Summary
We beschrijven een steriel pericarditismodel bij minivarkens om atriale myopathie en atriale fibrillatie (AF) te bestuderen. We presenteren chirurgische en anesthesietechnieken, strategieën voor vasculaire toegang en een protocol om de induceerbaarheid van AF te bestuderen.
Abstract
Boezemfibrilleren (AF) is de meest voorkomende aritmie veroorzaakt door structurele remodellering van de boezems, ook wel atriale myopathie genoemd. De huidige therapieën richten zich alleen op de elektrische afwijkingen en niet op de onderliggende atriale myopathie. Voor de ontwikkeling van nieuwe therapieën is een reproduceerbaar groot diermodel van atriale myopathie noodzakelijk. Dit artikel presenteert een model van steriele pericarditis-geïnduceerde atriale myopathie bij Aachener minivarkens. Steriele pericarditis werd geïnduceerd door steriel talk te spuiten en een laag steriel gaas over het atriale epicardiale oppervlak achter te laten. Dit leidde tot ontsteking en fibrose, twee cruciale componenten van de pathofysiologie van atriale myopathie, waardoor de boezems vatbaar werden voor de inductie van AF. Twee pacemaker-elektroden werden epicardiaal op elk atrium geplaatst en verbonden met twee pacemakers van verschillende fabrikanten. Deze strategie maakte herhaalde niet-invasieve atriale geprogrammeerde stimulatie mogelijk om de induceerbaarheid van AF op bepaalde tijdstippen na de operatie te bepalen. Verschillende protocollen om de af-induceerbaarheid te testen werden gebruikt. De voordelen van dit model zijn de klinische relevantie, met AF-induceerbaarheid en de snelle inductie van ontsteking en fibrose - beide aanwezig in atriale myopathie - en de reproduceerbaarheid ervan. Het model zal nuttig zijn bij de ontwikkeling van nieuwe therapieën gericht op atriale myopathie en AF.
Introduction
Atriumfibrilleren (AF) is de meest voorkomende hartritmestoornis, wat leidt tot aanzienlijke morbiditeit, mortaliteit en zorgkosten1. In veel gevallen is AF slechts het elektrische symptoom van de onderliggende atriale myopathie, die wordt gedefinieerd door structurele, elektrische, autonome en contractiele remodellering van de boezems. Deze atriale myopathie kan leiden tot AF en beroerte 2,3. De meeste therapieën richten zich alleen op de elektrische remodellering, maar richten zich niet op de onderliggende structurele veranderingen in de boezems (ontsteking en fibrose)4,5,6,7. Dit is waarschijnlijk een van de redenen waarom de huidige therapieën slechts marginaal effectief zijn, vooral bij meer geavanceerde atriale myopathie8.
Een reproduceerbaar diermodel is cruciaal om de ontsteking en fibrose die aanwezig zijn bij atriale myopathie aan te pakken. Atriale tachypacing modellen zijn ontwikkeld bij verschillende grote diersoorten 9,10,11,12. In deze modellen wordt het atriale weefsel gedurende lange perioden continu getemporiseerd om elektrische en uiteindelijk structurele veranderingen te induceren. De belangrijkste nadelen van tachypacing-modellen zijn de lange duur voordat structurele tekenen van atriale myopathie verschijnen en hun relevantie alleen voor klinische syndromen waarbij elektrische afwijkingen zich ontwikkelen vóór de atriale myopathie. Een theoretisch risico is pacing-lead falen als gevolg van fibrose tijdens lange follow-up9.
In modellen van steriele pericarditis wordt steriel talk over het epicardiale oppervlak van de boezems gespoten om een acute ontstekings- en fibrotische reactie te induceren, resulterend in atriale myopathie13,14. Varkens hebben een cardiale anatomie en fysiologie die vergelijkbaar is met die van mensen, en daarom hebben varkensmodellen een hoge translationele relevantie. De voordelen van het gebruik van minivarkens zijn dat ze gemakkelijker te hanteren zijn vanwege hun kleinere formaat dan conventionele varkensstammen en gedurende een lange periode kunnen worden onderhouden zonder een significante toename van het lichaamsgewicht10. Al deze redenen maken steriele pericarditis bij minivarkens een uitstekend model voor het onderzoek naar atriale myopathie en fibrillatie. Dit protocol en deze video zijn bedoeld om de installatie van dit model in verschillende onderzoeksfaciliteiten te vergemakkelijken en protocollen te standaardiseren om de induceerbaarheid van AF te bestuderen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dit protocol is goedgekeurd door de Ethische Commissie Dierproeven van de Universiteit Antwerpen (zaaknummer 2019-29) en volgt de richtlijnen voor dierverzorging van de Universiteit Antwerpen. Zeventien 6 maanden oude Aachener minivarkens (mannelijk, gecastreerd) met een gewicht van ~ 20 kg werden geselecteerd voor deze studie.
1. Medicatie en anesthesie
- Premedicatie
- Zorg ervoor dat de varkens 12 uur vasten, maar met onbeperkte toegang tot water.
- Dien voor sedatie het volgende toe in één intramusculaire injectie: atropine 0,05 mg/kg, ketamine 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
- Bepaal het exacte gewicht van het varken nadat het het bewustzijn heeft verloren (ongeveer 10 minuten na de dosis). Transporteer het varken naar de operatiekamer.
- Plaats het varken op een verwarmingskussen.
- Pas ECG-bewaking, pulsoximeter toe en voer een eerste thermometrie uit.
- Breng een katheter over de naald (22 G) in de marginale oorader of de uitwendige sapheneuze ader.
- Anesthesie
- Voor de inductie van anesthesie, dien een bolus van propofol (1-4 mg / kg IV) toe voordat u met intubatie begint. Als oppervlakkige anesthesie wordt opgemerkt, dien dan een extra bolus van midazolam 0,2 mg / kg IV toe en ga na ~ 5 minuten over tot de intubatie.
- Intubatie
- Plaats het varken in buikligging.
- Vraag een assistent om de mond van het dier open te houden met behulp van twee draagdoeken en/of een mondverspreider. Spuit 1 ml (10 mg) lidocaïne in het strottenhoofd met een naaldloze spuit van 2 ml, wacht op 30-60 s om het strottenhoofd ongevoelig te maken en ga dan verder.
- Plaats een endotracheale buis (ETT) met een inwendige diameter van 6,5 mm met behulp van een laryngoscoop. Gebruik een laryngoscoop om te visualiseren, verplaats de epiglottis van het zachte gehemelte en plaats een stylet in de ETT voor betere manipulatie.
OPMERKING: De mond van het varken kan niet wijd worden geopend en de afstand van de neuspunt tot het strottenhoofd is lang. Daarom is de visualisatie van de rima glottis beperkt. Vandaar dat de ETT en de stylet helpen bij visualisatie.
- Geef bij het aansluiten van de beademingsmachine indien nodig aanvullende medicatie: midazolam 0,5 mg/kg IV en/of alfentanil 30 μg/kg IV.
- Gebruik de volgende ventilatorinstellingen: volumeregeling ventilatie (VCV) met een vooraf ingesteld getijdenvolume van 10 ml/kg, wat leidt tot een piekinspiratoire druk (PIP) van 11-15 cmH20, een positieve eind-expiratoire druk PEEP van 2-5 cmH20; ademhalingsfrequentie: 12-16 Brpm om eindgetijden-CO2 (ETCO2) tussen 35-45 mmHg te houden; FiO2: 50% (te verminderen bij verzadiging 100%); sevofluraan 2,5%.
- Gebruik voor analgesie alfentanil 0,5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
- Dien een bolus van 10 ml/kg plasmalyt 3-5 ml toe· (kg·h) -1 gedurende 10-20 minuten om hypotensie als gevolg van hypovolemie te corrigeren.
- Dien 1 g cefazoline IV toe. Dien voor elke 2 uur van de operatie een extra 500 mg cefazoline IV toe.
OPMERKING: Voor een overzicht van de noodmedicatie die u in de operatiekamer bij de hand moet hebben, zie tabel 1. Urineblaaskatheterisatie is moeilijk bij mannelijke varkens en is over het algemeen niet nodig voor deze procedure. - Scheer het thoracale en nekgebied van het dier.
- Breng dierenartszalf aan op de ogen om droogheid en oogirritatie tijdens de anesthesie te voorkomen.
- Monitor continu de vitale parameters. Controleer de diepte van de anesthesie ten minste elke 10 minuten door te beoordelen of de kaaktonus ontspannen is, de palpebrale reflex afwezig is, de ogen worden gedraaid en er geen gedragssignalen van excitatie zijn. Controleer de kleur van het slijmvlies en de capillaire navultijd om de weefselperfusie te evalueren. Leg alle gegevens, samen met alle toegediende medicatie, vast in een individuele anesthesiegrafiek.
- Plaatsing van de arteriële lijn
- Bereid het drukgeleidende systeem voor. Voeg 5000 IE heparine toe aan een infuuszak van 500 ml van 0,9% NaCl.
- Breng het dier terug in rugligging. Strek het been en lokaliseer de dijbeenslagader met behulp van echografie met de vasculaire sonde in carotisomgeving. Desinfecteer de inguinale zone met chloorhexidine. Gebruik umonium voor sterilisatie van de ultrasone sonde (of gebruik een steriele transducerhoes) en gebruik steriele handschoenen om antiseptische techniek te garanderen.
- Prik de dijbeenslagader met behulp van ultrasone begeleiding. Plaats een 3 Fr schede met behulp van de Seldinger techniek.
OPMERKING: Vanwege de kleine diameter van de dijbeenslagader kan het nuttig zijn om een assistent de geleidingsdraad door de naald te laten steken. Alleen al de actie van het optillen van de ultrasone sonde kan de naaldpunt ontwrichten. - Fixeer de schede met een hechting. Sluit de mantel aan op de transducer en spoel door. Controleer de arteriële bloeddruk in realtime.
2. Chirurgie
- Voorbereiding
- Zorg ervoor dat het dier in een stabiele positie ligt. Plaats voor extra stabiliteit voorgewarmde IV-zakken in een paraspinale positie om het dier te ondersteunen.
- Plaats de aardingsplaat van de elektrocauterisatie onder het dier. Gebruik een kleine hoeveelheid ultrasone gel om een goed contact met de huid te garanderen.
- Huidpreparaat: scheer het dier in de volgende regio's: nek, bovenste ledematen, voorste thorax, bovenste deel van de buik, inguinale en ECG-elektrodeplaatsen. Voer drie afwisselende scrubs uit met alcohol 70% en jodium 2% om de huid goed te desinfecteren.
- Plaats steriele gordijnen. Wikkel de klauwen van het dier ook in steriele lakens of handschoenen. Gebruik steriel gaas om ze in te trekken.
- Om steriele omstandigheden te garanderen, drapeer het operatiegebied met steriele chirurgische hoezen, gebruik steriele instrumenten en werk onder steriele omstandigheden totdat de huid sluit.
OPMERKING: Tijdens de procedure moeten chirurgen een haarmuts, een mondmasker, een operatiejas en steriele handschoenen dragen.
- Chirurgische plaatsing van een permanente centraal veneuze katheter (CVC)
- Maak een incisie van 5 cm in de groef aan de mediale rand van de sternocleidomastoïde spier. Ontleed botweg totdat de interne halsader is bereikt.
- Verwijder vezelig weefsel rond de ader en plaats een vierkante hechting (= 3 tot 4 hechtingen die een cirkel vormen) met Prolene 6-0 rond de gewenste katheterisatieplaats om de vatcontrole te krijgen.
- Cannuleer de interne halsader met een 3 Franse triple-lumen CVC met behulp van de Seldinger-techniek. Span de Prolene 6-0 hechting rond de katheter aan.
- Fixeer het handvat van de katheter op de sternocleidomastoïde spier.
- Tunnel de drie katheterluminaires afzonderlijk: gebruik een grote stompe ontleedschaar om de tunnel te maken en een atraumatische klem trekt de katheterluminaire door de tunnel. Bevestig de uiteinden van de katheter stevig op de huid en plaats op de naaldvrije injectiepoort. De uitgangsplaatsen van de lumina van de katheter bevinden zich achter het oor en zo ver mogelijk van de incisieplaats om een maximale trajectlengte van de katheter onder de huid te garanderen.
- Sluit de incisieplaats in twee lagen.
- Sternotomie
- Maak een mediane incisie van het manubrium van het borstbeen tot 3 cm onder het xiphoid-proces totdat het borstbeen zichtbaar wordt.
- Bot ontleden caudaal van het xiphoid-proces. Leg een vinger op de viscerale kant van het borstbeen en verwijder bindweefsel zoveel mogelijk na het viscerale sternale oppervlak.
OPMERKING: Het bindweefsel wordt verwijderd om myocardiale letsel te voorkomen tijdens het uitvoeren van sternotomie. - Gebruik de borstzaag om het borstbeen te splijten. Controleer alle bloedingsplaatsen. Gebruik de borstbeenstrooier om de toegang tot de thoracale holte te vergroten. Vermijd beschadiging van het borstvlies.
- Open het hartzakje voorzichtig en gebruik suspensienaden om het uit het chirurgische veld te houden.
- Plaatsing van pacemakerleads (zie figuur 1)
- Plaats een pacemakerlood op het linker atrium.
- Test het verleng- en intrekmechanisme van de bevestigingsschroef van het lood. Leg vervolgens de punt op een (gebogen) tang en buig de stylet indien nodig 60°.
- Plaats een kompres op de linker ventrikel en trek het voorzichtig opzij om zicht te hebben op het linker atrium.
OPMERKING: Druk op de ventrikel zal snel hypotensie veroorzaken. Zorg ervoor dat de anesthesist hierop anticipeert met een lage dosis noradrenaline via de CVC. Laat de ventrikel los wanneer de gemiddelde bloeddruk gedurende >20 s onder de 40 mmHg daalt. Ga alleen verder als de bloeddruk van het dier is genormaliseerd. - Plaats bij visualisatie van het linkeratrium de loodpunt stevig op de linker boezemvrije wand, zo dicht mogelijk bij de longaders en zo ver mogelijk van de ventrikel. Schroef het in door de helix uit te strekken in het boezemweefsel, bij voorkeur met een lichte helling. Doe dit zo snel mogelijk en laat de druk op de linker ventrikel onmiddellijk los.
- Meet de detectie- en pacingdrempel en impedantie van de lead met behulp van een programmeerbare elektrische stimulator of pacemakerprogrammeur. Zorg ervoor dat er geen ventriculaire overkap (brede QRS op ECG) is bij pacing bij hoge spanningen (10 V). Indien niet tevreden is, trekt u de helix van het lood in en begint u opnieuw vanaf stap 2.4.1.1.
OPMERKING: De normale pacingdrempel moet <1 V zijn met een pulsbreedte van 0,5 ms (meestal ~ 0,5 V @ 0,5 ms).
- Plaats een pacemakerlood op het rechteratrium, volledig analoog aan de plaatsing van het linker boezemlood.
- Zorg ervoor dat beide leads de thorax op de middellijn verlaten; het linker boezemlood moet door het abdominale onderhuidse vet van het xiphoid-proces naar de linkerflank worden getunneld, het rechter boezemlood naar de rechterflank.
- Maak een pacemakerzak in het onderhuidse vet op de linker- en rechterflank van het varken. Sluit de pacemakers aan op de leads en plaats ze in de zakken. Sluit een pacemaker die in staat is om (50 Hz) burst pacing uit te voeren met de linker boezemkabel (om pacing mogelijk te maken) en een pacemaker van een andere fabrikant (om overspraak te voorkomen tijdens het gelijktijdig uitlezen van beide pacemakers) aan op het rechter boezemlood (om detectie mogelijk te maken). Sluit in 2 lagen met klassieke enkele hechtingen, de binnenste laag met Vicryl 1-0 en de buitenste laag met Mersilene 0.
- Plaats een pacemakerlood op het linker atrium.
- Inductie van steriele pericarditis
- Leg de boezems weer bloot door de ventrikels voorzichtig opzij te trekken. Bedek de ventrikels met gaas (en haal het gaas daarna weg).
- Spuit steriel talk over het epicardiale oppervlak van beide boezems met behulp van de dispenser die in de verpakking is inbegrepen. Aangezien bradycardie en hypotensie deze manipulatie zullen volgen, geef het hart voldoende tijd om spontaan te herstellen na ongeveer een minuut; start of verhoog indien nodig (de infusiesnelheid van) een noradrenaline-infuus.
- Laat één laag steriel gaas (5 cm x 5 cm) op het epicardiale oppervlak van beide boezems liggen: één stuk links en één rechts.
- Controleer de positie van de pacemaker leidt nog een laatste keer voordat u begint met sluiten.
- De kist sluiten
- Laat een drain in het mediastinum en tunnel deze naar het huidoppervlak. Sluit de afvoer aan op een steriele vacuümpot; open de verbinding wanneer de eerste laag van de huid gesloten is (om luchtlekkage te voorkomen). Verwijder de afvoer wanneer u het dier terugbrengt naar zijn stal.
- Sluit het hartzakje met Prolene 6-0.
- Sluit het borstbeen met behulp van een klassieke cerclagetechniek met roestvrij staaldraad.
- Sluit de subcutis in twee lagen met resorbeerbare draad.
- Voer een sternaal blok uit door 5 ml 0,5% bupivacaïne in de huid te infiltreren; zorgen voor botcontact met het borstbeen om het botvlies te infiltreren.
OPMERKING: Als alternatief kan het nog beter zijn om preventieve analgesie te gebruiken door het sternale blok VÓÓR incisie van het borstbeen uit te voeren. - Sluit de huid met een continue intradermale hechting met resorbeerbare draad.
3. Postoperatieve zorg
- Schakel geleidelijk alle kalmerende middelen uit terwijl u de huid van het dier sluit.
- Houd het dier in de operatiekamer met nauwlettend toezicht op de lichaamstemperatuur, ventilatie en luchtwegdoorgankelijkheid, oxygenatie en hemodynamische parameters.
- Vanwege een aanzienlijke daling van de lichaamstemperatuur die vaak optreedt tijdens de procedure, houdt u het dier warm met behulp van dekens, verwarmingskussen en hot packs. Zorg voor zuurstof tijdens het herstel, vooral wanneer rillingen worden opgemerkt.
- Breng een fentanylpleister van 50 μg/h aan voor postoperatieve analgesie. Omdat er een vertraging van 6-8 uur is voordat de fentanylpleister effectief wordt, dient u subcutaan 0,05-0,1 mg / kg morfine toe om deze periode te overbruggen.
- Wanneer het dier stabiel is, vertoont het een toename van de lichaamstemperatuur; kan zijn hoofd optillen; slikt; vertoont normale oogreflexen; en ademt spontaan, vrij en diep zonder een ETT op zijn plaats, zonder tekenen van obstructie van de bovenste luchtwegen; het kan terug naar de pen worden getransporteerd. Zorg voor verwarmingsmiddelen tijdens de herstelfase (bijv. Infraroodlamp, verwarmingsmat, dekens).
OPMERKING: Vermijd het dier te snel terug in het hok te plaatsen , omdat ademstilstand mogelijk is, zelfs uren na het stoppen van verdovende middelen. - Voer een controle uit op het dier: elke 15 minuten tijdens het eerste uur postoperatief, dan elk uur gedurende de eerste 4-6 uur of vaker als het dier zich niet op zijn gemak voelt. Wanneer het dier tekenen van pijn vertoont, dient u elke 2 uur subcutaan aanvullende morfine toe van 0,025-0,05 mg/kg totdat het comfortabel is. Dien 1 g cefazoline 8 en 16 uur na de operatie toe.
OPMERKING: Pijnbeoordeling bestaat uit subjectieve elementen zoals houding, gedrag (staan, eten, drinken) en grimas. Objectieve tekenen van pijn zijn een verhoogde hartslag, verhoogde ademhalingsfrequentie en oppervlakkige ademhaling. Het dier zal binnen 24 uur terugkeren naar zijn normale status en gedrag. Verwijder de fentanylpleister op dag 3 na de operatie.
4. Atriale tachypacatie voor inductie van AF
- Injecteer ketamine 10 mg/kg en midazolam 0,5 mg/kg intramusculair (zonder atropine) en wacht tot een voldoende niveau van sedatie is bereikt.
- Weeg het varken opnieuw voor follow-up. Plaats het dier in een draagdoek en breng het naar de operatiekamer.
- Bevestig ECG- en zuurstofverzadigingsbewaking en plaats de programmeurskoppen over hun overeenkomstige pacemakers. Ondervraag de gangmakers.
- Controleer de pacemakerinstellingen op het optreden van spontane AF. Let op een waarschuwing voor ventriculaire lood bij gebruik van een pacemaker met twee kamers.
- Bepaal impedantie en detectie- en pacingdrempels. Bij het uitvoeren van elektrofysiologische (EP) studies, altijd tempo op tweemaal de drempelspanning en let op een verhoging van de spanningsdrempel tijdens het experiment.
- Bepaal de atriale effectieve vuurvaste periode (AERP) benaderd door de kortste cycluslengte waarbij 1:1-vangst wordt gehandhaafd tijdens burst pacing.
OPMERKING: Deze methode verschilt van klinische AERP-bepaling, maar is relevanter voor dit protocol. - Bepaal de geleidingstijd tussen linker en rechter boezemkabels door de tijd te meten tussen de initiatie van de pacing spike en de atriale depolarisatie op het rechter boezemlood.
- Pas voor het eerste protocol een burst-tempo toe gedurende 20 s met een cycluslengte van AERP + 30 ms. Controleer na het stoppen van de pacing op de aanwezigheid van AF en meet hoe lang de episode duurt. Pauzeer gedurende ten minste 5 s tussen elke pacing-sessie en wacht tot de sinusritmehartslag is hersteld tot de basislijn. Herhaal dit ≥10 keer; let op de weergave van de AF-induceerbaarheid als een percentage - het aandeel van "succesvolle" pogingen tot het totale aantal pogingen om AF te induceren.
OPMERKING: Alleen afleveringen > 5 s worden als relevant beschouwd. - Pas voor het tweede protocol een burst-tempo toe gedurende 20 s, te beginnen met een cycluslengte van AERP + 20 ms. Verlaag tijdens de volgende burst de cycluslengte tot de minimale cycluslengte met 1:1-opname. Herhaal dit minstens 10 keer. Let op de AF-duur en AF-induceerbaarheid.
- Voor het derde protocol pas je een burst pace toe voor 5 s bij 50 Hz. Herhaal dit minstens 10 keer. Let op de AF-duur en AF-induceerbaarheid.
- Laat het dier ontwaken of doorgaan met andere procedures (bijv. echocardiografie, behandeling, bloedafname)
5. Euthanasie
- Na het experiment ─ dat een maand duurde ─ worden de dieren geëuthanaseerd met een overdosis IV pentobarbital (50 mg/kg, IV). Humane eindpunten voor euthanasie waren aanhoudende tekenen van ernstige pijn of ongemak, ondanks adequate behandeling. Dit wordt dagelijks klinisch beoordeeld: alarmerende symptomen zijn hypertensie, tachycardie, verhoogde ademhalingsfrequentie, gedragsveranderingen (rusteloosheid, immobilisatie, vocalisatie) en kaakklemmen.
6. Schijnoperatie
- Voer hetzelfde protocol uit zonder talk over het atriale epicardium te spuiten of een laag steriel gaas achter te laten.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Morbiditeit en mortaliteit:
Toen we begonnen met het ontwikkelen van dit model van steriele pericarditis bij Aachener minivarkens, merkten we perioperatieve mortaliteit op van 4 van de 17 varkens (23,5%): 3 van de 4 sterfgevallen vonden plaats in de eerste 6 operaties vanwege een "leercurve-effect". De etiologieën waren de volgende: 2 varkens stierven als gevolg van postoperatieve ademstilstand; dit probleem werd opgelost door de dosis alfentanil te verlagen. Eén varken overleed door ventriculaire fibrillatie tijdens de eerste pacingsessie en één tijdens het testen van de pacing lead: dit kwam door ventriculaire overcapture omdat het linker boezemlood te dicht bij de ventrikel was geplaatst. Tijdens de follow-up periode overleefden alle dieren tot het offer. Verder verdwenen tekenen van ongemak 24 uur na de operatie. Als er na deze tijd tekenen van ongemak blijven bestaan, moet de onderzoeker achterdochtig zijn over complicaties.
Pacing eigenschappen:
Een geleidelijke toename van de spanningsdrempel en impedantie van het linker boezemlood werden waargenomen tijdens het experiment (figuur 2A). Dit varieerde echter tussen dieren en leidde nooit tot niet-vangst. De af-induceerbaarheid begon twee weken na de operatie toe te nemen tot gemiddeld ~25%. Het "AERP + 30 ms" protocol was het minst effectief en toonde af-induceerbaarheid ~ 10%. Decremental pacing en 50 Hz burst pacing verhoogden de AF-induceerbaarheid tot ~40% (Figuur 2B).
Histologie:
Figuur 3 toont hogere niveaus van interstitiële/perivasculaire fibrose bij de steriele pericarditisdieren in vergelijking met shams.
Figuur 1: Experimentele opstelling van de pacing leads. Een pacemaker voor atriale tachypacatie is verbonden met een lood dat in het linkeratrium is geschroefd. Evenzo is een pacemaker voor het detecteren van het juiste atriale elektromyogram verbonden met een lood dat in het rechteratrium van het varken is geschroefd. Afkorting: EGM = elektrogram. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Evolutie van elektrofysiologische parameters in de loop van de tijd. (A) Loodimpedantie neemt in de loop van de tijd toe, wat wijst op verhoogde fibrose (n = 6). Foutbalken geven de standaarddeviatie aan. (B) Decremental pacing en 50 Hz burst pacing protocollen zijn succesvoller dan het AERP + 30 ms pacing protocol; AF-induceerbaarheid (B) en AF-duur (C) nemen toe gedurende 2 weken na de operatie (n = 4). (D) Voorbeeld van atriale elektrogrammen van de linker atriale pacemaker. Boven: inductie van een episode van atriale fibrillatie na 5 s van 50 Hz burst pacing. Lager: AF werd niet geïnduceerd na 50 Hz burst pacing. Afkortingen: AF = boezemfibrilleren; AERP = atriale effectieve refractaire periode. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Interstitiële/perivasculaire fibrose bij de steriele pericarditisdieren in vergelijking met shams. (A) Links: Masson's trichrome kleuring van linker boezemweefsel. Blauwe kleur = fibrotisch weefsel. Steriele pericarditis induceert meer perivasculaire en interstitiële fibrose in atriale weefsel dan schijnchirurgie. Boven: 4x vergroting; schaalstaven = 500 μm. Lager: 20x vergroting; schaalstaven = 50 μm. (B) Geblindeerde kwantificering van het % blauw gebied ten opzichte van het totale myocardiale gebied met behulp van ImageJ-software toont een gemiddelde van 8,84 ± 0,95% in de schijngroep (n = 4) en 13,16 ± 1,03% in de steriele pericarditisgroep (n = 3; p = 0,0022, ongepaarde t-test; gemiddelde ± SD). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
| NOODMEDICATIE | Aanwijzing | Dosis (Bolus) | Dosis (continue infusie) |
| Adrenaline | Levensbedreigende situaties zoals ernstige hypotensie, anafylactische shock en reanimatie | 15 μg/kg | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 |
| Amiodaron | Reanimatie, ventriculaire aritmie | 7,5 mg/kg | 15 mg· (kg·24 uur) -1 |
| Atracurium | Neuromusculair blokkerend middel | 0,75 mg/kg | 1 mg· (kg·h) -1 |
| Atropine | Bradycardie & Reanimatie | 0,02-0,05 mg/kg IM, SC, IV | |
| Clonidine | Maligne hyperthermie / hypertensie | 0,06 μg/kg | |
| Digoxine | AF met snelle ventriculaire respons | 12,5 μg/kg | |
| Dobutamine | Cardiogene shock, hypotensie | 2,5 -10 μg· (kg·min) -1 | |
| Metoprolol | AF met snelle ventriculaire respons | 50-250 μg/kg | |
| Nitroglycerine | Maligne hyperthermie / hypertensie | 50 μg/kg | 0,45 mg· (kg·h) -1 |
| Noradrenaline | Hypotensie | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 | |
| Elektrische defibrillatie | Aanhoudende ventriculaire aritmie | 50-150 J DC bifasisch |
Tabel 1: Noodmedicatie, inclusief indicaties en doseringen, beschikbaar tijdens de operatie 15,16,17. Afkortingen: CPR = cardiopulmonale reanimatie; AF = boezemfibrilleren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Een betrouwbaar groot diermodel is een belangrijke troef voor de studie van atriale myopathie en AF en de ontwikkeling van nieuwe therapieën voor AF. Implantatie van pacemakerkabels op het atriale epicardium maakte een longitudinale follow-up en repetitieve elektrofysiologische tests mogelijk, wat moeilijk is bij kleine dieren. Minivarkens zijn gemakkelijk te hanteren en hun hart is structureel en fysiologisch vergelijkbaar met het menselijk hart10.
Het steriele pericarditismodel is relatief eenvoudig in vergelijking met continue atriale tachypacatie omdat er geen op maat gemaakte geprogrammeerde pacemakers nodig zijn. De pathofysiologie die in dit model wordt geïnduceerd, lijkt ook meer op de pathofysiologie die vaak bij mensen wordt waargenomen, omdat ontsteking en fibrose voorafgaan aan de inductie van AF2. Andere modellen, waarbij AF secundair is aan ventriculaire disfunctie of mitralisklepregurgitatie, hebben de neiging zich gecompliceerder te ontwikkelen en de aanwezigheid van een niet-atriale primaire ziekte verstoort de interpretatie van effecten geïnduceerd door therapeutische interventies.
Voor zover bekend waren Schwartzman et al.14 de enige andere onderzoekers die steriele pericarditis bij varkens veroorzaakten. In die studie was de af-induceerbaarheid hoger (10%) onmiddellijk na de operatie en steeg tot 80% na 1 week postoperatief. Daarentegen steeg de AF-induceerbaarheid pas na 2 weken en kwam in ons model niet boven de 40% uit. Een mogelijke verklaring is de oudere leeftijd en het grotere lichaamsgewicht van hun varkens, evenals de hogere talkdosis die ze gebruikten, waardoor hun model een acuter en agressiever model is. Lagere talkdosis en jongere dieren zijn waarschijnlijk ook de reden waarom de AF-induceerbaarheid later stijgt en lager is in deze studie.
Voor een vlotte uitvoering van dit protocol dient een ervaren (hart)chirurg en dierenanesthesioloog te worden ingeschakeld. Chirurgisch gezien ligt de anatomie van de minipig dicht bij die van de mens. Zoals beschreven in het protocol, maakt een echogeleide plaatsing van de arteriële katheter de procedure minder invasief, pijnlijk en tijdrovend18.
In de eerdere stadia van het project werd een pacing-lood naar de achterkant van het dier getunneld en geëxternaliseerd om het te verbinden met een programmeerbare externe hartstimulator (zie de tabel met materialen). Ondanks de rigoureuze fixatie van deze leads, werden ze echter vaak door de dieren zelf geëxtraheerd en sommige leads raakten geïnfecteerd, wat leidde tot etterende pericarditis. Daarom werd de strategie aangepast aan de beschreven twee-pacemakerstrategie. Kritieke stappen zijn intubatie, centrale veneuze katheterplaatsing, pacing lead implantatie en herstel na anesthesie.
De belangrijkste anesthesieproblemen zijn hypotensie, onderkoeling en hartritmestoornissen veroorzaakt door manipulatie. Deze moeten nauwlettend worden gecontroleerd en beheerd door het toedienen van vloeibare bolussen en noradrenaline, verwarmingspads en de aanwezigheid van noodmedicijnen en een defibrillator. Enkele tips en trucs zijn opgenomen in het hele protocol, met de nadruk op het belang van een gecontroleerd postoperatief herstel (dat geduld vereist) en temperatuurbeheer om een snel en volledig herstel te garanderen. De duur van de procedure van sedatie tot extubatie varieert van 3 tot 6 uur.
Er zijn enkele beperkingen aan het huidige protocol. Zoals bij elk model met grote dieren, zijn de totale kosten een belangrijke beperking. Er moet fors geïnvesteerd worden in gespecialiseerde infrastructuur voor de huisvesting van de dieren en apparatuur van de operatiekamer. De dieren en verbruiksartikelen zijn ook duur. Toch is het steriele pericarditismodel aanzienlijk goedkoper dan atriale tachypacing modellen vanwege de korte duur en omdat er geen aanpassingen aan de pacemakers hoeven te worden aangebracht. In vergelijking met modellen met kleine dieren is het huidige protocol ook arbeidsintensief, waardoor de totale N-waarde die kan worden bereikt, wordt beperkt. Dit model heeft echter een hogere translationele waarde, gebaseerd op de grotere omvang van de boezems en anatomie en fysiologie dichter bij die van de mens.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Geen van de auteurs heeft enig belangenconflict te onthullen.
Acknowledgments
Dit werk werd ondersteund door een Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) onderzoeksbeurs (PID34923) en een Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) beurs (PID36444) van de Universiteit Antwerpen; door een Senior Clinical Investigator fellowship (aan VFS) en onderzoeksbeurzen van het Fonds voor Wetenschappelijk Onderzoek Vlaanderen (Aanvraagnummers 1842219N, G021019N, G0D0520N en G021420N); door een onderzoekssubsidie van ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); door een Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) beurs (20-VLIR-iBOF-027). We bedanken de firma's Abbott en Boston Scientific voor het sponsoren van een groot deel van de pacemakerleads en de firma's Medtronic en Biotronik voor de lening van een pacemakerprogrammeur. We danken de dierenmedewerkers van de dierenfaciliteit van de Universiteit Antwerpen voor hun uitstekende verzorging van de dieren.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J.
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al.
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
- Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).
