer". Los pozos que contienen el analito, ColM, se introducen como la "Muestra".</li>
		<li>Utilice la pestaña definición de ensayo para definir la longitud de tiempo y la velocidad de rotación de la placa para cada paso del experimento. NOTA: Los pasos experimentales se configuran como: 1) línea de base: 60 s; 2) carga: 250 s; 3) línea de base2: 300 s; 4) asociación: 450 s; y 5) disociación: 900 s. Deje la velocidad de agitación por defecto (1.000 rpm). Los pasos anteriores se asignan individualmente a cada columna en la placa de pozo 96 seleccionando el paso deseado y haga clic con el botón derecho en Agregar paso de ensayo en cada columna.</li>
		<li>Asigne el primer paso haciendo clic con el botón derecho en la primera columna y seleccione Iniciar nuevo ensayo. Asegúrese de que el paso de línea base se asigna correctamente utilizando la ventana inferior derecha y cambie con el menú desplegable según sea necesario.</li>
		<li>Asigne los pasos siguientes a cada columna haciendo clic con el botón derecho a lo largo de la placa y seleccionando Agregar pasode ensayo . Asigne estos a la columna apropiada, como se establece en el paso 4.1.13.</li>
		<li>Utilice la pestaña de asignación del sensor para asegurarse de que el instrumento de octeto está tomando los pines BLI de la ubicación correcta en la bandeja del sensor. NOTA: En la pestaña de asignación del sensor, solo se debe resaltar a A1-E1 en azul. Asegúrese de que haya una punta del sensor en estas ubicaciones en la bandeja del sensor y asegúrese de que f1-H1 esté vacío.</li>
		<li>Resalte F1-H1 en la pantalla, haga clic con el botón derecho y seleccione Quitar para marcarlos como vacíos. Marcar Reemplazar sensores en la bandeja después de su uso para retener los sensores utilizados.</li>
		<li>En la pestaña de experimento de revisión, que proporciona una visión general final del experimento antes de la ejecución, repase los pasos experimentales para asegurarse de que toda la configuración es correcta.</li>
		<li>En la pestaña Ejecutar experimento, seleccione una ubicación de archivo para guardar los archivos de método.</li>
		<li>Cambie la temperatura de la placa a la temperatura ambiente.</li>
		<li>Seleccione GO para ejecutar el experimento.</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis de datos BLI<ol>
<li>Abra el software de análisis de datos Octet BLI.</li>
		<li>Utilice la pestaña de selección de datos para localizar el experimento y comprobar el resumen experimental. Importe el archivo de proyecto desde su ubicación de guardado definida durante el paso 4.1.19.</li>
		<li>Introduzca las concentraciones del analito (aquí, ColM) seleccionando la información del sensor para cada experimento.</li>
		<li>Asigne la punta en E1 como la punta de referencia.</li>
		<li>Utilice la pestaña de procesamiento para restar la señal de referencia (E1) de los datos experimentales. Compruebe los datos sin procesar de la sugerencia de referencia para el enlace de analito sin específico. Si no se observa ninguno, proceda. NOTA: Este es un control negativo importante. Si se observa un enlace inespecífico, esto se contabilizará en el paso 4.2.7.</li>
		<li>Alinee el eje Y con el segundo paso de línea base. No marque la conexión entre pasos. Seleccione Filtrado Savitzky-Golay. Seleccione Procesar datos!.</li>
		<li>En la pestaña de análisis, seleccione los datos experimentales en la tabla debajo de la gráfica para ver las curvas de asociación y disociación con la señal del sensor de referencia restado.</li>
		<li>Seleccione el modelo de encuadernación 1:1 y seleccione un ajuste de curva parcial. Seleccione Ajustar curvas!.</li>
		<li>Analice el trazado de vista residual para comprobar el empalme de curva.</li>
		<li>Desplácese por la tabla para ver el Kdcalculado.</li>
		<li>Seleccione Guardar informe... para guardar un documento de hoja de cálculo que detalle la configuración, los trazados de los datos sin procesar y analizados y las constantes de disociación calculadas.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Rawlings, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+proteins%3A+always+an+insoluble+problem%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Society+Transactions%22%5BJournal%5D)">Membrane proteins: always an insoluble problem.</a> Biochemical Society Transactions. 44 (3), 790-795 (2016).</li>
<li>Popot, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Amphipols%2C+Nanodiscs%2C+and+Fluorinated+Surfactants%3A+Three+Non+Conventional+Approaches+to+Studying+Membrane+Proteins+in+Aqueous+Solutions%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Amphipols, Nanodiscs, and Fluorinated Surfactants: Three Non Conventional Approaches to Studying Membrane Proteins in Aqueous Solutions.</a> Annual Review of Biochemistry. 79, 737-775 (2010).</li>
<li>Lee, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Method+for+Detergent-Free+Isolation+of+Membrane+Proteins+in+their+Local+Lipid+Environment%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">A Method for Detergent-Free Isolation of Membrane Proteins in their Local Lipid Environment.</a> Nature Protocols. 11, 1149-1162 (2016).</li>
<li>Frauenfeld, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Saposin-Lipoprotein+Nanoparticle+System+for+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">A Saposin-Lipoprotein Nanoparticle System for Membrane Proteins.</a> Nature Methods. 13, 345-351 (2016).</li>
<li>Bayburt, T. H., Grinkova, Y. V., Sligar, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assembly+of+Single+Bacteriorhodopsin+Trimers+in+Bilayer+Nanodiscs%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Biochemistry+and+Biophysics%22%5BJournal%5D)">Assembly of Single Bacteriorhodopsin Trimers in Bilayer Nanodiscs.</a> Archives of Biochemistry and Biophysics. 450, 215-222 (2006).</li>
<li>Denisov, I. G., Grinkova, Y. V., Lazarides, A. A., Sligar, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Directed+Self-Assembly+of+Monodisperse+Phospholipid+Bilayer+Nanodiscs+with+Controlled+Size%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Directed Self-Assembly of Monodisperse Phospholipid Bilayer Nanodiscs with Controlled Size.</a> Journal of the American Chemical Society. 126, 3477-3487 (2004).</li>
<li>Denisov, I. G., Sligar, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanodiscs+for+Structural+and+Functional+Studies+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Structural%2C+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Nanodiscs for Structural and Functional Studies of Membrane Proteins.</a> Nature Structural, Molecular Biology. 23, 481-486 (2016).</li>
<li>Hagn, F., Etzkorn, M., Raschle, T., Wagner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+Phospholipid+Bilayer+Nanodiscs+Facilitate+High-Resolution+Structure+Determination+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Optimized Phospholipid Bilayer Nanodiscs Facilitate High-Resolution Structure Determination of Membrane Proteins.</a> Journal of the American Chemical Society. 135, 1919-1925 (2013).</li>
<li>Carlson, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Peptidisc%2C+A+Simple+Method+for+Stabilizing+Membrane+Proteins+in+Detergent-Free+Solution%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">The Peptidisc, A Simple Method for Stabilizing Membrane Proteins in Detergent-Free Solution.</a> eLife. 7, 34085(2018).</li>
<li>Carlson, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+the+E.+coli+Membrane+Interactome+Captured+in+Peptidisc+Libraries%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Profiling the E. coli Membrane Interactome Captured in Peptidisc Libraries.</a> eLife. 8, 46615(2019).</li>
<li>Serdakowski, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+to+determine+residual+detergent+in+biological+samples+post+endotoxin+reduction+treatment+and+evaluation+of+strategies+for+subsequent+detergent+removal%5BTitle%5D)+AND+%22International+Immunopharmacology%22%5BJournal%5D)">A novel method to determine residual detergent in biological samples post endotoxin reduction treatment and evaluation of strategies for subsequent detergent removal.</a> International Immunopharmacology. 37, 16-22 (2016).</li>
<li>Smith, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+the+Purification+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Chromatography%22%5BJournal%5D)">Strategies for the Purification of Membrane Proteins.</a> Protein Chromatography. 681, 485-496 (2011).</li>
<li>Lin, S. H., Guidotti, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+of+Membrane+Proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Enzymology%22%5BJournal%5D)">Purification of Membrane Proteins.</a> Methods in Enzymology. 463, 619-629 (2009).</li>
<li>Wolfe, A. J., Gugel, J. F., Chen, M., Movileanu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+Membrane+Protein-Detergent+Interactions+Depend+on+Protein+Electrostatics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physical+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">Kinetics of Membrane Protein-Detergent Interactions Depend on Protein Electrostatics.</a> Journal of Physical Chemistry B. 122 (41), 9471-9481 (2018).</li>
<li>Montigny, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+Phospholipid+Exchange+between+a+Detergent-Solubilized+Membrane+Protein+and+Lipid-Detergent+Mixed+Micelles%3A+Brominated+Phospholipids+as+Tools+to+Follow+Its+Kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Slow Phospholipid Exchange between a Detergent-Solubilized Membrane Protein and Lipid-Detergent Mixed Micelles: Brominated Phospholipids as Tools to Follow Its Kinetics.</a> PLoS ONE. 12 (1), 0170481(2017).</li>
<li>Mills, A. T., Le H, T., Coulton, J. W., Duong, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FhuA+Interactions+in+a+Detergent-Free+Nanodisc+Environment%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et+Biophysica+Acta+-+Biomembranes%22%5BJournal%5D)">FhuA Interactions in a Detergent-Free Nanodisc Environment.</a> Biochimica et Biophysica Acta - Biomembranes. 1838 (1), 364-371 (2014).</li>
<li>Hong, P., Koza, S., Bouvier, E. S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Size-Exclusion+Chromatography+for+the+Analysis+of+Protein+Biotherapeutics+and+their+Aggregates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Liquid+Chromatography+Related+Technologies%22%5BJournal%5D)">Size-Exclusion Chromatography for the Analysis of Protein Biotherapeutics and their Aggregates.</a> Journal of Liquid Chromatography Related Technologies. 35 (20), 2923-2950 (2012).</li>
<li>Mahler, H. C., Friess, W., Grauschopf, U., Kiese, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+aggregation%3A+Pathways%2C+induction+factors+and+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Protein aggregation: Pathways, induction factors and analysis.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 98 (9), 2909-2934 (2009).</li>
<li>FortéBio. Octet System Data Acquisition User Guide, Release 7.1. . , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2014/01/Data-Acquisition-Octet.pdf">http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2014/01/Data-Acquisition-Octet.pdf</a> (2014).</li>
<li>FortéBio. Octet System Data Analysis User Guide, Release 7.1. . , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2011/02/Data-Analysis-Octet.pdf">http://www.biophysics.bioc.cam.ac.uk/wp-content/uploads/2011/02/Data-Analysis-Octet.pdf</a> (2011).</li>
<li>Trinkle-Mulcahy, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+proximity-based+labeling+methods+for+interactome+mapping%5BTitle%5D)+AND+%22F1000Research%22%5BJournal%5D)">Recent advances in proximity-based labeling methods for interactome mapping.</a> F1000Research. 8, 135(2019).</li>
</ol>

FD es fundador de Peptidisc Biotech para distribuir péptidos de peptidisc a la comunidad académica. Peptidisc Biotech también se asocia con empresas farmacéuticas y biotecnológicas industriales para implementar peptidisc en sus flujos de trabajo de descubrimiento. La publicación Open Access de este artículo fue patrocinada por FortéBio.

Si bien los detergentes siguen siendo el método más sencillo para extraer y purificar proteínas de membrana, estos tensioactivos pueden tener muchos efectos no deseados sobre la estabilidad, función y análisis posteriores a las proteínas1,2,3, 4,5,6,7,8,9. Estas dificultades han motivado el desarrollo de miméticos de membrana, que se esfuerzan por minimizar la presencia de detergentes y replicar el entorno de membrana nativa tanto como sea posible2,3,4 ,5,6. La mayoría de los métodos de reconstitución, sin embargo, requieren una optimización significativa de las condiciones de reconstitución y a menudo requieren pasos de purificación adicionales, que disminuyen el rendimiento final7,8. El peptidisc se adapta espontáneamente a la proteína de membrana objetivo y comparativamente, requiere poca optimización y purificación aguas abajo9,10. En este protocolo, PeptiQuick se presenta como un medio simple para agilizar el protocolo de reconstitución para el análisis de interacción proteína-proteína aguas abajo.
Aunque son sencillos, hay varias advertencias experimentales que pueden conducir a una reconstitución sin éxito. Entre ellos, el más común se debe a la agregación de proteínas. Por lo tanto, es fundamental realizar cromatografía de exclusión de tamaño para monitorear el proceso de reconstitución. Por ejemplo, un pico de exclusión de tamaño que elude en el volumen vacío es indicativo de agregados proteicos(Figura 3B)17,18. Los agregados de proteína sómis se forman típicamente al exponerse prolongadamente a condiciones de detergente subóptimas antes de la reconstitución. En particular, se ha encontrado que las proteínas de membrana en detergente tienden a formar agregados cuando se concentran por ultrafiltración en dispositivos centrífugos. En este caso, las proteínas de membrana sensibles pueden concentrarse utilizando ultrafiltración al vacío, un método de concentración más suave y homogéneo, ya que la adsorción de proteínas al filtro disminuye.
En general, para evitar la concentración de proteínas, las fracciones IMAC eluted deben agruparse, y se debe inyectar una alícuota en una columna de exclusión de tamaño para comprobar su calidad de reconstitución. Cabe señalar que elutes péptido libre no incorporado justo después del pico principal de peptidisco(Figura 3B). El andamio libre no necesariamente impide los experimentos aguas abajo. Sin embargo, si es necesario, este exceso se puede eliminar mediante la cromatografía de exclusión de tamaño. Alternativamente, aumentar el volumen de lavado durante la reconstitución, y antes de la elución de la resina IMAC, es suficiente para eliminar eficazmente la mayor parte del péptido peptidisc libre. Por lo tanto, la cromatografía de exclusión de tamaño se recomienda como un medio rápido y simple para comprobar la calidad de la reconstitución.
El experimento BLI requiere una optimización cuidadosa de las concentraciones de ligando y analito. La unión de ligando debe ser suficiente para obtener una señal clara, pero la sobrecarga causará saturación de la señal, lo que resulta en artefactos de datos del hacinamiento y el obstáculo esterico en la superficie de la punta. Por lo tanto, tanto la concentración del ligando como el tiempo que la punta pasa en la solución de ligando debe optimizarse para cada muestra de proteína(Figura suplementaria 2). También debe optimizarse la concentración de analito. Si se conoce la constante de disociación, este paso se vuelve más fácil, ya que el rango de concentración se puede aproximar. Un buen punto de partida para este análisis es el uso de concentraciones de proteínas entre 0,1 y 20 veces el Kd19esperado.
Después de la adquisición de datos BLI, se debe realizar un análisis cuidadoso de los datos para evitar una interpretación errónea. El cálculo de la constante de disociación depende del ajuste de una curva de unión. A menos que ya se conozca la estequiometría de unión, se debe utilizar un modelo clásico de interacción bimolecular 1:1 para el ajuste inicial. Cabe señalar que una curva de unión heterogénea es a menudo el resultado de artefactos y comportamientos no ideales causados por una alta concentración de analitos, que pueden ser malinterpretados como un modelo de unión complejo. Por lo tanto, reducir la concentración de analito hasta que el perfil del sensorgrama muestre estequiometría de unión 1:1 puede ayudar a diferenciar la unión heterogénea de las interacciones más complejas. A continuación, se descuentan los datos de enlace heterogéneos residuales, como se muestra en la figura 420.
En este informe, se mide una constante de disociación de 2,28 a 0,74 nM para la interacción FhuA-ColM. Este valor es coherente con la constante de disociación previamente determinada en nuestro grupo con nanodisco o peptidisc utilizando ITC o MST, respectivamente(Figura 4E)16. Esta consistencia proporciona confianza sobre la reconstitución de peptidisc y el análisis BLI como un medio para determinar la cinética de interacción. Es importante señalar que las proteínas generalmente se inmovilizan en biosensores de estreptavidina, ya sea a través de la reticulación química de la biotina o la adición específica del sitio utilizando la ligadaa de biotina De E. coli BirA21. Evidentemente, biotinylating the peptidisc scaffold, en lugar de la proteína de membrana objetivo, tiene muchas ventajas. La biotinylación con andamios ahorra tiempo y minimiza el potencial de interrumpir sitios importantes de unión a proteínas. También hemos encontrado que PeptiQuick es aplicable a una amplia gama de clases de diana sóteca, incluyendo receptores acoplados a proteínas G (GPCRs), canales iónicos y proteínas de membrana de barriles. En general, cabe señalar que el extracto inicial de detergente de proteínas de membrana en un estado libre de agregados es crítico, y que la reconstitución inmediata en peptidisc disminuye los problemas de agregación aguas abajo. Dada la simplicidad, se prevé que PeptiQuick se extienda a otros ensayos de unión basados en estreptavidina, como resonancia de plasmón superficial (SPR), ensayos ELISA y extracciones de afinidad utilizando cuentas de estreptavidina.

Las proteínas de membrana a menudo se excluyen de los programas de investigación de descubrimiento de fármacos o anticuerpos debido a la propensión de las proteínas de membrana a agregarse fuera del entorno de bicapa de lípidos, especialmente en presencia de detergentes1. Por lo tanto, en los últimos años, se han desarrollado varios miméticos de membrana (llamados andamios) para facilitar el aislamiento y el interrogatorio de proteínas de membrana en un entorno completamente libre de detergente (es decir, nanodiscos, SMALPs, anfípolos, etc.) 2,3,4,5,6. Sin embargo, la reconstitución de proteínas de membrana en estos miméticos a menudo requiere una optimización extensa, que es lenta y generalmente acompañada con la pérdida de recuperación de proteínas7,8. Para superar estas limitaciones, nuestro laboratorio recientemente desarrolló una formulación "única para todos" conocida como peptidisc9. El peptidisc se forma cuando varias copias de un péptido biheliático anfípata de 4,5 kDa de diseño se unen a la superficie hidrófoba de una proteína de membrana diana. La reconstitución estable en el peptidisco se produce al eliminar el detergente, atrapando tanto los lípidos endógenos como las proteínas de membrana solubilizadas en partículas solubles en agua. Estas partículas estabilizadas ahora son susceptibles para numerosas aplicaciones posteriores.
El método peptidisc ofrece varias ventajas; por ejemplo, la reconstitución es sencilla, ya que la unión del andamio peptidisc en el objetivo se guía por la propia plantilla de proteína9,10. La estequiometría de péptidos también es autodeterminada, y la adición de lípidos exógenos no es necesaria. La formación de peptidisco se produce mediante una simple dilución de detergente, una ventaja importante sobre la diálisis o la adsorción de perlas de poliestireno, que a menudo dan lugar a un bajo rendimiento proteico debido a la asociación superficial no específica y la agregación11,12 ,13. El conjunto final de peptidisc es altamente termoestable e invariablemente soluble en diferentes tampones o en presencia de cationes divalentes (por ejemplo, Ni2+). La pureza y homogeneidad estructural del andamio también es alta (por ejemplo, libre de endotoxinas), y el péptido se puede personalizar con grupos funcionales colocados en diferentes posiciones.
Presentamos aquí un flujo de trabajo de laboratorio llamado PeptiQuick, también conocido como reconstitución de perlas9. Este protocolo combina la purificación de proteínas de membrana y la reconstitución de peptidisco en un solo paso y en el mismo soporte cromatográfico. Como su nombre indica, PeptiQuick es rápido en comparación con otros métodos de reconstitución, y también reduce seriamente el tiempo de exposición al detergente. Los efectos negativos del detergente, como el desplegado de proteínas y la agregación, a menudo se producen de una manera dependiente del tiempo; por lo tanto, minimizar la exposición al detergente es fundamental para mantener la conformación de proteínas nativas14,15. Esto es crucial para la precisión de los métodos que informan sobre las interacciones proteicas y las afinidades de unión de ligandos.
Durante el desarrollo de este protocolo, presentamos la novedosa versión biotinilada del andamio peptidisc, denominado Bio-Peptidisc. Los grupos funcionales de biotina permiten la unión de la proteína de membrana diana en superficies recubiertas de estreptavidina. Dado que el etiquetado de la biotina se limita al andamio, los sitios de unión en la proteína de membrana objetivo permanecen inalterados. Utilizando Bio-Peptidisc, se determina la cinética de unión del receptor de membrana bacteriana FhuA y la colicina péptido antimicrobiana M (ColM)16. Esta afinidad se mide a través de la interferometría de biocapa (BLI), que analiza las interacciones en tiempo real basadas en patrones de interferencia de luz blanca reflejados desde una punta del sensor.
Mediante el uso de este protocolo, se elimina la necesidad de detergente durante el análisis de BLI, que es un desarrollo importante, ya que los detergentes pueden interrumpir las interacciones. Las afinidades de unión se pueden medir rápidamente con este método, y los resultados son comparables a los reportados anteriormente utilizando nanodiscos y calorimetría de valoración isotérmica (ITC)16. Se muestran y discuten los pasos críticos en el flujo de trabajo de PeptiQuick, como la preparación de proteínas, la dilución de detergentes, la adición de péptidos y la reconstitución, junto con consejos para solucionar los ligandos y la unión de analitos en el ensayo BLI. Usando el flujo de trabajo de PeptiQuick, se encuentra que las proteínas de membrana se pueden capturar en peptidiscs y sus interacciones medidas dentro de un día.

<table><tbody><tr><td>Concentrador centrífugo de corte de 30 kDa</td><td>Millipore Sigma</td><td>C7715-Ampicilina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>BioShop</td><td>69-52-3</td><td>Sal de Sodio</td></tr><tr><td>Bio-Peptidisc Peptidisc</td><td>Peptidisc Biotech</td><td>Albúmina</td> sérica <td>https://peptidisc.com-Bovina</td></tr> <tr><td>(BSA)</td><td>Sigma</td><td>9048-46-8</td><td>Polvo liofilizado</td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Fisher Químico</td><td>10035-04-8</td><td>Certificado ACS</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>BioShop</td><td>6381-92-6</td><td>Grado de Biotecnología</td></tr><tr><td>Ettan LC (AKTA)</td><td>Amersham Pharmacia Biotech</td><td>18-1145-58-Glucosa</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>BioShop</td><td>50-99-7</td><td>Anhidro, Glicerol de Grado Reactivo</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Chemical</td><td>56-81-5</td><td>Certificado ACS</td></tr><tr><td>Imidazol</td><td>BioShop</td><td>288-32-4</td><td>Óxido</td></tr><tr><td>de laurildimetilamina de grado biotecnológico (LDAO)</td><td>Sigma</td><td></td> <td>101822204~30% en H2O</td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Fisher Chemical</td><td>10034-99-8</td><td>Microfluidizador ACS certificado</td></tr><tr><td></td><td>Microfluídica</td><td>M-110L</td><td>Ajuste con cámara de dirupción F20Y 75&micro;</td></tr><tr><td>Resina Ni-NTA</td><td>Gold Biotechnology</td><td>H-320-50-No</td><td></td></tr> <tr><td>vinculante 96 pocillos BLI Placa</td><td>Greiner Bio-one</td><td>655076</td><td>Microplaca, PS, 96 pocillos, F-Bottom (pozo de chimenea), Negro, Fluotrac, Med. Octeto de encuadernación</td></tr><tr><td>Red96</td><td>Fort&eacute; Bio</td><td>OCTET RED96E-GxP</td><td>Instrumento Octet RED96e, software Octet CFR, ordenador de sobremesa, monitor LC, kit de accesorios, kit IQ/OQ, kits PQ y garantía de un año Fluoruro</td></tr><tr><td>de fenilmetanosulfonilo (PMSF)</td><td>Sigma</td><td>P-7626-Tinte</td> <td>de ensayo de</td></tr> <tr><td>proteínas - Concentrado de reactivos</td><td>Bio-Rad</td><td>5000006</td><td>Utilizado en el ensayo de Bradford para determinar la concentración de proteínas - Concentración</td></tr><tr><td>5x Cloruro de sodio (NaCl)</td><td>BioShop</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Biosensores de estreptavidina (SA)</td> de grado biotecnológico <td>ForteBio</td><td>18-5019</td><td>Una bandeja de 96 biosensores recubiertos con estreptavidina para aplicaciones de cuantificación, cribado o cinética.</td></tr><tr><td>Superdex S200 (300/10)</td><td>Amersham Pharmacia Biotech</td><td>175175-01-Tiamina</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>Merck</td><td>69271-Tris-HCl</td><td></td></tr> <tr><td></td><td>BioShop</td><td>77-86-1</td><td>Grado de reactivo</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>BioShop</td><td>900998-1</td><td>Grado de biotecnología</td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>BioShop</td><td>56-40-6</td><td></td></tr><tr><td>Ultra centrífuga</td> de grado reactivo <td>Beckman Coulter</td><td>365668</td><td>-</td></tr></tbody></table>

peptiquick, una incorporación de un solo paso de proteínas de membrana en peptidiscos biotinylados para ensayos de unión a proteínas optimizadas

PeptiQuick, a One-Step Incorporation of Membrane Proteins into Biotinylated Peptidiscs for Streamlined Protein Binding Assays

Las proteínas de membrana, incluidos los transportadores, los canales y los receptores, constituyen casi una cuarta parte del proteoma celular y más de la mitad de los objetivos actuales de los fármacos. Sin embargo, una barrera importante para su caracterización y explotación en entornos académicos o industriales es que la mayoría de las estrategias de detección bioquímica, biofísica y de drogas requieren que estas proteínas estén en un estado soluble en agua. Nuestro laboratorio desarrolló recientemente el peptidisc, una membrana mimética que ofrece un enfoque "único para todos" para el problema de la solubilidad de proteínas de membrana. Presentamos aquí un protocolo simplificado que combina la purificación de proteínas y la reconstitución de peptidisc en un solo paso cromatográfico. Este flujo de trabajo, llamado PeptiQuick, permite eludir la diálisis y la incubación con perlas de poliestireno, lo que reduce en gran medida la exposición al detergente, la desnaturalización de proteínas y la pérdida de muestras. Cuando PeptiQuick se realiza con andamios biotinylados, la preparación se puede unir directamente a superficies recubiertas de estreptavidina. No hay necesidad de biotinylate o modificar la diana de la proteína de membrana. PeptiQuick se muestra aquí con el receptor de membrana FhuA y la colicina antimicrobiana M, utilizando interferometría biocapa para determinar la cinética precisa de su interacción. Se concluye que PeptiQuick es una forma conveniente de preparar y analizar las interacciones entre proteínas de membrana en un día en un entorno libre de detergente.

El receptor de membrana FhuA se expresa en una cepa de laboratorio De. coli. La fracción de membrana externa se cosecha por centrifugación, y las proteínas se solubilizan mediante una extracción de detergente de dos pasos. Las proteínas de membrana solubilizadas se cargan en cuentas de agarosa Ni-NTA embaladas en una columna de plástico, seguidas del flujo de trabajo de PeptiQuick como se presenta en el protocolo. Después de un control de calidad mediante cromatografía de exclusión de tamaño, las partículas Bio-Peptidisc se inmovilizan en pasadores recubiertos con estreptavidina. El análisis BLI se lleva a cabo para medir la cinética de las interacciones entre FhuA y ColM. La descripción general esquemática de este experimento se presenta en la Figura 1.
Se ejecuta un gel SDS para determinar la calidad de la reconstitución después de la elución de partículas FhuA Bio-Peptidisc de la columna IMAC(Figura 2). Las alícuotas de las fracciones correspondientes a inicio, flowthrough, lavados y fracciones de elución se cargan en el SDS-gel para evaluar el éxito del método PeptiQuick. El agotamiento de FhuA en la fracción de flujo a través se correlaciona con un enriquecimiento en las fracciones de elución, lo que indica que la purificación de la proteína ha sido eficaz. En las fracciones elatadas se observan bandas de proteínas contaminantes menores. El análisis de gel SDS se utiliza para determinar qué fracciones deben agruparse antes del análisis seG. También se ejecuta un gel nativo de las partículas elucidas FhuA Bio-Peptidisc para confirmar la solubilidad de la FhuA(Figura Suplementaria 1). La migración de la proteína reconstituida al gel nativo indica solubilidad proteica en un entorno libre de detergente.
El análisis de la SEC se realiza para evaluar la solubilidad de las partículas de peptidisco. El cromatograma presentado en la Figura 3A muestra un solo pico simétrico que se eluye a unos 14 ml (6 ml más allá del volumen vacío de 8,0 ml en la columna S200 10/300 de filtración de gel). La posición de este pico, más allá del volumen vacío, confirma la solubilidad de las partículas FhuA Bio-Peptidisc. Como referencia, la Figura 3B ilustra una preparación teórica de peptidisco subóptimo. En este caso, el cromatograma muestra un pico de proteína más grande eludiendo en el volumen vacío, lo que indica la presencia de agregados proteicos. El pico más pequeño que eluyó justo después del pico principal de peptidisc corresponde al exceso de péptidos de peptidisc.
La interacción de FhuA con el analito ColM se determina después de la fijación de los peptidiscs a los sensores recubiertos de estreptavidina. Las puntas del sensor se equilibran primero en el búfer cinético, luego se transfieren al tampón que contiene los FhuA Bio-Peptidiscs. La concentración de los Bio-Peptidiscs FhuA y el tiempo durante el cual se incuban con la punta se optimiza antes de este experimento(Figura Suplementaria 1). Siguiendo los pasos de carga y lavado, el paso de asociación mide las interacciones entre las puntas cargadas y cuatro concentraciones diferentes de colicina M. El movimiento posterior de las puntas de nuevo en el tampón da como resultado una disociación, que se mide por el desplazamiento de longitud de onda de la luz blanca que se refleja en la punta.
La Figura 4A muestra la salida del sensorgrama de datos sin procesar de este experimento. Todos los seguimientos aparecen uniformes en los pasos de carga y línea base, aparte del seguimiento de referencia en amarillo. La punta de referencia no tiene ligando cargado, pero se expone al analito para el ensayo para la unión inespecífica, que es un control negativo importante. Para un análisis más detallado de los resultados, la señal de la punta de referencia se resta de las trazas para que las puntas experimentales tenga en cuenta el enlace inespecífico. Los datos se alinean con el inicio del paso de asociación para permitir una comparación visual directa, como se muestra en la Figura 4B. Esta comparación muestra un aumento en el cambio de longitud de onda para aumentar las concentraciones de colicina M. La curva se ajusta a los datos y exhibe un modelo de encuadernación clásico 1:1.
La gráfica de vista residual(Figura 4B,inferior), que describe las diferencias entre los datos de conexión y los datos experimentales, muestra que el ajuste para la concentración más alta de ColM (28 nM) es deficiente en comparación con las tres concentraciones inferiores. El perfil de la curva en sí carece de la meseta de la curva de unión, que es característica de la saturación del sitio de unión en un experimento de encuadernación típico. La falta de meseta sugiere unión heterogénea, que es probablemente un artefacto de la alta concentración de ColM. Por lo tanto, esta concentración más alta de ColM se descuenta del análisis y las otras tres concentraciones se utilizan para determinar la constante de disociación(Figura 4C,D). La prueba tde un estudiante de dos colas, a un nivel de confianza del 95%, encontró que la constante de disociación observada de este experimento no es significativamente diferente de los valores obtenidos utilizando diferentes técnicas(Figura 4E)16.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig01.jpg"> Figura 1: Visión general del flujo de trabajo de PeptiQuick mediante Bio-Peptidiscs y análisis BLI. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig2a.jpg"> Figura 2: Análisis de gel SDS (12%) de las fracciones de inicio, flujo, lavado y elución recogidas a través del flujo de trabajo de PeptiQuick. Alrededor de 10 l de muestra se cargaron en cada carril y se ejecutaron durante 30 minutos a una corriente constante de 60 mA. El gel se tiñó con Azul Coomassie, se destituyó y se visualizó en un escáner de gel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig2alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig3a.jpg"> Figura 3: Perfiles SEC experimentales y teóricos que representan reconstituciones óptimas y subóptimas, respectivamente. (A) Perfil EXPERIMENTAL SEC de PeptiQuick reconstituido FhuA (82 kDa) en Bio-Peptidiscs. Las fracciones de elución IMAC F3-F7 se agruparon y concentraron utilizando un concentrador centrífugo de corte de 30 kDa a 1 ml. Esta muestra concentrada se inyectó a 0,25 ml/min en una columna de filtración de gel S200 (10/300) en tampón TSG. (B) Perfil SEC teórico de una reconstitución PeptiQuick subóptima. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig3alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60661/60661fig4d.jpg"> Figura 4: Investigación de las interacciones de ColM con FhuA reconstituida en Bio-Peptidiscs. (A) Sensor de datos sin procesar con traza de sensor de referencia en amarillo. (B,C) Parte superior: pasos de asociación y disociación con ajuste parcial de la curva de unión 1:1. Inferior: vistas residuales que representan la diferencia entre los datos experimentales y el ajuste computacional. (C) Replotting de (B) con exclusión de la mayor concentración de ColM. (D) Tasas de asociación y disociación observadas (kon y koff, respectivamente) y las constantes de disociación (Kd). (E) Comparación de las constantes de disociación FhuA-ColM obtenidas por peptidisc y BLI (en este experimento), peptidisc y termoforesis a microescala (Saville, datos no publicados), y nanodisco y calorimetría de valoración isotérmica16. Las barras de error representan un SD de incertidumbre, mientras que n.s. no denota ninguna diferencia significativa en el nivel de confianza del 95%. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661fig4alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Medios M9 (por litro)</td>
		</tr>
<tr>
<td>200 ml de sal M9</td>
		</tr>
<tr>
<td>800 mL dH2O</td>
		</tr>
<tr>
<td>10 mL 40% Glucosa</td>
		</tr>
<tr>
<td>80 l 1 M CaCl2
</td>
		</tr>
<tr>
<td>2,5 mL 1 M MgSO4
</td>
		</tr>
<tr>
<td>300 l 15 mg/ml tiamina</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>TSG Buffer</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% Glicerol</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Búfer de lavado IMAC</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% glicerol</td>
		</tr>
<tr>
<td>0.04% LDAO</td>
		</tr>
<tr>
<td>5 mM de imidazol</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Solución Bio-Peptidisc</td>
		</tr>
<tr>
<td>Disolver el Bio-Peptidisc listo para usar (&gt;95% pureza) en dH2O estéril. La concentración y el volumen de la solución de péptido depende del paso en el proceso de reconstitución.</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>NOTA: Este stock de péptidos Bio-Peptidisc es estable a 4oC durante más de un mes.</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Búfer de elución IMAC</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% Glicerol</td>
		</tr>
<tr>
<td>600 mM Imidazol</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Búfer de cinética</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM Tris-HCl, pH 7,8</td>
		</tr>
<tr>
<td>50 mM NaCl</td>
		</tr>
<tr>
<td>0.002% Tween-20</td>
		</tr>
<tr>
<td>0.1% BSA</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 1: Recetas para la preparación de medios y soluciones.
Figura suplementaria 1: 4%–16% análisis de gel nativo claro de las fracciones de elución recogidas del flujo de trabajo de PeptiQuick. Alrededor de 10 l de muestra se cargaron en cada carril y se ejecutaron durante 40 minutos a una corriente constante de 30 mA. El gel fue teñido con Azul Coomassie, destirlo y visualizarse en un escáner. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661suppfig1alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para descargar esta figura.</a>
Figura suplementaria 2: Optimización de la concentración de ligando sin un solo pin. (A) Las seis concentraciones diferentes de FhuA en Bio-Peptidisc probaron la unión a un solo pasador recubierto de estreptavidina. Esto se estableció en una placa de 96 pocillos con tampón en los pozos entre las concentraciones de ligando (consulte Archivo suplementario 1 para el protocolo de configuración). (B) Sensor de datos sin procesar para el experimento de optimización de ligandos. El pasador da la respuesta más grande y además alcanza la saturación en el número de concentración 4 (o 2,5 g/ml). <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/60661/60661suppfig2alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para descargar esta figura.</a>
Archivo Suplementario 1. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/60661/supplementalfile1.docx" target="_blank">Haga clic aquí para ver este archivo (haga clic con el botón derecho para descargar).</a>

Presentamos un método que combina la purificación y reconstitución de proteínas de membrana en peptidiscs en un solo paso cromatográfico. Los andamios biotinylados se utilizan para la unión directa de la superficie y la medición de interacciones proteína-ligand a través de la interferometría de biocapa.

PeptiQuick, una incorporación de un solo paso de proteínas de membrana en peptidiscos biotinylados para ensayos de unión a proteínas optimizadas

Membrane proteins, including transporters, channels, and receptors, constitute nearly one-fourth of the cellular proteome and over half of current drug ...

El método clásico en el que se extraen proteínas de membrana para su estudio es por simple solubilización en detergente. Si bien esto proporciona un método simple y universal, se ha demostrado que los detergentes alteran la estructura, función y actividad nativas de estas proteínas sensibles. Aquí presentamos el Peptidisc como una solución para estabilizar las proteínas de membrana en solución libre de detergente.El sistema Peptidisc se adapta espontáneamente al tamaño, la forma y la tipología de innumerables proteínas de membrana. Esto contrasta con otros miméticos de membrana que a menudo requieren una optimización tediosa. FhuA, una proteína de membrana externa de E.coli, se utilizará como proteína objetivo modelo que se reconstituirá en este protocolo.Las vesículas de membrana externa se aislarán seguidas de la adición de detergente para solubilizar las proteínas de la membrana. El péptido Peptidisc se añade a la solubilización y el detergente se diluye, formando espontáneamente partículas Peptidisc. Estas partículas solubles estabilizadas ahora son susceptibles de numerosas aplicaciones posteriores.Este protocolo examinará la interferometría de capa biológica como una aplicación de la tecnología Peptidisc. Este protocolo se centrará en el método de reconstitución PeptiQuick, una técnica útil que facilita la purificación y reconstitución simultánea de proteínas de membrana. El método PeptiQuick de reconstitución en las perlas se realiza en una columna de gravedad IMAC estándar de níquel-NTA preequilibrada en detergente.La membrana solubilizada se carga sobre la resina y las proteínas no objetivo se lavan. Después de que este péptido se añade a la columna y el detergente se diluye rápidamente. El lado hidrófobo del péptido Peptidisc se asocia con las regiones hidrofóbicas expuestas.El lado hidrófilo del péptido mantiene la proteína soluble en solución. El exceso de péptido se lava. El imidazol se añade para eluir la furia reconstituida.El andamio Peptidisc puede ser funcionalizado para etiquetar indirectamente las proteínas de la memoria y así abrir la puerta a un conjunto más amplio de análisis aguas abajo. Aquí explotamos el péptido biotinilado para la fijación a los sensores recubiertos de estreptavidina para el análisis BLI. La interferometría de capa biológica es una potente técnica libre de etiquetas para investigar interacciones biomoleculares en solución.Además de demostrar simplemente las interacciones, esta técnica proporciona una lectura cinética en tiempo real y permite el cálculo de una constante de disociación vinculante. A través de este protocolo, eliminamos la necesidad de detergente durante el análisis BLI, ya que esto puede alterar la actividad. La interferometría de biocapa analiza el paso de interferencia de la luz blanca reflejada desde el sensor, o punta, y las macromolas enlazadas durante una interacción.Para medir las interacciones, la punta de detección se pasa entre las soluciones y la señal registrada en cada paso. Cada punta entonces da su propio rastro en un sensograma. En primer lugar, solo se establece una línea base de búfer.Segundo, el ligando está atado. En este caso, FhuA y Peptidiscs biotinilo se une a una punta revestida de estreptavidina. A continuación, la punta se lava en el búfer para eliminar cualquier FhuA sin enlazar.Ahora la punta se mueve a una solución con una concentración conocida de analito, aquí ColM. Si se produce una interacción, esto dará una curva de enlace. Finalmente, la punta se mueve al búfer y se mide la disociación.Las tasas observadas para la asociación y la disociación en cada concentración de columna se pueden utilizar para calcular la constante de disociación. Hexahistidina etiquetada FhuA se expresa en E-coli cepa AW740 durante 18 horas en medios de comunicación. Las bacterias se cosechan por centrifugación a 5.000 G de 10 minutos a cuatro grados centígrados.El pellet celular resultante se vuelve a suspender en el búfer TSG y luego se descuesta para romper los grumos celulares y asegurar la lysis a fondo. TMSF se añade a las células re-suspendidas a una concentración final de un milimolar justo antes de la lelisis. La lysis celular se logra mediante tres pasajes a través de un microfluidizador a 15.000 PSI o una prensa francesa a 8.000 PSI.Las células de lesed se recogen y se realiza una centrifugación a baja velocidad a 5.000 G durante 10 minutos a cuatro grados. Un sobrenadante del giro a velocidad lenta se carga en un rotor ultracentrífuga TI70 y se centrifuga a 200.000 G durante 40 minutos a cuatro grados para peletizar la membrana bruta de E.coli. Después de la ultracentrifugación, el sobrenadante se desecha y el pellet de membrana bruta se re-suspende en una cantidad mínima de tampón TSG.Una membrana bruta se dounced para asegurar su homogeneidad. Se realiza un ensayo de Bradford para comprobar la concentración proteica de la membrana bruta re-suspendida. TSG buffer se utiliza para diluir la membrana bruta a aproximadamente tres miligramos por mililitro antes de la solubilización.Tritón X-100 se añade a la membrana bruta re-suspendida a una concentración final del 1%para solubilizar selectivamente la membrana interna bacteriana. La solubilización se realiza durante una hora a cuatro grados, con un suave balanceo. La membrana externa no solubilizada se aísla por ultracentrifugación a 200.000 G durante 40 minutos, a cuatro grados.Se descarta el sobrenadante resultante que contiene la membrana interna solubilizada. Mientras que el pellet, que contiene la membrana externa, se re-suspende como antes en TSG. LDAO se añade a una concentración final del 1% a la membrana externa re-suspendida, y se solubiliza durante una hora a cuatro grados.Finalmente, se realiza una ultracentrifugación, como antes, para peletizar material insoluble. El sobrenadante resultante contiene membrana externa solubilizada, incluyendo nuestro objetivo, su objetivo, el FhuA, ahora listo para la purificación simultánea de IMAC y la reconstitución de Peptidisc. Una columna de gravedad IMAC de Níquel-NTA se preequilita con dos volúmenes de columna de tampón de lavado IMAC.El imidazol se añade a una concentración final de cinco mililitros a la membrana exterior solubilizada, diluida a 0,04%LDAO. La membrana externa solubilizada se carga sobre la resina de níquel-NTA, y el flujo a través de recolectar. Este flujo a través se recarga sobre la resina para aumentar la unión de resina de FhuA.Después de la carga, la resina se lava con 250 mililitros de tampón de lavado IMAC y los primeros 50 mililitros recogidos. Después del lavado, el tampón de lavado se drena justo por encima de la altura del lecho de resina y el tapón de columna cerrado. Un mililitro de concentrado, 10 miligramos por mililitro, péptido Peptidisc se añade a la columna.Después de la adición de péptido concentrado, 50 mililitros de diluir, un miligramo por mililitro, se añade péptido Peptidisc en TSG. La resina se agita para volver a suspender las perlas en TSG, por debajo del CMC de LDAO, formando así partículas Peptidisc. Después de la captura de Peptidisc, la resina se deja asentar y la solución de péptido de un miligramo por mililitro se drena a través de la resina.La resina se lava con 50 mililitros TSG para eliminar el exceso de péptido Peptidisc. Finalmente, las partículas De Peptidisc se diluyen con 50 mililitros de 600 imidazol mililolar en TSG. Se recogen fracciones de un mililitro y se añaden 10 microlitros de 0,5 molares EDTA, una luz clave lixiviada iones de níquel.Las fracciones de inicio, flujo, lavado y eludido se cargan en un gel 12%SDS y se electroforezan durante 30 minutos a 60 miliamperios. El gel se tiñe y se visualiza en un escáner de gel. El gel resultante muestra el agotamiento de FhuA en el flujo a través, y el enriquecimiento en la elución.También se observan bandas contaminantes menores en las fracciones eludidas. Las fracciones tres a siete se seleccionan para la cromatografía de exclusión de tamaño para confirmar la solubilidad de FhuA Peptidisc y agotar los contaminantes. Un concentrador centrífugo de 30 Kilodome cortado se utiliza para concentrar las fracciones de tres a siete.Un mililitro de las fracciones de elusión IMAC agrupadas se inyecta en la columna S200 a un caudal de 0,25 mililitros por minuto en el búfer TSG. Se recogen fracciones de un mililitro y se ejecuta un gel 12%SDS de las fracciones. Las fracciones relevantes se agrupan y ahora se pueden utilizar en aplicaciones posteriores.BLI se llevó a cabo en un octeto ForteBio RED96. Este instrumento mueve los pines BLI a través de una placa de 96 pozos que se configura primero a mano. Todos los pozos se llenan hasta un volumen final de 200 microlitros.La columna uno se carga con búfer cinético para permitir que las puntas se equilibren y formen una señal de línea de base. La columna dos se carga con una concentración predeterminada del búfer de ligando y cinética. En este caso, FhuA es el ligando, y se añade a la concentración de 2,5 microgramos por mililitro.La punta de la fila E se utilizará como referencia y se cargará solo con búfer. La columna tres está cargada con tampón cinético para lavar el exceso de FhuA de la punta. Dos diluciones seriales dobles del analito, en este caso ColM, se cargan de arriba a abajo en la columna cuatro.La más alta de estas concentraciones se utiliza para la fila de referencia, para medir la unión no específica del analito a la punta. La columna cinco se carga con el búfer. Aquí, el ColM se disociará, y la disociación se mide.Una vez preparada la placa, la bandeja de la punta del sensor y la placa preparada se cargan en el instrumento BLI. Se abre el software de adquisición de datos BLI y se inicia un nuevo experimento cinético. La pestaña Definición de placa se utiliza para introducir el diseño de la placa de 96 pozos en el software.Aquí el ligando FhuA se introduce como la carga mientras que el analito ColM se introduce como la muestra. La pestaña Definición de ensayo se utiliza para definir la longitud de tiempo y la velocidad de rotación de la placa para cada paso del experimento. Aquí incluimos un paso de línea de base de 60 segundos, seguido de un paso de carga de 250 segundos, un segundo paso de línea base de 300 segundos, un paso de asociación de analito de 450 segundos y, finalmente, un paso de disociación de 900 segundos.Estos pasos se asignan individualmente a cada columna de la placa de 96 pozos seleccionando el paso deseado y haciendo clic con el botón derecho en Agregar ensayo en cada columna. La pestaña de asignación del sensor se utiliza para asegurarse de que el instrumento Octet está tomando pines BLI de su ubicación correcta en la bandeja del sensor. La pestaña Revisar experimento proporciona una visión general final del experimento, antes de ejecutarse.BLI ahora será llevado a cabo por el Octeto RED. Esto producirá un sensograma de datos sin procesar para su análisis. El análisis se realiza abriendo primero el software de análisis de biodatos Octet.La pestaña Selección de datos se utiliza para localizar el experimento y comprobar el resumen experimental. Las concentraciones del analito ColM se introducen aquí. A continuación, se utiliza la pestaña Procesamiento para restar la señal de referencia de los datos experimentales.La línea de base se define para alinear el eje Y como si se aplicara su tasa de desaleción. Por último, se selecciona Procesar datos. Los datos se aíslan para este experimento y se selecciona Ajustar curvas.Se elige un ajuste parcial de la curva de asociación y disociación. El Kd se calcula a partir de este accesorio. El cromatograma de exclusión de tamaño se utiliza para validar la reconstitución delambute.El cromatograma muestra un único pico simétrico, lo que sugiere una preparación de proteína monodispersa. El pico elue varios mililitros después del volumen vacío, lo que indica partículas Peptidisc solubles no agregadas. Los agregados proteicos se elurán al volumen vacío, mientras que el exceso de detergentes y péptidos se elurán después del pico principal.El aumento del lavado de los Peptidiscs formados mientras que todavía unido a las cuentas de níquel-NTA debe agotar este último pico. Los agregados proteicos son a menudo el resultado de exponer las proteínas de la memoria a la solución libre de detergente antes de la reconstitución. Este cromatograma de última exclusión es un diagnóstico útil para solucionar la reconstitución de uno.Tras el procesamiento de los datos experimentales, se ajusta una curva al sensograma. La precisión de este accesorio es esencial para el cálculo de la constante de disociación. La gráfica de vista residual describe la diferencia entre los datos experimentales y el ajuste computacional.Esto muestra que para las cuatro concentraciones de columna diferentes tres de las curvas encajan bien. Sin embargo, para la mayor concentración la curva no produce un buen ajuste. Esto sugiere que en esta concentración más alta, hay unión heterogénea de la columna al pin.Por lo tanto, esta señal de concentración más alta no se incluye en el análisis cinético según las notas de aplicación de ForteBio. Las tres curvas restantes se utilizan para el análisis cinético. Una constante de disociación entre FhuA y ColM, determinada mediante el método BLI y Peptidisc, es coherente con las constantes determinadas por otros métodos.La calorimetría isotérmica y los nanodiscos, y la termoforesis a microescala y Peptidisc arrojaron constantes de disociación no significativamente diferentes de nuestro valor determinado. Esta consistencia valida el método Peptidisc BLI para medir la cinética de interacción. Muy bien, entonces, después de ver este video, esperamos que haya obtenido una comprensión práctica de la fuerza y la advertencia de los métodos PeptiQuick.Hemos encontrado este método particularmente útil para cuantificar la interacción FhuA ColM en ausencia completa de detergentes. Y sospechamos que el mismo flujo de trabajo se puede aplicar para caracterizar cualquier otra interacción receptor-ligand. Buena suerte con tus experimentos.

peptiquick-one-step-incorporation-membrane-proteins-into-biotinylated

Research

Investigación

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

Endocitosis regulado regula los niveles de expresión de la superficie celular de la mayoría de las proteínas de la membrana. Aquí se utilizan los reactivos reducible, la membrana impermeant biotinilación para medir la tasa de endocitosis del transportador de dopamina (DAT), una proteína de membrana politópica. El método facilita un método directo para medir la tasa de endocitosis de la mayoría de las proteínas de la membrana plasmática.

Medición de proteína de la membrana de plasma tarifas endocítica por biotinilación reversible

Este video muestra una técnica que utiliza péptidos biotinilados que penetran en las células para detectar interacciones intracelulares proteína-proteína. Los péptidos que penetran en las células facilitan que el péptido conjugado entre en una célula y se una específicamente a sus proteínas que interactúan. La biotina, después de unirse a la avidina, permite la purificación del complejo de proteínas que interactúan a partir de un lisado celular.

Sonda de péptido biotinilado que penetra en las células para detectar interacciones proteína-proteína

Este video muestra un método para evaluar la internalización de proteínas diana en los astrocitos corticales de ratón utilizando biotinilación, seguida de lisis celular, extracción de proteínas basada en estreptavidina, desnaturalización y análisis de Western blot para confirmar la internalización exitosa.

Evaluación de la internalización de proteínas de superficie diana utilizando un derivado de la biotina

Proporcionamos un método para cribar simultáneamente una biblioteca de fragmentos de anticuerpos para determinar la afinidad de unión y la solubilidad citoplasmática utilizando la vía de translocación de arginina gemela de Escherichia coli, que tiene un mecanismo de control de calidad inherente para el plegamiento de proteínas intracelulares, para mostrar los fragmentos de anticuerpos en la membrana interna.

Visualización interior de la membrana bacteriana para la selección de una biblioteca de fragmentos de anticuerpos

Aquí presentamos una bicapa lipídica soportada en el contexto de una plataforma microfluídica para estudiar las interacciones proteína-fosfoinositido utilizando un método libre de etiquetas basado en la modulación del pH.

PIP-on-a-chip: un estudio sin etiquetas de las interacciones proteína-fosfoinositida

Bibliotecas de exhibición bacteriana Biopanning es una técnica probada para el descubrimiento de los reactivos de la afinidad del péptido, una alternativa robusta a los anticuerpos. El método de ordenación semi automatizado en este documento ha aerodinamizado biopanning para disminuir la ocurrencia de falsos positivos. Aquí ilustramos el proceso de pensamiento y técnicas aplicadas en evaluar a los candidatos y la minimización de análisis aguas abajo.

Biopanning semi-automatizado de bibliotecas de exhibición bacteriana péptido afinidad reactivo descubrimiento y análisis de los aislamientos que

Se trata de un protocolo para el estudio de las interacciones proteína-proteína intracelular basadas en el sistema de pull-down de biotina-avidina con la novedad de combinar secuencias de penetrar en la célula. La principal ventaja es que la secuencia de destino se incuba con las células vivas en lugar de lysates de la célula y por lo tanto las interacciones ocurrirán dentro del contexto celular.

Péptidos de penetración celular biotinilado para estudiar interacciones de proteínas intracelulares

Aquí se presentan protocolos para ensayos bioquímicos in vitro utilizando etiquetas de biotina que pueden ser ampliamente aplicables para el estudio de interacciones entre proteínas y ácidos nucleicos.

Ensayos bioquímicos in Vitro utilizando etiquetas de biotina para estudiar las interacciones entre proteínas y ácidos nucleicos

Aquí presentamos un método para seleccionar nuevas variantes de la E. coli biotin-protein ligase BirA que biotinyla un péptido objetivo específico. El protocolo describe la construcción de un plásmido para la visualización bacteriana del péptido objetivo, la generación de una biblioteca BirA, la selección y caracterización de variantes BirA.

Pantalla de péptido sinábicos para la selección de nuevas enzimas biotinylantantes

Anteriormente se desarrolló un sistema para el análisis automatizado y rápido de glicanos en proteínas. Este artículo presenta el protocolo para el "análisis glicocualitativo", optimizado para un amplio espectro de usuarios, como los que se dedican al análisis de estructuras de glicanos en biofarmacéuticos y otros materiales glicoconjugados.

Evaluación glicocualitativa rápida de proteínas recombinantes mediante un sistema totalmente automatizado

El protocolo presenta un método para la unión covalente in vivo de biotina a proteínas basado en su proximidad a una biotina ligasa fusionada con una proteína de interés. Esta modificación permite un enriquecimiento selectivo de las proteínas utilizando perlas de estreptavidina según sea necesario en los estudios de interacción de proteínas.

In vivo Biotinilación de proximidad para estudios de interacción de proteínas en Paramecium tetraurelia

Aprende a purificar y reconstituir proteínas de membrana usando tecnología Peptidisc sin detergentes. Este método facilita el análisis de interacciones proteína-ligando mediante interferometría de biolayer en tiempo real.

PeptiQuick, una incorporación de un solo paso de proteínas de membrana en peptidiscos biotinylados para ensayos de unión a proteínas optimizadas (Video) | JoVE Journal

PeptiQuick, una incorporación de un solo paso de proteínas de membrana en peptidiscos biotinylados para ensayos de unión a proteínas optimizadas

Explorar más videos