Summary
Neovascularization del diafragma, una complicación común de la enfermedad de retina isquémica, puede llevar a glaucoma neovascular avistar-que amenaza. Aquí, describimos un protocolo murino para inducir neovascularización de iris experimental que puede utilizarse para la evaluación no invasiva de las sustancias de modulación de angiogénesis.
Abstract
Describimos un modelo del neovascularization del diafragma inducida por la punción como un modelo general para la evaluación no invasiva de la angiogénesis. El modelo también es relevante para dirigidos a glaucoma neovascular, una complicación peligrosa para la vista de la retinopatía diabética. Este método se basa en la inducción de la respuesta vascular del iris por una serie de pinchazos uveales autoadhesivos en ratones BALB/c y se aprovecha de la maduración postparto de vasculatura ocular de ratón. Crías de ratón son sometidos a pinchazos uveales de día postnatal 12.5, cuando los cachorros abran los ojos, naturalmente hasta día postnatal 24.5. Debido a la transparencia de la córnea, vasculatura iris puede analizarse fácilmente a través del tiempo por métodos no invasivos en vivo . Además, el diafragma semitransparente de ratones BALB/c puede ser flatmounted para el análisis detallado immunohistologic con tinción de fondo inespecífica mínimo. En este modelo, la angiogénesis es impulsada principalmente por las inflamatorias y sistemas de activación del plasminógeno. El modelo inducida por punción es el primero en inducir neovascularización de iris en pequeños roedores y tiene la ventaja de permitir la directa no invasiva en vivo análisis del proceso angiogénico. Por otra parte, el modelo puede combinarse con sustancias modulación angiogenic, que destaca su potencial en el estudio de la angiogénesis con perspectiva en vivo .
Introduction
El iris, junto con el cuerpo ciliar y la coroides, compone de la úvea, que es el tejido más vascularizado del ojo. Vasculatura del diafragma es esencial para mantener la homeostasis en la cámara anterior del ojo. Como resultado de abundantes conexiones anastomóticas entre arterias y venas, los vasos sanguíneos de iris proporcionan nutrientes y suministro de oxígeno no sólo el diafragma sí mismo, sino a todo segmento anterior del ojo1.
La formación de nuevos vasos sanguíneos, o angiogénesis de las ya existentes, es fundamental en los procesos fisiológicos, tales como desarrollo y2de cicatrización. Angiogénesis está finamente reglamentada por multitud de factores canónicos, como factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF) y el inhibidor del activador del plasminógeno (PAI), así como múltiples factores inflamatorios, y un desequilibrio de estos factores puede llevar a patológica 3de la angiogénesis.
En el ojo, la neovascularización es la causa de enfermedades peligrosas para la vista, como la retinopatía diabética proliferativa (PDR) y el glaucoma neovascular (GNV). En estas enfermedades oculares, la neovascularización focal se encuentra comúnmente en los tejidos de la retinales, sin embargo, el desequilibrio en inflamatorias y factores angiogénicos en ambas las posteriores y anteriores oculares cámaras del ojo se ha asociado con rubeosis iridiana, la término clínico para iris neoangiogenesis patológica4. Estas patologías indican la capacidad del diafragma adulto a angiogénesis. En ratones, vasculatura ocular es inmaduro después del nacimiento y maduración postparto. Esta peculiaridad del desarrollo se explota en el modelo de ratón de la retinopatía inducida por el oxígeno, un modelo que imita muy de cerca la condición clínica de retinopatía de la prematuridad5. Además, Angiogénesis e inflamación juegan un papel fundamental en los mecanismos6de heridas y cicatrización se ha asociado con angiogénesis modelos7.
En este estudio, describimos un modelo del neovascularization del diafragma inducida por la punción. Uveales punciones se realizan cerca del límite exterior del limbus, que inducen neovascularización del iris mediante la activación del sistema de cicatrización. Debido a la transparencia de la córnea, vasculatura del iris puede ser analizado fácilmente en vivo por métodos no invasivos. Pinchado los ojos presentan un aumento del lecho vascular en el iris, que se ha asociado con un aumento de la activación de plasminógeno y marcadores inflamatorios8. El modelo presentado tiene un gran potencial como una nueva herramienta para estudiar la angiogenesis y angiogénicos compuestos de detección y permite la visualización directa en vivo de los procesos angiogénicos.
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Protocol
Crías de ratón BALB/c de ambos sexos fueron utilizados con arreglo a la declaración para el uso de animales en oftalmológica y la investigación de visión, y los protocolos fueron aprobados por la Comisión de Estocolmo para la investigación Animal ético. Ratones fueron alojados en literas, junto con la madre de la enfermería, con un ciclo de día/noche 12 h, libre acceso al alimento y agua y supervisados diariamente.
Nota: Para el procedimiento quirúrgico, los ratones se mantuvieron bajo anestesia con isoflurano volátil. Ungüentos oculares son recomendables durante los procedimientos oculares, ya que podrían interferir con los tratamientos y sustancias utilizadas. Si es necesario, para evitar el ojo seco, una gota de solución salina normal estéril puede ser aplicada. Aunque los pinchazos uveales son auto-sanación, fue procurar durante punciones uveales esterilidad con instrumentos quirúrgicos. Tratamiento post quirúrgico incluye la hidratación con solución salina normal por vía subcutánea y analgesia con la administración ocular tópica de clorhidrato de tetracaína. Los cachorros se les permitiera recuperar a recumbency esternal en un cojín de calefacción antes de ser devuelto a la madre de la enfermería, en una jaula limpia. Camadas se mantuvieron con la misma madre de la enfermería para evitar el estrés.
1. anestesia
- Preparar la cámara de inducción de anestesia, para administrar anestésico isoflurano y garantizar que también se acopla una máscara de ratón pequeño.
Nota: Realizar experimentos de todo animales de acuerdo con todos los permisos éticos aplicables. - Rellenar previamente la cámara de inducción con 3-4% de isoflurano volátiles en aire atmosférico.
Nota: Diferentes sustancias anestésicas que isoflurano pueden utilizarse, según permisos de éticas. Procedimientos anestésicos volátiles deben llevarse en una campana ventilada de banco o humo. - Lugar un postnatal (P) 12.5 días de edad BALB/c ratón cachorro en la cámara de inducción. Confirmar que el aparato de anestesia está listo para entregar isoflurano a la cámara de inducción.
Nota: Crías de ratón son frágiles y mejor manejada por el pescuezo. Mantener los cachorros juntos como una basura o con la madre para evitar el estrés. - Deje que el cachorro ser completamente anestesiada.
- Suavemente, levante el cachorro de ratón por el pescuezo.
Nota: Mantenga la cámara de inducción, cerrada en todo momento para la inducción segura y estable. - Transferir el ratón a la máscara de roedor. Asegúrese de cambiar el flujo anestésico de la cámara de inducción a la máscara al mover el ratón.
- Realizar un pellizco del dedo del pie para confirmar la anestesia.
2. Perfore el procedimiento bajo estereoscopio quirúrgica
- Coloque el ratón en la posición lateral recumbency. Confirmar que la máscara está bien posicionada por lo que es el ojo de ratón en el campo de visión del estereoscopio.
- Suavemente gire la cabeza del ratón por lo que el ojo es hacia arriba hacia el estereoscopio.
Nota: Enfoque claro del ojo debe lograrse bajo el estereoscopio. Para la colocación, se recomienda un aumento de 16 X, mientras que 40 X debe ser utilizado para realizar el procedimiento quirúrgico. Si lo permiten permisos éticos, recorte la punta de los bigotes puede facilitar la visualización del ojo. - Cuidadosamente usando pinzas atar pequeñas, sobresalen ojo del cachorro aplicando presión hacia abajo a los párpados dorsales y ventrales al ojo.
- Mantenga una mano suave pero firme de párpado del cachorro, con pinzas pequeñas.
Nota: Se recomienda para realizar la protrusión ocular y tapa sujetando con la mano no dominante, como la mano dominante debe realizar el procedimiento de punción. - Usa el Estereoscopio para situar el limbo corneal. Limbo de albinos BALB/c puede identificarse fácilmente por el plexo vascular circular posterior a la córnea.
- Con una aguja biselada de 0.25 mm diámetro (30 G), realizar una pequeña punción uveal, cerca del límite limbal posterior de la uvea. Utilice sólo la punta de la aguja, y no más de la mitad del bisel (equivalente a 0.5 mm), perfore la úvea. Si se ejecuta correctamente, las punciones uveales son autosellantes, pero la inyección intraocular de sustancias de estudio puede ser administrada a través de la misma herida de punción.
Nota: Si experimenta con anatomía ocular de ratón, la puntura uveal se ejecuta entre el cuerpo ciliar y la ora serrata. Debe tener cuidado al realizar la punción uveal para evitar la ruptura de la lente. - Realizar la segunda punción uveal en el sitio opuesto del ojo desde el primer sitio de la punción. Optimizar la distancia y la posición de las perforaciones; considerar 12 y 6:00 pinchazos, con 12:00 siendo como dorsal como sea posible.
- Repita el procedimiento de úvea pinchazos cada cuatro días hasta P24.5. Antes de cada punción uveal sucesiva, monitorear estado animal prestando especial atención a la presencia de catarata traumática debido a daño de la lente durante la punción uveal, o evidente presión ocular disminuida. Objetivo para la realización de punciones repetidas en la misma posición como punciones anteriores para efectos óptimos.
3. no invasiva in Vivo monitoreo
- Antes de la punción o inyecciones cada día experimental, anestesiar el ratón como se realizó anteriormente.
- Con el ratón en la posición lateral recumbency, sobresalen suavemente el ojo.
- Centrarse en la vasculatura del iris con el estereoscopio quirúrgico.
- Tomar una foto de la vascularización del iris con una cámara para el estereoscopio quirúrgico.
Nota: Aunque no es necesario, inductora de la meiosis puede ser útil para normalizar la zona de iris por animal. Considerar éticos permisos al seleccionar a un agente de inducción de la meiosis. Atención cuidadosa de la vascularización del iris más facilitará análisis cuantitativo. Se recomienda una magnitud de 40 X.
4. postoperatorio cuidado
- Quitar la cría de ratones BALB/c de la máscara de roedor y suavemente la transferencia a una almohadilla de calefacción con una estera quirúrgica.
- Aplicar una gota de solución de tetracaína 1% en ojos pinchados.
Nota: Otras soluciones analgésicas pueden utilizarse, según permisos de éticas. - Hidratar el animal con una inyección subcutánea de 200 μL de solución salina normal estéril.
- Regresar el cachorro a la madre en una jaula del ratón limpio.
- Supervisar el proceso de recuperación. El cachorro debe poder deambulate y volver a la camada.
5. ojo enucleación
- Eutanasia a los animales por dislocación cervical. Realizar enucleación y disección bajo un estereoscopio para mejor visualización del procedimiento.
Nota: Pueden utilizar procedimientos diferentes de la eutanasia. Se recomienda apegarse estrictamente a la ética permite. - Separe los párpados para mejorar la exposición a la vista.
- Hacer una pequeña incisión (aproximadamente 0,5 cm) cerca del canto de las tapas del ojo con curva tijeras de ojo de Bonn.
- Utilizar el espacio expuesto periocular para insertar micro pinzas ATA detrás (bajo) el globo en la órbita.
- Agarra el tejido que rodea el ojo y tire suavemente hacia arriba. Evitar la explotación en el globo ocular, utilizar más los tejidos circundantes a la cuenca del ojo.
- Inserte las tijeras de ojo Bonn curva detrás del globo ocular en la órbita.
- Corte a través de los tejidos circundantes hasta que el ojo se libera de la toma.
Nota: Esta técnica de disección mantiene la anatomía del ojo y beneficia el análisis subsecuente. - Proceder a la remoción de tejido extraño del ojo. La eliminación de tejido extraño puede realizarse después de la fijación, si se prefiere.
Nota: Ratones BALB/c son melanina deficiente, por lo tanto, para aumentar el contraste, un fondo oscuro se recomienda para facilitar el procedimiento de disección. - Brevemente enjuague el ojo todo en una placa Petri se llena con solución salina estéril tamponada con fosfato (PBS).
- Transferir el ojo a un tubo de 2 mL que contiene 1,5 mL de solución tamponada de formalina al 4%.
- Fijar los ojos durante 6 h a temperatura ambiente.
Nota: La fijación confiere la rigidez de los tejidos y facilita la disección del iris. Tiempo de fijación debe ser probada y ajustada para diferentes aplicaciones.
6. Iris procedimiento de disección bajo estereoscopio
- Retire la solución de fijación del tubo con una pipeta Pasteur plástica de 1,5 mL (o similar) y enjuague el ojo tres veces con PBS fresco.
- Coloque el ojo fijo en una superficie lisa (soporte de disección) con la cámara anterior hacia arriba.
- Con una aguja de 30 G biselado, realizar un punto de entrada posterior al limbus.
- Sostiene el segmento anterior con pequeñas pinzas para atar, inserte una punta de tijeras rectas Clayman Vannas la apertura previamente creada.
Nota: Se recomienda controlar el fórceps con la mano no dominante y la tijera con el dominante. - Mientras gira el ojo con las pinzas para atar, cortar alrededor del limbus para quitar el segmento posterior del ojo.
Nota: Realizar cortes parciales permitirá el interior punta de las tijeras para seguir en el tejido y en gran manera facilita el proceso. - La posición del segmento anterior hacia abajo, exponiendo la lente.
- Retire con cuidado el lente agarrando con pinzas pequeñas y tirando hacia arriba.
Nota: Puede utilizarse una aguja biselada para pinchar y tire de la lente. - Posición del segmento anterior con la córnea hacia abajo y el corte perpendicular al campo de visión.
- Agarra suavemente el tejido posterior al cuerpo ciliar con las pinzas pequeñas de atar.
- Con unas tijeras rectas Clayman Gill-Vannas, proceder a recortar justo anterior del cuerpo ciliar para quitar la malla trabecular y aislar el iris. Confirmar que se ha quitado la malla trabecular; el diafragma debe moverse dentro de la córnea.
- Transferir cuidadosamente el ocular anterior con las pinzas pequeñas de atar, sosteniendo la córnea a una placa de 96 pocillos que contienen 200 μL de PBS.
- Continúe sosteniendo la córnea en el pozo y diseccionar el iris mediante lavado con PBS con una pipeta.
Nota: Si el iris sigue siendo adherente a la córnea, algunas red trabecular puede ser presente y el bisel de una aguja de 30 G se puede utilizar para ayudar a desplazar el diafragma. - Saque la córnea 96-bien con las pinzas pequeñas de atar y mantener el iris aislado en el pozo para su posterior análisis.
- Conservar muestras de diafragma flotante a 4 ° C.
Nota: A pesar de ser fijos, no se recomienda almacenamiento a largo plazo de las muestras de diafragma flotante.
7. posibles lecturas experimentales
- Para visualizar los vasos sanguíneos en el iris disecadas, utilizar immunohistochemistry de montaje conjunto flotante coloración métodos para marcadores como molécula de adhesión de células endoteliales plaquetas (PECAM) -1 o proteína B4. Como alternativa, utilizar perfusión de cuerpo entero con manchas vasculares, tales como dextranos marcados con fluorescente de alto peso molecular.
- Utilizar en vivo imágenes no invasivas para realizar en silico plana-montaje y cuantificar vasculatura iris completo con software de imagen apropiado.
Nota: Puede cuantificarse vasculatura, tanto en vivo como en vitro, utilizando densitometría o con vasculatura análisis software9. - Proceso del globo ocular entero para ácidos nucleicos y extracción de proteínas, seguida por métodos de PCR o inmunotransferencia, para llevar a cabo el análisis molecular de los ojos pinchados.
Nota: El análisis Molecular de los tejidos se realiza mejor con el tejido no fijado, pero disección de iris no fijos es extremadamente difícil, y el uso del ojo entero ha rendido resultados estadísticamente significativos en anteriores estudios8.
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Representative Results
Crías de ratón BALB/c de Albino en P12.5 fueron sometidos a pinchazos uveales, repetidos cada cuarto día (día experimental 0, 4, 8, 12), hasta P24.5. En P27.5, ratones fueron sacrificados e iris cuidadosamente disecado (experimental día 15). Fotos de ojos de ratón fueron tomadas con una cámara adherida a un estereoscopio quirúrgico antes de cada serie de punción cada día experimental para evaluar la evaluación no invasiva de la respuesta vascular del iris. Uveales pinchazos inducen una respuesta vascular del iris mediante la activación de la cicatrización del sistema (figura 1). Debido a la transparencia de la córnea y los ratones BALB/c deficiencia de melanina, iris mayor vasculatura es fácilmente visible de día experimental 4 (P16.5) y se intensifica a lo largo de la duración del protocolo. Imágenes de inmunohistoquímica de PECAM-1 indican un aumento en la vasculatura general en iris de los ojos pinchados en comparación con controles (figura 2).
Figura 1: monitorización no invasiva de la angiogénesis inducida por la punción iris. Imágenes representativas del día 0, 4, 8, 12 y 15 de control y los ojos pinchados. Respuesta vascular del iris es evidente desde el día 4 en los ojos pinchados. Barra de escala = 1 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: respuesta vascular Iris inducida por la punción ojos. Imágenes ilustrativas de PECAM-1 coloración de 15 iris día, muestra como vista y magnifica área (cuadrado), de control y pincha los ojos. Barra de escala = 400 μm (arriba); 200 μm (abajo). Tenga en cuenta el aumento de ramas vasculares en iris perforado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En el presente Protocolo, se presenta un método novedoso para la inducción de la respuesta vascular del iris por punción uveal. La punción desencadena mecanismos curativos de la herida y promueve las respuestas vasculares en el iris10,11. Esto está de acuerdo con las patologías oculares, como el PDR y NVG, donde culminan angiogénicos exacerbado las respuestas de la retina en el segmento posterior del ojo en la condición clínica de rubeosis iridiana, una mayor vascularización del iris12 ,13.
La córnea es avascular y posee una estructura peculiar de colágeno resultando en transparencia. En consonancia con esto, la angiografía del segmento anterior del ojo para la visualización de la vasculatura del iris es alcanzable por la visualización directa de los vasos sanguíneos de iris con en vivo métodos no invasivos13,14. Modelos animales anteriores del neovascularization del diafragma se basó en los animales de ojos grandes donde complejas intervenciones quirúrgicas fueron realizadas15,16,17, o por la inyección intraocular de sustancias angiogénicas específicas 18 , 19. en este método, el uso de ratones BALB/c deficientes del pigmento permite la observación directa del iris vasculatura en vivoy permite la cuantificación no invasiva de la neovascularización del iris en los ratones, así proporcionando una nueva herramienta para estudiar en vivo angiogénesis.
Además, el método presentado para la disección iris de ratón permite análisis del neovascularization del diafragma inducida por la punción con marcadores específicos vasculares. Aquí, iris vasos illustratively fueron teñidos con anticuerpos PECAM-1 y visualizados por microscopía de fluorescencia. Protocolos de immunostaining flotante, montaje de conjunto son fácilmente obtenidos y bastante rutinario. Además, los métodos de perfusión de los vasos sanguíneos se pueden realizar en este modelo. Vascular tinción específica convocatoria de evaluación de la estructura de los vasos sanguíneos del iris y, por tanto, la cuantificación, por usuario o software de análisis, de la occidentalización de iris9. Como se describió anteriormente8,20, la ilustración de la occidentalización de iris se evaluó en el día 15 post-puncture-inducción. Sin embargo, efectos sobre la vascularización del iris pueden observarse tan pronto como el día 4 post-puncture-inducción, lo que sugiere que la evaluación del modelo de neovascularización de iris inducida por la punción podría llevarse a cabo en diferentes puntos temporales, basados en específicos requisitos experimentales.
Cabe afirmar que este protocolo presenta algunos desafíos, particularmente relacionadas con el tamaño de un ojos de ratones con respecto a otro modelo animal. Debe tener mucho cuidado mientras se ejecuta el procedimiento de punción uveal, para evitar toques de lente o daño al ojo. Observación de la condición ocular es paramount y viendo las cataratas experimentales relacionadas con los animales o caída en la presión ocular debe ser excluida y sacrificado apropiadamente. Iris del ratón es sumamente frágil y algo pegajoso. Adecuada disección y aislamiento del tejido presenta un paso crítico para el protocolo. Una correcta separación de la malla trabecular es necesaria para el desplazamiento del diafragma de la cámara anterior. Además, debido a la fragilidad, aislamiento del iris requiere de fijación del tejido, lo cual perjudica el análisis molecular aguas abajo. Sin embargo, un análisis molecular de un conjunto-ojo no fijado se ha aplicado con éxito al método presentado8.
En Resumen, el protocolo descrito presenta un modelo de ratón de neovascularización de iris novela inducida por la punción. Este modelo tiene la ventaja de que en vivo no invasiva la visualización directa de la angiogénesis. Además, el uso de pequeños roedores representa el modelo presentado atractivo para estudios de rubeosis iridiana, ya que evita el uso de animales de ojos grandes y acompañado de restricción ética. Además, el procedimiento puede combinarse con la inyección de sustancias pro - o anti-angiogénica a través de la puntura autosellante, mejorando su utilidad como un nuevo modelo de angiogénesis en vivo .
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores agradecen a Linnea Tankred y Diana Rydholm para la ganadería.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bonn eye scissors | Bausch & Lomb | 23060 | |
| Clayman-Vannas curved scissors | Bausch & Lomb | E3383 C | |
| Clayman-Vannas straight scissors | Bausch & Lomb | E3383 S | |
| Objective adapter for camera | Handcrafted | N/A | Or any system that allows adapting a camera to the microscope |
| Heating Pad 100-110 watts | Non Applicable | N/A | Available in pet/veterinarian stores |
| Hypodermic 30g beveled needle | KDM GmBH germany | 911914 | |
| Iphone 4S | Apple | Non Applicable | Or other high resolution image acquistion device |
| Isoflurane | Baxter | KDG 9623 | |
| McPherson tying forceps | Bausch & Lomb | E1815 S | |
| Micro tying forceps | Bausch & Lomb | 63140 | |
| Minims tetracaine hydrochloride | Bausch & Lomb | N/A | 1 % (w/v) Eye Drops |
| Neutral-buffered formalin | Bioreagens | 0018-40 | |
| Normal saline solution | Fresenius Kabi | 210352 | 0.9 % (w/v) NaCl in injectable water |
| Phosphate-buffered saline | ThermoFisher Scientific | 10010023 | Balanced and buffered PBS pH 7.4 |
| Petri dish 10 cm | Starstedt | 83.3902 | |
| Petri dish 3 cm | Starstedt | 83.3900 | |
| Safe Seal Tube 2.0 mL | Starstedt | 72.685.200 | Or any eppendorf style tubes |
| TC plate 96-well | Starstedt | 83.3924 | |
| Transfer pipette 3.5 mL | Starstedt | 86.1171 | Or any other Pasteur pipette style |
| Univentor 400 anesthesia unit | Univentor Limited | N/A | Or equivalent flow regulator with induction chamber and mask for volatile anesthesia |
| Wild M650 surgical microscope | Wild Heerbrugg | N/A | Or other surgical or magnifying stereoscope |
References
- Morrison, J. C., Van Buskirk, E. M. Anterior collateral circulation in the primate eye. Ophthalmology. 90 (6), 707-715 (1983).
- Dreyfuss, J. L., Giordano, R. J., Regatieri, C. V. Ocular Angiogenesis. J Ophthalmol. 2015, 892043 (2015).
- Breuss, J. M., Uhrin, P. VEGF-initiated angiogenesis and the uPA/uPAR system. Cell Adh Migr. 6 (6), 535-615 (2012).
- Rodrigues, G. B., et al.
- Stahl, A., et al. The mouse retina as an angiogenesis model. Invest Ophth Vis Sci. 51 (6), 2813-2826 (2010).
- DiPietro, L. A. Angiogenesis and wound repair: when enough is enough. J Leukocy Biol. 100 (5), 979-984 (2016).
- Eming, S., Brachvogel, B., Odorisio, T., Koch, M. Regulation of angiogenesis: Wound healing as a model. Prog Histochem Cytoc. 42 (3), 115-170 (2007).
- Beaujean, O., Locri, F., Aronsson, M., Kvanta, A., André, H. A novel in vivo model of puncture-induced iris neovascularization. PloS One. 12 (6), e0180235 (2017).
- Zudaire, E., Gambardella, L., Kurcz, C., Vermeren, S. A Computational Tool for Quantitative Analysis of Vascular Networks. PloS One. 6 (11), (2011).
- Dorrell, M., Uusitalo-Jarvinen, H., Aguilar, E., Friedlander, M. Ocular neovascularization: basic mechanisms and therapeutic advances. Surv Ophthalmol. 52 Suppl 1, S3-S19 (2007).
- Kvanta, A. Ocular angiogenesis: the role of growth factors. Acta Ophthalmol. 84 (3), 282-288 (2006).
- Salman, A. G. Intrasilicone Bevacizumab Injection for Iris Neovascularization after Vitrectomy for Proliferative Diabetic Retinopathy. Ophthalmic Res. 49 (1), 20-24 (2013).
- Jeong, Y. C., Hwang, Y. H. Etiology and Features of Eyes with Rubeosis Iridis among Korean Patients: A Population-Based Single Center Study. PloS One. 11 (8), e0160662 (2016).
- Speier, S., Nyqvist, D., Köhler, M., Caicedo, A., Leibiger, I. B., Berggren, P. -O. Noninvasive high-resolution in vivo imaging of cell biology in the anterior chamber of the mouse eye. Nat Protoc. 3 (8), 1278-1286 (2008).
- Stefansson, E., Landers, M. B., Wolbarsht, M. L., Klintworth, G. K. Neovascularization of the Iris - an Experimental-Model in Cats. Invest Ophth Vis Sci. 25 (3), 361-364 (1984).
- Nork, T. M., Tso, M., Duvall, J., Hayreh, S. S. Cellular Mechanisms of Iris Neovascularization Secondary to Retinal Vein Occlusion. Arch Ophthalmol-Chic. 107 (4), 581-586 (1989).
- Hjelmeland, L. M., Stewart, M. W., Li, J. W., Toth, C. A., Burns, M. S., Landers, M. B. An Experimental-Model of Ectropion Uveae and Iris Neovascularization in the Cat. Invest Ophth Vis Sci. 33 (5), 1796-1803 (1992).
- Tolentino, M. J., Miller, J. W., Gragoudas, E. S., Chatzistefanou, K., Ferrara, N., Adamis, A. P. Vascular endothelial growth factor is sufficient to produce iris neovascularization and neovascular glaucoma in a nonhuman primate. Arch Ophthalmol-Chic. 114 (8), 964-970 (1996).
- Paula, J. S., et al. Rabbit Rubeosis Iridis Induced by Intravitreal Latex-derived Angiogenic Fraction. Curr Eye Res. 36 (9), 857-859 (2011).
- Takei, A., Ekström, M., et al. Gene Transfer of Prolyl Hydroxylase Domain 2 Inhibits Hypoxia-inducible Angiogenesis in a Model of Choroidal Neovascularization. Sci Rep. 7, 42546 (2017).
