Summary
Мы описываем модель стерильного перикардита в минипигах для изучения предсердной миопатии и фибрилляции предсердий (ФП). Мы представляем хирургические и анестезиологические методы, стратегии сосудистого доступа и протокол для изучения индуцируемости ФП.
Abstract
Фибрилляция предсердий (ФП) является наиболее распространенной аритмией, вызванной структурным ремоделированием предсердий, также называемой предсердной миопатией. Современные методы лечения нацелены только на электрические аномалии, а не на лежащую в основе предсердную миопатию. Для разработки новых методов лечения необходима воспроизводимая модель миопатии предсердий крупного животного происхождения. В данной работе представлена модель стерильной миопатии предсердий, вызванной перикардитом, у минипигов Aachener. Стерильный перикардит был вызван распылением стерильного талька и оставлением слоя стерильной марли над эпикардиальной поверхностью предсердия. Это привело к воспалению и фиброзу, двум важнейшим компонентам патофизиологии предсердной миопатии, что делает предсердия восприимчивыми к индукции ФП. Два кардиостимулятора были расположены эпикардиально на каждом предсердии и соединены с двумя кардиостимуляторами разных производителей. Эта стратегия позволяла проводить повторную неинвазивную запрограммированную стимуляцию предсердий для определения индуцируемости ФП в определенные моменты времени после операции. Для проверки индуцируемости ФП использовались различные протоколы. Преимуществами этой модели являются ее клиническая значимость, с индуцируемостью ФП и быстрой индукцией воспаления и фиброза, как присутствующих при предсердной миопатии, так и ее воспроизводимостью. Модель будет полезна при разработке новых методов лечения, нацеленных на предсердную миопатию и ФП.
Introduction
Фибрилляция предсердий (ФП) является наиболее распространенной сердечной аритмией, приводящей к значительной заболеваемости, смертности и расходам на здравоохранение1. Во многих случаях ФП является просто электрическим симптомом основной предсердной миопатии, которая определяется структурным, электрическим, вегетативным и сократительным ремоделированием предсердий. Эта предсердная миопатия может привести к ФП и инсульту 2,3. Большинство методов лечения нацелены только на электрическое ремоделирование, но не нацелены на основные структурные изменения в предсердиях (воспаление и фиброз)4,5,6,7. Это, вероятно, одна из причин, почему современные методы лечения эффективны лишь незначительно, особенно при более продвинутой предсердной миопатии8.
Воспроизводимая животная модель имеет решающее значение для борьбы с воспалением и фиброзом, присутствующими при миопатии предсердий. Модели тахипаирования предсердий были разработаны у нескольких крупных видов животных 9,10,11,12. В этих моделях предсердная ткань непрерывно развивается в течение длительных периодов времени, чтобы вызвать электрические и, в конечном итоге, структурные изменения. Основными недостатками моделей тахипации являются длительная продолжительность появления структурных признаков предсердной миопатии и их актуальность только для клинических синдромов, при которых электрические аномалии развиваются до предсердной миопатии. Теоретическим риском является отказ от темпа из-за фиброза во время длительного наблюдения9.
В моделях стерильного перикардита стерильный тальк распыляют на эпикардиальную поверхность предсердий, чтобы вызвать острую воспалительную и фиброзную реакцию, в результате чего миопатия предсердий13,14. Свиньи имеют анатомию и физиологию сердца, аналогичные человеческой, и поэтому модели свиней имеют высокую трансляционную значимость. Преимущества использования минипигов заключаются в том, что они легче обрабатывать из-за их меньшего размера, чем обычные штаммы свиней, и могут поддерживаться в течение длительного периода без какого-либо значительного увеличения массы тела10. Все эти причины делают стерильный перикардит у минипигов отличной моделью для исследования предсердной миопатии и фибрилляции. Этот протокол и видео направлены на то, чтобы облегчить настройку этой модели в различных исследовательских учреждениях и стандартизировать протоколы для изучения индуцируемости ФП.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Этот протокол был одобрен Этическим комитетом по испытаниям на животных Университета Антверпена (номер дела 2019-29) и соответствует руководящим принципам ухода за животными Университета Антверпена. Семнадцать 6-месячных минипигов Aachener (самцов, кастрированных) весом ~ 20 кг были отобраны для этого исследования.
1. Лекарства и анестезия
- Премедикация
- Убедитесь, что свиньи голодают в течение 12 ч, но с неограниченным доступом к воде.
- Для седации вводят в одну внутримышечную инъекцию: атропин 0,05 мг/кг, кетамин 10 мг/кг, мидазолам 0,5 мг/кг.
- Определить точный вес свиньи после того, как она потеряла сознание (примерно через 10 мин после дозы). Транспортируйте свинью в операционную.
- Поместите свинью на грелку.
- Примените мониторинг ЭКГ, пульсоксиметр и выполните начальную термометрию.
- Вставьте игольчатый катетер (22 г) в крайнюю вену уха или наружную подкожную вену.
- Анестезия
- Для индукции анестезии вводят болюс пропофола (1-4 мг/кг в/в) перед началом интубации. Если отмечена поверхностная анестезия, вводят дополнительный болюс мидазолама 0,2 мг/кг в/в, и приступают к интубации через ~5 мин.
- Интубация
- Поместите свинью в положение лежа.
- Попросите помощника держать рот животного открытым, используя две стропы марли и / или разбрасыватель рта. Распылите 1 мл (10 мг) лидокаина в гортань безыгольчатым шприцем 2 мл, подождите 30-60 с, чтобы десенсибилизировать гортань, а затем продолжайте.
- Поместите эндотрахеальную трубку (ETT) с внутренним диаметром 6,5 мм с помощью ларингоскопа. Используйте ларингоскоп для визуализации, смещения надгортанника с мягкого неба и поместите стилет в ETT для лучшей манипуляции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Рот свиньи не может быть широко открыт, а расстояние от кончика носа до гортани велико. Поэтому визуализация голосовой щели рима ограничена. Следовательно, ETT и stylet помогают визуализации.
- При подключении аппарата ИВЛ при необходимости дают дополнительные препараты: мидазолам 0,5 мг/кг в/в и/или альфентанил 30 мкг/кг в/в.
- Используйте следующие настройки вентилятора: регулировка громкости вентиляции (VCV) с заданным приливным объемом 10 мл/кг, ведущей к пиковому давлению вдоха (PIP) 11-15 смH20, положительному давлению peep на конце выдоха 2-5 смH20; частота дыхания: 12-16 Brpm для поддержания конечного приливного CO2 (ETCO2) между 35-45 мм рт.ст.; FiO2: 50% (снижается при насыщении 100%); севофлуран 2,5%.
- Для обезболивания используют альфентанил 0,5-1 мкг· (кг·мин) -1 КРИ.
- Вводят болюс 10 мл/кг плазмалита 3-5 мл· (кг·ч) -1 в течение 10-20 мин для коррекции гипотонии вследствие гиповолемии.
- Вводят 1 г цефазолина IV. Каждые 2 ч операции вводят дополнительно 500 мг цефазолина IV.
ПРИМЕЧАНИЕ: Обзор неотложных лекарств, которые необходимо иметь под рукой в операционной, см. в таблице 1. Катетеризация мочевого пузыря затруднена у самцов свиней и, в целом, не нужна для этой процедуры. - Побрейте грудную клетку и область шеи животного.
- Наносите ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость и раздражение глаз во время анестезии.
- Непрерывный мониторинг жизненно важных параметров. Проверяйте глубину анестезии хотя бы каждые 10 мин, оценивая, расслаблен ли тонус челюсти, отсутствует ли пальпебральный рефлекс, вращаются глаза, отсутствуют поведенческие признаки возбуждения. Проверьте цвет слизистой оболочки и время пополнения капилляров, чтобы оценить перфузию тканей. Запишите все данные вместе со всеми введенными лекарствами в индивидуальную анестезирующую схему.
- Размещение артериальной линии
- Подготовьте систему проведения давления. Добавьте 5000 МЕ гепарина в внутривенный мешок объемом 500 мл 0,9% NaCl.
- Верните животное в положение лежа на спине. Вытяните ногу и найдите бедренную артерию с помощью ультразвука с сосудистым зондом в условиях сонной артерии. Продезинфицируйте паховую зону хлоргексидином. Используйте umonium для стерилизации ультразвукового зонда (или используйте стерильную крышку датчика) и используйте стерильные перчатки для обеспечения антисептической техники.
- Пункция бедренной артерии с помощью ультразвукового наведения. Вставьте оболочку 3 Fr по методике Зельдингера.
ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за небольшого диаметра бедренной артерии может быть полезно позволить помощнику вставить направляющую проволоку через иглу. Само действие лифтинга ультразвукового зонда может вывихнуть кончик иглы. - Зафиксируйте оболочку швом. Подключите оболочку к преобразователю и смывайте. Контролируйте артериальное давление в режиме реального времени.
2. Хирургия
- Подготовка
- Убедитесь, что животное находится на спине в стабильном положении. Для дополнительной устойчивости поместите предварительно расплавленные внутривенные мешки в параспинальное положение, чтобы поддержать животное.
- Поместите заземляющую пластину электрокоагуляции под животное. Используйте небольшое количество ультразвукового геля для обеспечения правильного контакта с кожей.
- Подготовка кожи: брить животное в следующих областях: шея, верхние конечности, передняя грудная клетка, верхняя часть живота, паховые и ЭКГ-электродные участки. Выполните три чередующихся скраба со спиртом 70% и йодом 2% для правильной дезинфекции кожи.
- Поместите стерильные шторы. Заверните когти животного в стерильные простыни или перчатки. Используйте стерильную марлю, чтобы втянуть их.
- Чтобы обеспечить стерильные условия, задрапируйте хирургическую область стерильными хирургическими покрытиями, используйте стерильные инструменты и работайте в стерильных условиях до закрытия кожи.
ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всей процедуры хирурги должны носить шапочку для волос, маску для рта, хирургический халат и стерильные перчатки.
- Хирургическое размещение постоянного центрального венозного катетера (CVC)
- Сделайте 5 см разрез в бороздке на медиальной границе грудино-ключично-сосцевидной мышцы. Тупо рассекают до тех пор, пока не будет достигнута внутренняя яремная вена.
- Удалите фиброзную ткань вокруг вены и поместите квадратный шов (= от 3 до 4 швов, образующих круг) с Проленом 6-0 вокруг желаемого места катетеризации, чтобы получить контроль над сосудом.
- Каннулировать внутреннюю яремную вену с помощью 3 французских трехпросветных CVC с использованием техники Зельдингера. Затяните шов Prolene 6-0 вокруг катетера.
- Зафиксируйте ручку катетера на грудино-ключично-сосцевидной мышце.
- Туннелируйте три катетерные люмины отдельно: используйте большую пару тупых рассекающих ножниц для создания туннеля и атравматический зажим, чтобы протянуть люмину катетера через туннель. Плотно прикрепите концы катетера к коже и поместите на безыгольчатый инъекционный порт. Места выхода люмины катетера расположены за ухом и как можно дальше от места разреза для обеспечения максимальной длины траектории катетера под кожей.
- Закройте место разреза в два слоя.
- Стернотомия
- Сделайте срединный разрез от манубрия грудины на 3 см ниже мечевидного отростка до тех пор, пока грудина не станет очевидной.
- Тупо рассекают каудально от мечевидного отростка. Положите палец на висцеральную сторону грудины и удалите соединительную ткань как можно дальше вслед за висцеральной стернальной поверхностью.
ПРИМЕЧАНИЕ: Соединительная ткань удаляется для предотвращения повреждения миокарда при выполнении стернотомии. - Используйте кормовую пилу для расщепления грудины. Контролируйте все участки кровотечения. Используйте распределитель грудины для расширения доступа к грудной полости. Избегайте повреждения плевры.
- Осторожно откройте перикард и используйте суспензионные швы, чтобы он не попадал в хирургическое поле.
- Размещение кардиостимулятора (см. рисунок 1)
- Поместите кардиостимулятор на левое предсердие.
- Проверьте механизм удлинения и втягивания винта фиксации провода. Затем положите наконечник на (изогнутые) щипцы и при необходимости согните стиль на 60°.
- Наложите компресс на левый желудочек и осторожно отведите его в сторону, чтобы иметь вид на левое предсердие.
ПРИМЕЧАНИЕ: Давление на желудочек быстро вызовет гипотонию. Убедитесь, что анестезиолог ожидает этого с низкими дозами норадреналина через CVC. Отпустите желудочек, когда среднее кровяное давление опустится ниже 40 мм рт.ст. в течение >20 с. Приступайте только тогда, когда артериальное давление животного нормализовалось. - После визуализации левого предсердия плотно положите свинцовый кончик на левую свободную стенку предсердия, как можно ближе к легочным венам и как можно дальше от желудочка. Вкрутите его, расширив спираль в ткань предсердия, предпочтительно с небольшим наклоном. Сделайте это как можно быстрее и немедленно снимите давление на левый желудочек.
- Измерьте порог чувствительности и темпа и импеданс провода с помощью программируемого электрического стимулятора или программатора кардиостимулятора. Убедитесь, что нет желудочкового перезахвата (широкий QRS на ЭКГ) при ходьбе при высоких напряжениях (10 В). Если это не удается, уберите спираль свинца и начните заново с этапа 2.4.1.1.
ПРИМЕЧАНИЕ: Порог нормального темпа должен составлять <1 В при ширине импульса 0,5 мс (обычно ~0,5 В при 0,5 мс).
- Поместите поводок кардиостимулятора на правое предсердие, полностью аналогично размещению левого предсердного поводка.
- Убедитесь, что оба провода покидают грудную клетку на средней линии; левый предсердный свинец должен быть туннелирован через брюшной подкожный жир от мечевидного отростка на левый фланг, правый предсердный свинец на правый фланг.
- Сделайте карман кардиостимулятора в подкожно-жировой клетчатке на левом и правом фланге свиньи. Подключите кардиостимуляторы к проводам и поместите их в карманы. Подключите кардиостимулятор, способный выполнять (50 Гц) импульсный темп с левым предсердным проводом (чтобы обеспечить кардиостимуляцию) и кардиостимулятор от другого производителя (чтобы избежать перекрестных помех при одновременном считывании обоих кардиостимуляторов) с правым предсердным проводом (чтобы обеспечить зондирование). Закройте в 2 слоя классическими одиночными швами, внутренний слой с Vicryl 1-0 и внешний слой с Mersilene 0.
- Поместите кардиостимулятор на левое предсердие.
- Индукция стерильного перикардита
- Снова обнажите предсердия, осторожно оттянув желудочки в сторону. Закройте желудочки марлей (а затем уберите марлю).
- Распылите стерильный тальк на эпикардиальную поверхность обоих предсердий с помощью дозатора, который входит в упаковку. Поскольку за этой манипуляцией последуют брадикардия и гипотония, дайте сердцу достаточно времени, чтобы самопроизвольно восстановиться примерно через одну минуту; при необходимости начинают или увеличивают (скорость инфузии) капельницу норадреналина.
- Оставьте один слой стерильной марли (5 см х 5 см) на эпикардиальной поверхности обоих предсердий: один кусок слева и один правый.
- Проверьте положение кардиостимулятора в последний раз перед началом закрытия.
- Закрытие сундука
- Оставьте дренаж в средостении и туннелируйте его к поверхности кожи. Подключите слив к стерильной вакуумной банке; открыть соединение, когда первый слой кожи закрыт (во избежание утечки воздуха). Удалите дренаж при возвращении животного в конюшню.
- Закройте перикард проленом 6-0.
- Закройте грудину с помощью классической техники серклажа проволокой из нержавеющей стали.
- Закройте подкутис в два слоя рассасывающейся нитью.
- Выполняют стернальную блокаду путем инфильтрации 5 мл 0,5% бупивакаина в кожу; обеспечить контакт кости с грудиной для проникновения в надкостницу.
ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы, возможно, было бы даже лучше использовать упреждающую анальгезию, выполняя стернальный блок ДО разреза грудины. - Закройте кожу непрерывным внутрикожным швом с помощью рассасывающейся нити.
3. Послеоперационный уход
- Постепенно выключайте все седативные средства, закрывая кожу животного.
- Держите животное в операционной комнате с тщательным контролем температуры тела, вентиляции и проходимости дыхательных путей, оксигенации и гемодинамических параметров.
- Из-за существенного снижения температуры тела, которое часто происходит во время процедуры, держите животное в тепле, используя одеяла, грелку и горячие пакеты. Обеспечивают кислородом во время восстановления, особенно когда отмечается дрожь.
- Нанесите фентаниловый пластырь 50 мкг/ч для послеоперационного обезболивания. Поскольку существует задержка в 6-8 ч до того, как фентаниловый пластырь станет эффективным, вводят 0,05-0,1 мг / кг морфина подкожно, чтобы преодолеть этот период.
- Когда животное стабильно, проявляется повышение температуры тела; может поднимать голову; глотает; проявляет нормальные глазные рефлексы; и дышит спонтанно, свободно и глубоко без ЭТТ на месте, без признаков обструкции верхних дыхательных путей; его можно транспортировать обратно в ручку. Обеспечить средства нагрева во время фазы восстановления (например, инфракрасная лампа, нагревательный коврик, одеяла).
ПРИМЕЧАНИЕ: Не помещайте животное обратно в загон слишком рано , так как возможна остановка дыхания, даже через несколько часов после прекращения приема наркотиков. - Проводите осмотр животного: каждые 15 мин в течение первого часа после операции, затем ежечасно в течение первых 4–6 ч или чаще, если животному не комфортно. Когда животное проявляет признаки боли, вводите дополнительный морфин подкожно по 0,025–0,05 мг/кг каждые 2 ч до тех пор, пока он не станет комфортным. Вводят по 1 г цефазолина через 8 и 16 ч после операции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Оценка боли состоит из субъективных элементов, таких как отношение, поведение (стояние, еда, питье) и гримаса. Объективными признаками боли являются повышенная частота сердечных сокращений, повышенная частота дыхания и поверхностное дыхание. Животное вернется к своему нормальному состоянию и поведению в течение 24 ч. Удалите фентаниловый пластырь на 3-й день после операции.
4. Тахипапсирование предсердий для индукции ФП
- Вводят кетамин 10 мг/кг и мидазолам 0,5 мг/кг внутримышечно (без атропина) и ждут, пока не будет достигнут достаточный уровень седации.
- Взвесьте свинью еще раз для последующего наблюдения. Поместите животное в удерживающую стропу и принесите его в операционную.
- Подключите ЭКГ и мониторинг насыщения кислородом и поместите головки программатора над соответствующими кардиостимуляторами. Допрашивайте кардиостимуляторы.
- Проверьте настройки кардиостимулятора на наличие спонтанной ФП. Ищите предупреждение о желудочковом свинце при использовании двухкамерного кардиостимулятора.
- Определите пороговые значения импеданса, а также датчики и темпа. При выполнении электрофизиологических исследований (ЭП) всегда ставьте в темпе удвоенное пороговое напряжение и следите за увеличением порога напряжения во время эксперимента.
- Определите предсердный эффективный рефрактерный период (AERP), приближенный к кратчайшей длине цикла, при которой сохраняется захват 1:1 во время фазы разрыва.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод отличается от клинического определения AERP, но более актуален для этого протокола. - Определите время проводимости между левым и правым предсердными проводами, измерив время между инициацией скачка темпа и деполяризацией предсердий на правом предсердном отведении.
- Для первого протокола примените скорость всплеска в течение 20 с с длиной цикла AERP + 30 мс. После прекращения темпа проверьте наличие AF и измерьте, как долго длится эпизод. Делайте паузу не менее чем на 5 с между каждым сеансом темпа и ждите, пока частота сердечных сокращений синусового ритма не восстановится до исходного уровня. Повторите это ≥10 раз; обратите внимание на отображение индуцируемости ФП в процентах — долю «успешных» попыток к общему количеству попыток индуцировать ФП.
ПРИМЕЧАНИЕ: Актуальными считаются только эпизоды > 5 с. - Для второго протокола примените скорость всплеска в течение 20 с, начиная с длины цикла AERP + 20 мс. Во время следующего всплеска уменьшите длину цикла до минимальной длины цикла с захватом 1:1. Повторите это не менее 10 раз. Обратите внимание на продолжительность автофокусировки и индуцируемость автофокусировки.
- Для третьего протокола примените скорость всплеска в течение 5 с при 50 Гц. Повторите это не менее 10 раз. Обратите внимание на продолжительность автофокусировки и индуцируемость автофокусировки.
- Дайте животному проснуться или продолжите другие процедуры (например, эхокардиографию, лечение, забор крови)
5. Эвтаназия
- После эксперимента, который длился один месяц, животных усыпляют при передозировке в/в пентобарбитала (50 мг/кг, в/в). Гуманными конечными точками эвтаназии были сохраняющиеся признаки сильной боли или дискомфорта, несмотря на адекватное лечение. Это оценивается клинически на ежедневной основе: тревожные признаки включают гипертонию, тахикардию, повышенную частоту дыхания, поведенческие изменения (беспокойство, иммобилизация, вокализация) и сжатие челюсти.
6. Фиктивная хирургия
- Выполняйте тот же протокол, не распыляя тальк над эпикардом предсердия и не оставляя слоя стерильной марли.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Заболеваемость и смертность:
Когда мы начали разрабатывать эту модель стерильного перикардита у минипигов Aachener, мы заметили периоперационную смертность 4 из 17 свиней (23,5%): 3 из 4 смертей произошли в первых 6 операциях из-за «эффекта кривой обучения». Этиология была следующей: 2 свиньи погибли из-за послеоперационной остановки дыхания; эта проблема была решена путем снижения дозы альфентанила. Одна свинья умерла из-за фибрилляции желудочков во время первого сеанса кардиостимуляции и одна во время тестирования кардиостимулятора: это было связано с желудочковой перегрузкой, потому что левый предсердный свинец был помещен слишком близко к желудочку. В течение периода наблюдения все животные дожили до жертвоприношения. Далее признаки дискомфорта исчезли через 24 ч после операции. Если после этого времени сохраняются какие-либо признаки дискомфорта, следователь должен с подозрением относиться к осложнениям.
Свойства темпа:
В ходе эксперимента наблюдалось постепенное увеличение порога напряжения и импеданса левого предсердного провода (рисунок 2А). Однако это варьировалось среди животных и никогда не приводило к неотлову. Индуцируемость ФП начала увеличиваться через две недели после операции в среднем до ~25%. Протокол «AERP + 30 мс» был наименее эффективным, показав индуцируемость AF ~ 10%. Декрементный темп и 50-Гц увеличивали индуцируемость автофокусировки до ~40% (рисунок 2B).
Гистология:
На рисунке 3 показаны более высокие уровни интерстициального/периваскулярного фиброза у животных со стерильным перикардитом по сравнению с шамсом.
Рисунок 1: Экспериментальная настройка кардиостимуляторов. Кардиостимулятор для тахипаирования предсердий соединен со свинцом, ввинченным в левое предсердие. Аналогично, кардиостимулятор для зондирования электромиограммы правого предсердия подключается к свинцу, ввинченному в правое предсердие свиньи. Аббревиатура: EGM = электрограмма. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Эволюция электрофизиологических параметров с течением времени. (A) Сопротивление свинца увеличивается с течением времени, что указывает на увеличение фиброза (n = 6). Полосы ошибок указывают на стандартное отклонение. (B) Протоколы декрементального темпа и пакетного темпа 50 Гц являются более успешными, чем протокол AERP + 30 мс; Индуцируемость ФП (В) и продолжительность ФП (С) увеличиваются в течение 2 недель после операции (n=4). (D) Пример электрограмм предсердий левого предсердия кардиостимулятора. Верхний: индукция эпизода фибрилляции предсердий после 5 с 50 Гц всплеска. Нижний: автофокусировка не индуцировалась после 50 Гц. Сокращения: AF = мерцательная аритмия; AERP = предсердный эффективный рефрактерный период. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3: Интерстициальный/периваскулярный фиброз у животных стерильного перикардита по сравнению с шамсом. (A) Слева: трихромное окрашивание Массоном ткани левого предсердия. Синий цвет = фиброзная ткань. Стерильный перикардит вызывает больше периваскулярного и интерстициального фиброза в ткани предсердий, чем фиктивная хирургия. Верхняя: 4-кратное увеличение; шкала стержней = 500 мкм. Нижний: 20-кратное увеличение; шкала баров = 50 мкм. (B) Слепая количественная оценка % синей площади относительно общей площади миокарда с использованием программного обеспечения ImageJ показывает среднее значение 8,84 ± 0,95% в фиктивной группе (n = 4) и 13,16 ± 1,03% в группе стерильного перикардита (n = 3; p = 0,0022, непарный T-тест; среднее ± SD). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
| ЭКСТРЕННОЕ ЛЕЧЕНИЕ | Указание | Доза (болюсная) | Доза (непрерывная инфузия) |
| Адреналин | Опасные для жизни ситуации, такие как тяжелая гипотония, анафилактический шок и реанимация | 15 мкг/кг | 0,05-1 мкг· (кг·мин) -1 |
| Амиодарон | Реанимационные мероприятия, желудочковая аритмия | 7,5 мг/кг | 15 мг· (кг·24 ч) -1 |
| Атракурий | Нервно-мышечный блокирующий агент | 0,75 мг/кг | 1 мг· (кг·ч) -1 |
| Атропин | Брадикардия и СЛР | 0,02-0,05 мг/кг в/м, СК, в/в | |
| Клонидин | Злокачественная гипертермия / гипертония | 0,06 мкг/кг | |
| Дигоксин | ФП с быстрым желудочковым ответом | 12,5 мкг/кг | |
| Добутамин | Кардиогенный шок, гипотония | 2,5 -10 мкг· (кг·мин) -1 | |
| Метопролол | ФП с быстрым желудочковым ответом | 50-250 мкг/кг | |
| Нитроглицерин | Злокачественная гипертермия / гипертония | 50 мкг/кг | 0,45 мг· (кг·ч) -1 |
| Норадреналина | Гипотония | 0,05-1 мкг· (кг·мин) -1 | |
| Электрическая дефибрилляция | Устойчивая желудочковая аритмия | 50–150 Дж DC двухфазный |
Таблица 1: Неотложные лекарственные препараты, включая показания и дозировки, должны быть доступны во время операции 15,16,17. Сокращения: СЛР = сердечно-легочная реанимация; AF = мерцательная аритмия.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Надежная модель крупных животных является основным активом для изучения предсердной миопатии и ФП и разработки новых методов лечения ФП. Имплантация кардиостимуляторных отведений на предсердный эпикард позволила продольное наблюдение и повторное электрофизиологическое тестирование, что затруднено у мелких животных. Минипиги просты в обращении, а их сердца структурно и физиологически похожи на человеческое сердце10.
Модель стерильного перикардита относительно проста по сравнению с непрерывным тахипаированием предсердий, потому что не требуются настраиваемые запрограммированные кардиостимуляторы. Патофизиология, индуцированная в этой модели, также более похожа на патофизиологию, часто наблюдаемую у людей, поскольку воспаление и фиброз предшествуют индукции ФП2. Другие модели, в которых ФП является вторичным по отношению к желудочковой дисфункции или регургитации митрального клапана, как правило, более сложны в развитии, а наличие непредсердного первичного заболевания затрудняет интерпретацию эффектов, вызванных терапевтическими вмешательствами.
Насколько нам известно, Schwartzman et al.14 были единственными другими исследователями, которые индуцировали стерильный перикардит у свиней. В этом исследовании индуцируемость ФП была выше (10%) сразу после операции и выросла до 80% через 1 неделю после операции. Напротив, индуцируемость ФП выросла только через 2 недели и не превышала 40% в нашей модели. Возможным объяснением является более старший возраст и большая масса тела их свиней, а также более высокая доза талька, которую они использовали, что делает их модель более острой и агрессивной моделью. Более низкая доза талька и молодые животные, вероятно, также являются причиной того, что индуцируемость ФП повышается позже и ниже в этом исследовании.
Для беспрепятственного выполнения этого протокола должен быть привлечен опытный (кардио) хирург и анестезиолог животных. Хирургически анатомия минипига близка к анатомии человека. Как описано в протоколе, ультразвуковое размещение артериального катетера делает процедуру менее инвазивной, болезненной и трудоемкой18.
На ранних этапах проекта провод для кардиостимуляции туннелировался к спине животного и экстернализовался, чтобы подключить его к программируемому внешнему кардиостимулятору (см. Таблицу материалов). Однако, несмотря на строгую фиксацию этих поводков, их часто извлекали сами животные, а некоторые поводки заражались, приводя к гнойному перикардиту. Поэтому стратегия была адаптирована к описанной стратегии двух кардиостимуляторов. Критическими этапами являются интубация, установка центрального венозного катетера, имплантация свинца и восстановление после анестезии.
Основными проблемами анестезии являются гипотония, гипотермия и сердечная дисритмия, вызванная манипуляциями. Они должны тщательно контролироваться и управляться путем введения жидких болюсов и норадреналина, грелок и наличия экстренных лекарств и дефибриллятора. Некоторые советы и рекомендации были включены в протокол, с акцентом на важность контролируемого послеоперационного восстановления (требующего терпения) и управления температурой для обеспечения быстрого и полного выздоровления. Продолжительность процедуры от седации до экстубации колеблется от 3 до 6 ч.
В настоящем протоколе существуют некоторые ограничения. Как и в случае с любой моделью крупного животного, основным ограничением является общая стоимость. Значительные инвестиции должны быть сделаны в специализированную инфраструктуру для содержания животных и оборудование операционной. Животные и расходные материалы также дороги. Тем не менее, модель стерильного перикардита значительно дешевле, чем модели тахипаирования предсердий из-за короткой продолжительности и потому, что не нужно вносить изменения в кардиостимуляторы. По сравнению с моделями мелких животных, настоящий протокол также является трудоемким, ограничивая общее значение N, которое может быть достигнуто. Однако эта модель имеет более высокую трансляционную ценность, основанную на большем размере предсердий и анатомии и физиологии, более близких к человеческим.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ни у одного из авторов нет конфликта интересов для раскрытия.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана исследовательским грантом Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) (PID34923) и грантом Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) (PID36444) Антверпенского университета; стипендией старшего клинического исследователя (для VFS) и исследовательскими грантами Фонда научных исследований Фландрии (номера заявок 1842219N, G021019N, G0D0520N и G021420N); исследовательским грантом ERA.Net RUS Plus (2018, Проектный консорциум 278); грантом Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) (20-VLIR-iBOF-027). Мы благодарим фирмы Abbott и Boston Scientific за спонсирование значительной части лидеров кардиостимуляторов и фирмы Medtronic и Biotronik за кредит программиста кардиостимулятора. Мы благодарим зоотехникумов Антверпенского университета за отличный уход за животными.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J.
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al.
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
- Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).
