Summary
Vi beskriver en steril perikardittmodell i minipigs for å studere atriemyopati og atrieflimmer (AF). Vi presenterer kirurgiske og bedøvelsesteknikker, strategier for vaskulær tilgang og en protokoll for å studere inducibility av AF.
Abstract
Atrieflimmer (AF) er den vanligste arytmi forårsaket av strukturell ombygging av atriene, også kalt atriemyopati. Nåværende terapier retter seg bare mot de elektriske abnormitetene og ikke den underliggende atriemyopatien. For utvikling av nye terapier er det nødvendig med en reproduserbar stor dyremodell av atriemyopati. Dette papiret presenterer en modell av steril perikardittindusert atriemyopati i Aachener minipigs. Steril perikarditt ble indusert ved sprøyting av sterilt talkum og etterlot et lag med steril gasbind over atrie epikardialoverflaten. Dette førte til betennelse og fibrose, to viktige komponenter i patofysiologien til atriemyopati, noe som gjorde atriene utsatt for induksjon av AF. To pacemakerelektroder ble plassert episk på hvert atrium og koblet til to pacemakere fra forskjellige produsenter. Denne strategien tillot gjentatt ikke-invasiv atrieprogrammert stimulering for å bestemme inducibility av AF på bestemte tidspunkter etter operasjonen. Ulike protokoller for å teste AF-inducibility ble brukt. Fordelene ved denne modellen er dens kliniske relevans, med AF-inducibility og rask induksjon av betennelse og fibrose-begge tilstede i atrial myopati- og dens reproduserbarhet. Modellen vil være nyttig i utviklingen av nye terapier rettet mot atriemyopati og AF.
Introduction
Atrieflimmer (AF) er den mest utbredte hjertearytmi, noe som fører til betydelig sykelighet, dødelighet og helseutgifter1. I mange tilfeller er AF bare det elektriske symptomet på den underliggende atriemyopatien, som er definert av strukturell, elektrisk, autonom og kontraktil ombygging av atriene. Denne atriemyopatien kan føre til AF og hjerneslag 2,3. De fleste terapier retter seg bare mot den elektriske ombyggingen, men retter seg ikke mot de underliggende strukturelle endringene i atriene (betennelse og fibrose)4,5,6,7. Dette er sannsynligvis en av grunnene til at dagens terapier bare er marginalt effektive, spesielt i mer avansert atriemyopati8.
En reproduserbar dyremodell er avgjørende for å målrette betennelsen og fibrosen som er tilstede i atriemyopati. Atrie takypacing modeller er utviklet i flere store dyrearter 9,10,11,12. I disse modellene går atrievevet kontinuerlig i lange perioder for å indusere elektriske og til slutt strukturelle endringer. De største ulempene ved takykpacing modeller er den lange varigheten før strukturelle tegn på atriemyopati vises og deres relevans bare for kliniske syndromer der elektriske abnormiteter utvikler seg før atriemyopati. En teoretisk risiko er pacing-lead failure på grunn av fibrose under lang oppfølging9.
I modeller av steril perikarditt sprøytes sterilt talkum over atariens epikarielle overflate for å indusere en akutt inflammatorisk og fibrotisk reaksjon, noe som resulterer i atriemyopati13,14. Griser har hjerteanatomi og fysiologi som ligner på mennesker, og derfor har svinemodeller høy translasjonell relevans. Fordelene ved å bruke minipigs er at de er lettere å håndtere på grunn av deres mindre størrelse enn konvensjonelle grisstammer og kan opprettholdes i lang tid uten noen betydelig økning i kroppsvekt10. Alle disse grunnene gjør steril perikarditt i minipigs en utmerket modell for undersøkelse av atriemyopati og fibrillasjon. Denne protokollen og videoen tar sikte på å lette oppsettet av denne modellen i forskjellige forskningsfasiliteter og standardisere protokoller for å studere inducibility av AF.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Denne protokollen er godkjent av Universitetet i Antwerpen etiske komité for dyreforsøk (saksnummer 2019-29) og følger dyrepleieretningslinjene til Universitetet i Antwerpen. Sytten 6 måneder gamle Aachener minipigs (mann, kastrert) som veide ~ 20 kg ble valgt for denne studien.
1. Medisinering og anestesi
- Premedikasjon
- Forsikre deg om at grisene er fastet i 12 timer, men med ubegrenset tilgang til vann.
- For sedasjon, administrer følgende i en intramuskulær injeksjon: atropin 0,05 mg/kg, ketamin 10 mg/kg, midazolam 0,5 mg/kg.
- Bestem den nøyaktige vekten av grisen etter at den har mistet bevisstheten (ca. 10 min etter dosering). Transporter grisen til operasjonssalen.
- Plasser grisen på en varmepute.
- Påfør EKG-overvåking, pulsoksymeter og utfør et innledende termometri.
- Sett inn et over-the-needle kateter (22 G) i den marginale ørevenen eller den ytre saphenøse venen.
- Anestesi
- For induksjon av anestesi, administrer en bolus av propofol (1-4 mg / kg IV) før du starter intubasjon. Hvis overfladisk anestesi er notert, administrer en ekstra bolus av midazolam 0,2 mg / kg IV, og fortsett til intubasjonen etter ~ 5 min.
- Intubasjon
- Plasser grisen i utsatt stilling.
- Be en assistent om å holde dyrets munn åpen ved hjelp av to stropper av gasbind og / eller en munnspreder. Spray 1 ml (10 mg) lidokain i strupehodet med en 2 ml nål nålløs sprøyte, vent i 30-60 s for å desensibilisere strupehodet, og fortsett deretter.
- Plasser et endotrakealrør (ETT) med en innvendig diameter på 6,5 mm ved hjelp av et laryngoskop. Bruk et laryngoskop til å visualisere, fortreng epiglottiene fra den myke ganen, og legg en stylet inn i ETT for bedre manipulering.
MERK: Grisens munn kan ikke åpnes mye, og avstanden fra nesespissen til strupehodet er lang. Derfor er visualisering av rima glottis begrenset. Derfor hjelper ETT og stylet visualisering.
- Ved tilkobling av respiratoren, gi supplerende medisinering om nødvendig: midazolam 0,5 mg/kg IV og/eller alfentanil 30 μg/kg IV.
- Bruk følgende ventilatorinnstillinger: volumstyringsventilasjon (VCV) med et forhåndsinnstilt tidevannsvolum på 10 ml/kg, som fører mot et toppinspiratorisk trykk (PIP) på 11-15 cmH20, et positivt sluttutløpstrykk PEEP på 2-5 cmH20; respirasjonsfrekvens: 12-16 Brpm for å opprettholde end-tidal CO2 (ETCO2) mellom 35-45 mmHg; FiO2: 50% (skal reduseres når metning er 100%); sevofluran 2,5%.
- For analgesi, bruk alfentanil 0,5-1 μg· (kg·min) -1 CRI.
- Administrer en bolus på 10 ml/kg plasmalytt 3-5 ml· (kg·h) -1 over 10-20 min for å korrigere hypotensjon på grunn av hypovolemi.
- Administrer 1 g cefazolin IV. For hver 2 timers operasjon, administrer en ekstra 500 mg cefazolin IV.
MERK: For en oversikt over nødmedisinen som skal ha for hånden i operasjonssalen, se tabell 1. Urinblærekateterisering er vanskelig hos mannlige griser og generelt ikke nødvendig for denne prosedyren. - Barber thoracic og nakkeområdet av dyret.
- Påfør veterinærsalve på øynene for å forhindre tørrhet og øyeirritasjon under anestesi.
- Overvåk de vitale parametrene kontinuerlig. Kontroller dybden av anestesi minst hver 10 min ved å vurdere om kjeve tonus er avslappet, palpebral refleks er fraværende, øynene roteres, og det er ingen atferdsmessige tegn på eksitasjon. Kontroller fargen på slimhinnen og kapillær påfyllingstid for å evaluere vevsperfusjon. Registrer alle data, sammen med alle administrerte medisiner, i et individuelt bedøvelsesdiagram.
- Plassering av arteriell linje
- Klargjør trykkledende system. Tilsett 5000 IE heparin i en IV-pose på 500 ml 0,9% NaCl.
- Returner dyret til liggende stilling. Utvid benet og finn lårarterien ved hjelp av ultralyd med den vaskulære sonden i halspulssetting. Desinfiser inguinalsonen med klorhexidin. Bruk umonium til sterilisering av ultralydsonden (eller bruk et sterilt transduserdeksel) og bruk sterile hansker for å sikre antiseptisk teknikk.
- Punkter lårarterien ved hjelp av ultralydveiledning. Sett inn en 3 Fr skjede ved hjelp av Seldinger-teknikken.
MERK: På grunn av den lille diameteren på lårarterien, kan det være nyttig å la en assistent sette inn ledevaieren gjennom nålen. Bare virkningen av å løfte ultralydsonden kan forvrenge nålespissen. - Fest hylsen med en sutur. Koble hylsen til svingeren og skyll. Overvåk det arterielle blodtrykket i sanntid.
2. Kirurgi
- Forberedelse
- Forsikre deg om at dyret er liggende i en stabil posisjon. For ekstra stabilitet, plasser forhåndsvarsmede IV-poser i en paraspinal posisjon for å støtte dyret.
- Plasser jordingsplaten til elektrokauteriet under dyret. Bruk en liten mengde ultralydgel for å sikre riktig kontakt med huden.
- Hudpreparat: Barber dyret i følgende regioner: nakke, øvre lemmer, fremre thorax, øvre del av magen, inguinale og EKG-elektrodesteder. Utfør tre vekslende skrubber med alkohol 70% og jod 2% for å desinfisere huden riktig.
- Plasser sterile gardiner. Pakk dyrets klør i sterile ark eller hansker også. Bruk steril gasbind for å trekke dem tilbake.
- For å sikre sterile forhold, draper det kirurgiske området med sterile kirurgiske deksler, bruk sterile instrumenter og arbeid under sterile forhold til huden lukkes.
MERK: Gjennom hele prosedyren må kirurger bruke hårhette, munnmaske, kirurgisk kjole og sterile hansker.
- Kirurgisk plassering av et permanent sentralt venekateter (CVC)
- Lag et 5 cm snitt i sporet ved medial grensen til sternocleidomastoid muskelen. Dissekere direkte til den indre jugularvenen er nådd.
- Fjern fibrøst vev rundt venen og plasser en kvadrert sutur (= 3 til 4 masker som danner en sirkel) med Prolene 6-0 rundt ønsket kateteriseringssted for å få karkontroll.
- Kanylere den indre jugularvenen med en 3 fransk trippel-lumen CVC ved hjelp av Seldinger-teknikken. Stram Prolene 6-0-suturen rundt kateteret.
- Fest håndtaket på kateteret til sternocleidomastoid muskelen.
- Tunnel de tre kateter lumina separat: bruk et stort par stump dissekering saks for å lage tunnelen og en atraumatisk klemme trekke kateteret lumina gjennom tunnelen. Fest endene av kateteret godt til huden og se på den nålefrie injeksjonsporten. Utgangsstedene til kateterlyset ligger bak øret og så langt unna som mulig fra snittstedet for å sikre en maksimal banelengde på kateteret under huden.
- Lukk snittstedet i to lag.
- Sternotomi
- Lag et median snitt fra brystbenets manubrium til 3 cm under xiphoid-prosessen til brystbenet blir tydelig.
- Dissekerer årsaksmessig fra xiphoid-prosessen. Sett en finger på den viscerale siden av brystbenet og fjern bindevevet så langt som mulig etter den viscerale brystoverflaten.
MERK: Bindevevet fjernes for å forhindre hjerteinfarkt mens du utfører sternotomi. - Bruk brystsagen til å spalte brystbenet. Kontroller alle blødningssteder. Bruk brystsprederen til å forstørre tilgangen til thoraxhulen. Unngå å skade pleuraen.
- Åpne perikardiet forsiktig og bruk suspensjonssuginger for å holde det utenfor det kirurgiske feltet.
- Pacemaker-lederplassering (se figur 1)
- Plasser en pacemakerledning på venstre atrium.
- Test forlengelses- og tilbaketrekkingsmekanismen til ledningens festeskrue. Sett deretter spissen på en (buet) tang og bue stylet med 60° om nødvendig.
- Sett en komprimering på venstre ventrikel og trekk den forsiktig til side for å ha utsikt over venstre atrium.
MERK: Trykket på ventrikelen vil raskt forårsake hypotensjon. Sørg for at anestesiologen forutser dette med lavdose noradrenalin gjennom CVC. Slipp ventrikelen når gjennomsnittlig blodtrykk faller under 40 mmHg i >20 s. Bare fortsett når dyrets blodtrykk har normalisert seg. - Ved visualisering av venstre atrium, legg blyspissen fast på venstre atriefrie vegg, så nært som mulig til lungeårene og så langt som mulig fra ventrikelen. Skru den inn ved å forlenge helixen inn i atrievevet, helst med en liten helling. Gjør dette så fort som mulig og slipp trykket på venstre ventrikel umiddelbart.
- Mål sensor- og pacing-terskelen og impedansen til ledningen ved hjelp av en programmerbar elektrisk stimulator eller pacemakerprogrammerer. Påse at det ikke er noen ventrikulær overkapsling (bred QRS på EKG) ved pacing ved høye spenninger (10 V). Hvis den ikke er fornøyd, trekker du tilbake helixen på ledningen og starter på nytt fra trinn 2.4.1.1.
MERK: Normal tempoterskel bør være <1 V med en pulsbredde på 0,5 ms (vanligvis ~0,5 V @0,5 ms).
- Plasser en pacemakerledning på høyre atrium, helt analog med plasseringen av venstre atrieledning.
- Pass på at begge ledningene forlater thoraxen ved midtlinjen; Venstre atrieledning må tunneleres gjennom abdominal subkutant fett fra xiphoid-prosessen til venstre flanke, høyre atrieledning til høyre flanke.
- Lag en pacemakerlomme i det subkutane fettet på venstre og høyre flanke av grisen. Koble pacemakerne til ledningene og plasser dem inne i lommene. Koble en pacemaker som er i stand til å utføre (50 Hz) burst pacing med venstre atrieledning (for å tillate pacing) og en pacemaker fra en annen produsent (for å unngå krysstale mens du leser ut begge pacemakerne samtidig) til høyre atrieledning (for å tillate sensing). Lukk i 2 lag med klassiske enkelt suturer, det indre laget med Vicryl 1-0 og det ytre laget med Mersilene 0.
- Plasser en pacemakerledning på venstre atrium.
- Induksjon av steril perikarditt
- Utsett atriene igjen ved å trekke til side ventriklene. Dekk opp ventriklene med gasbind (og ta gasbindet bort etterpå).
- Spray sterilt talkum over epikarialoverflaten til begge atriene ved hjelp av dispenseren som er inkludert i pakken. Som bradykardi og hypotensjon vil følge denne manipulasjonen, gi hjertet nok tid til å gjenopprette spontant etter omtrent ett minutt; Om nødvendig, start eller øk (infusjonshastigheten til) et noradrenalin drypp.
- La ett lag steril gasbind (5 cm x 5 cm) stå på epikardialoverflaten til både atria: ett stykke venstre og en høyre.
- Kontroller posisjonen til pacemakerens leder en siste gang før du begynner å stenge.
- Lukking av brystet
- La et avløp i mediastinum og tunnel det til hudoverflaten. Koble avløpet til en steril vakuumburk; åpne tilkoblingen når det første laget av huden er lukket (for å unngå luftlekkasje). Fjern avløpet når du bringer dyret tilbake til stallen.
- Lukk perikardiet med Prolene 6-0.
- Lukk brystbenet ved hjelp av en klassisk cerclage-teknikk med rustfritt ståltråd.
- Lukk delsnittene i to lag med resorberbar tråd.
- Utfør en sternal blokk ved å infiltrere 5 ml 0,5% bupivakain i huden; benkontakt med brystbenet for å infiltrere periosteumet.
MERK: Alternativt kan det være enda bedre å bruke pre-emptive analgesi ved å utføre brystblokken FØR snittet av brystbenet. - Lukk huden med en kontinuerlig intradermal sutur ved hjelp av resorberbar tråd.
3. Postoperativ omsorg
- Gradvis, slå av alle beroligende midler mens du lukker dyrets hud.
- Hold dyret i operasjonsrommet med nøye overvåking av kroppstemperatur, ventilasjon og luftveis patency, oksygenering og hemodynamiske parametere.
- På grunn av et betydelig fall i kroppstemperaturen som ofte oppstår under prosedyren, hold dyret varmt ved hjelp av tepper, varmepute og varme pakker. Gi oksygen under utvinning, spesielt når skjelving er notert.
- Påfør en fentanylplaster på 50 μg/t for postoperativ analgesi. Fordi det er en forsinkelse på 6-8 timer før fentanylplasteret trer i kraft, administrer 0,05-0,1 mg/kg morfin subkutant for å bygge bro over denne perioden.
- Når dyret er stabilt, viser en økning i kroppstemperaturen; kan løfte hodet; svelger; viser normale okulære reflekser; og puster spontant, fritt og dypt uten en ETT på plass, uten tegn på øvre luftveisobstruksjon; den kan transporteres tilbake til pennen. Sørg for oppvarming i restitusjonsfasen (f.eks. infrarød lampe, varmematte, tepper).
MERK: Unngå å sette dyret tilbake i pennen for tidlig , da åndedrettsstans er mulig, selv timer etter at narkotikaen er avsluttet. - Utfør en kontroll på dyret: hver 15 min i løpet av den første timen postoperativt, deretter hver time for de første 4-6 timene eller oftere hvis dyret ikke er komfortabelt. Når dyret viser tegn på smerte, administrer supplerende morfin subkutant 0,025-0,05 mg/kg hver 2. Administrer 1 g cefazolin 8 og 16 timer etter operasjonen.
MERK: Smertevurdering består av subjektive elementer som holdning, atferd (stående, spise, drikke) og grimase. Objektive tegn på smerte er forhøyet hjertefrekvens, forhøyet åndedrettsfrekvens og overfladisk åndedrett. Dyret vil gå tilbake til sin normale status og oppførsel innen 24 timer. Fjern fentanylplasteret på dag 3 etter operasjonen.
4. Atriekrans for induksjon av AF
- Injiser ketamin 10 mg/kg og midazolam 0,5 mg/kg intramuskulært (uten atropin) og vent til et tilstrekkelig sedasjonsnivå er nådd.
- Vei grisen igjen for oppfølging. Plasser dyret i en begrensende slynge og ta den med til operasjonssalen.
- Fest EKG- og oksygenmetningsovervåking og plasser programmererhodene over de tilsvarende pacemakerne. Forhør pacemakerne.
- Kontroller pacemakerinnstillingene for forekomsten av spontan AF. Se etter en ventrikulær blyadvarsel når du bruker en pacemaker med to kammer.
- Bestemme impedans- og sensing- og pacing-terskler. Når du utfører elektrofysiologistudier (EP), må du alltid tempo på dobbelt så høy terskelspenning og se etter en økning i spenningsterskelen under eksperimentet.
- Bestem den atrie effektive ildfaste perioden (AERP) omtrentlig med den korteste sykluslengden der 1: 1-fangst opprettholdes under burst pacing.
MERK: Denne metoden er forskjellig fra klinisk AERP-bestemmelse, men mer relevant for denne protokollen. - Bestem ledningstiden mellom venstre og høyre atrieledninger ved å måle tiden mellom initieringen av pacing-spissen og atriedepolariseringen på høyre atrieledning.
- For den første protokollen, bruk et burst-tempo i 20 s med en sykluslengde på AERP + 30 ms. Etter opphør av pacing, sjekk for tilstedeværelsen av AF og måle hvor lenge episoden varer. Pause i minst 5 s mellom hver pacing økt og vente til sinus rytme hjertefrekvensen har gjenopprettet til baseline. Gjenta dette ≥10 ganger; legg merke til visningen av AF-inducibility som en prosentandel av "vellykkede" forsøk på den totale mengden forsøk på å indusere AF.
MERK: Kun episoder > 5 s anses som relevante. - For den andre protokollen, bruk et burst-tempo i 20 s, og start med en sykluslengde på AERP + 20 ms. Under følgende serie reduserer du sykluslengden til den minimale sykluslengden med 1:1-opptak. Gjenta dette minst 10 ganger. Legg merke til AF-varigheten og AF-inducibility.
- For den tredje protokollen, bruk et bristetempo for 5 s ved 50 Hz. Gjenta dette minst 10 ganger. Legg merke til AF-varigheten og AF-inducibility.
- La dyret våkne opp eller fortsette med andre prosedyrer (f.eks. ekkokardiografi, behandling, blodprøve)
5. Eutanasi
- Etter eksperimentet - som varte en måned - blir dyrene euthanized med en overdose av IV pentobarbital (50 mg / kg, IV). Humane endepunkter for eutanasi var vedvarende tegn på alvorlig smerte eller ubehag, til tross for tilstrekkelig behandling. Dette vurderes klinisk på daglig basis: alarmerende tegn inkluderer hypertensjon, takykardi, økt åndedrettsfrekvens, atferdsendringer (rastløshet, immobilisering, vokalisering) og kjeveklemming.
6. Sham kirurgi
- Utfør den samme protokollen uten å sprøyte talkum over atrie-epikaret eller etterlate et lag steril gasbind.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Sykelighet og dødelighet:
Da vi begynte å utvikle denne modellen av steril perikarditt i Aachener-minipigs, la vi merke til perioperativ dødelighet på 4 av 17 griser (23,5%): 3 av 4 dødsfall skjedde i de første 6 operasjonene på grunn av en "læringskurveeffekt". Etiologiene var følgende: 2 griser døde på grunn av postoperativ respiratorisk arrestasjon; dette problemet ble løst ved å redusere dosen av alfentanil. En gris døde på grunn av ventrikulær fibrillasjon under den første pacing-økten og en under testingen av pacing-ledningen: dette skyldtes ventrikulær overkapsel fordi venstre atrieledning ble plassert for nær ventrikelen. I oppfølgingsperioden overlevde alle dyrene til offer. Videre forsvant tegn på ubehag 24 timer postoperativt. Hvis noen tegn på ubehag vedvarer etter denne tiden, bør undersøkeren være mistenkelig for komplikasjoner.
Egenskaper for pacing:
En gradvis økning i spenningsterskelen og impedansen til venstre atrieledning ble observert under eksperimentet (figur 2A). Dette varierte imidlertid blant dyr og førte aldri til ikke-fangst. AF inducibility begynte å øke to uker etter operasjonen opp til ~ 25% i gjennomsnitt. Protokollen "AERP + 30 ms" var den minst effektive, og viste AF-inducibility ~ 10%. Reduksjonsmomental pacing og 50 Hz burst pacing økte AF-inducibility til ~ 40% (figur 2B).
Histologi:
Figur 3 viser høyere nivåer av interstitiell/perivascular fibrose hos sterile perikardittdyr sammenlignet med shams.
Figur 1: Eksperimentelt oppsett av pacing-ledningene. En pacemaker for atrietakchypacing er koblet til en ledning skrudd inn i venstre atrium. På samme måte er en pacemaker for å føle riktig atrieelektromyogram koblet til en bly skrudd inn i grisens høyre atrium. Forkortelse: EGM = elektrogram. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: Utviklingen av elektrofysiologiparametere over tid. (A) Blyimpedansen øker over tid, noe som indikerer økt fibrose (n = 6). Feilfelt angir standardavvik. (B) Dekremental pacing og 50 Hz burst pacing protokoller er mer vellykket enn AERP + 30 ms pacing protokollen; AF inducibility (B) og AF varighet (C) øker over 2 uker etter operasjonen (n = 4). (D) Eksempel på atrieelektrogram av venstre atrie pacemaker. Øvre: induksjon av en episode av atrieflimmer etter 5 s 50 Hz burst pacing. Lavere: AF ble ikke indusert etter 50 Hz burst pacing. Forkortelser: AF = atrieflimmer; AERP = atrie effektiv ildfast periode. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Interstitiell/perivascular fibrose hos sterile perikardittdyr sammenlignet med shams. (A) Venstre: Massons trichrome farging av venstre atrievev. Blå farge = fibrotisk vev. Steril perikarditt induserer mer perivascular og interstitiell fibrose i atrievev enn sham kirurgi. Øvre: 4x forstørrelse; skalastenger = 500 μm. Lavere: 20x forstørrelse; skalastenger = 50 μm. (B) Blindet kvantifisering av % av blått område i forhold til det totale myokardområdet ved hjelp av ImageJ-programvare viser et gjennomsnitt på 8,84 ± 0,95 % i sham-gruppen (n=4) og 13,16 ± 1,03 % i den sterile perikardittgruppen (n = 3; p = 0,0022, uparret t-test; gjennomsnitt ± SD). Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
| AKUTT MEDISINERING | Indikasjon | Dose (Bolus) | Dose (kontinuerlig infusjon) |
| Adrenalin | Livstruende situasjoner som alvorlig hypotensjon, anafylaktisk sjokk og gjenoppliving | 15 μg/kg | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 |
| Amiodaron | Gjenoppliving, ventrikulær arytmi | 7,5 mg/kg | 15 mg· (kg·24 h) -1 |
| Atracurium | Nevromuskulært blokkeringsmiddel | 0,75 mg/kg | 1 mg· (kg·h) -1 |
| Atropin | Bradykardi og HLR | 0,02-0,05 mg/kg DIREKTEMELDING, SC, IV | |
| Klonidin | Ondartet hypertermi/hypertensjon | 0,06 μg/kg | |
| Digoksin | AF med rask ventrikulær respons | 12,5 μg/kg | |
| Dobutamin | Kardiogene sjokk, hypotensjon | 2,5 -10 μg· (kg·min) -1 | |
| Metoprolol | AF med rask ventrikulær respons | 50-250 μg/kg | |
| Nitroglyserol | Ondartet hypertermi/hypertensjon | 50 μg/kg | 0,45 mg· (kg·h) -1 |
| Noradrenalin | Hypotensjon | 0,05-1 μg· (kg·min) -1 | |
| Elektrisk defibrillering | Vedvarende ventrikulær arytmi | 50–150 J LIKE bifasisk |
Tabell 1: Akuttmedisiner, inkludert indikasjoner og doser, som skal være tilgjengelige under operasjonen 15,16,17. Forkortelser: HLR = hjerte- og lungeredning; AF = atrieflimmer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
En pålitelig stor dyremodell er en viktig ressurs for studiet av atriemyopati og AF og utvikling av nye terapier for AF. Implantasjon av pacemaker fører på atrie epikardiet tillot en langsgående oppfølging og repeterende elektrofysiolog testing, noe som er vanskelig hos små dyr. Minipigs er enkle å håndtere, og deres hjerter er strukturelt og fysiologisk lik menneskehjertet10.
Den sterile perikardittmodellen er relativt grei sammenlignet med kontinuerlig atrietakchypacing fordi det ikke er behov for tilpassede programmerte pacemakere. Patofysiologien som er indusert i denne modellen, ligner også mer på patofysiologien som ofte observeres hos mennesker, da betennelse og fibrose går foran induksjonen av AF2. Andre modeller, hvor AF er sekundært til ventrikulær dysfunksjon eller mitralklaffregurgitasjon, har en tendens til å være mer komplisert å utvikle, og tilstedeværelsen av en ikke-atrial primærsykdom forvirrer tolkningen av effekter indusert av terapeutiske intervensjoner.
Så vidt vi vet var Schwartzman et al.14 de eneste andre etterforskerne som induserte steril perikarditt hos griser. I denne studien var AF-inducibility høyere (10%) umiddelbart etter operasjonen og steg til 80% etter 1 uke postoperativt. Derimot steg AF-inducibility bare etter 2 uker og oversteg ikke 40% i vår modell. En mulig forklaring er den eldre alderen og større kroppsvekt av grisene sine, samt den høyere talkumdosen de brukte, noe som gjør modellen deres til en mer akutt og aggressiv modell. Lavere talkumdose og yngre dyr er sannsynligvis også grunnen til at AF-inducibility stiger senere og er lavere i denne studien.
For jevn utførelse av denne protokollen, bør en erfaren (hjerte) kirurg og dyrebedøvelse være involvert. Kirurgisk er minipigens anatomi nær menneskers. Som beskrevet i protokollen, gjør en ultralydstyrt plassering av arterielt kateter prosedyren mindre invasiv, smertefull og tidkrevende18.
I de tidligere stadiene av prosjektet ble en pacing bly tunnelert til baksiden av dyret og eksternisert for å koble det til en programmerbar ekstern hjertestimulator (se materialtabellen). Til tross for den strenge fikseringen av disse ledningene, ble de imidlertid ofte ekstrahert av dyrene selv, og noen ledninger ble smittet, noe som førte til purulent perikarditt. Strategien ble derfor tilpasset den beskrevne to-pacemakerstrategien. Kritiske trinn er intubasjon, sentral venekateterplassering, pacing blyimplantasjon og gjenoppretting etter anestesi.
Viktigste bedøvelsesproblemer er hypotensjon, hypotermi og hjertedyshytmi forårsaket av manipulasjon. Disse må overvåkes nøye og administreres ved å administrere væskeboluser og noradrenalin, varmeputer og tilstedeværelsen av nødmedisiner og en defibrillator. Noen tips og triks har blitt inkludert gjennom hele protokollen, med vekt på viktigheten av en overvåket postoperativ utvinning (krever tålmodighet) og temperaturstyring for å sikre en rask og full gjenoppretting. Lengden på prosedyren fra sedasjon til ekstubasjon varierer fra 3 til 6 timer.
Det er noen begrensninger i den nåværende protokollen. Som med alle store dyremodeller er en stor begrensning den totale kostnaden. Det må gjøres betydelige investeringer i spesialisert infrastruktur for boliger av dyr og utstyr til operasjonssalen. Dyrene og forbruksvarer er også dyre. Likevel er den sterile perikardittmodellen vesentlig billigere enn atrial tachypacing-modeller på grunn av kort varighet og fordi ingen modifikasjon må gjøres til pacemakerne. Sammenlignet med smådyrmodeller er dagens protokoll også arbeidskrevende, noe som begrenser den samlede N-verdien som kan oppnås. Imidlertid har denne modellen en høyere translasjonsverdi, basert på den større størrelsen på atriene og anatomien og fysiologien nærmere menneskers.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Ingen av forfatterne har noen interessekonflikt å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av et Industrieel OnderzoeksFonds/Strategisch Basisonderzoek (IOF/SBO) forskningsstipend (PID34923) og et Geconcerteerde Onderzoeksactie (GOA) stipend (PID36444) ved Universitetet i Antwerpen; av et senior klinisk utprøverstipend (til VFS) og forskningsstipend fra Fondet for vitenskapelig forskning Flandern (Søknadsnummer 1842219N, G021019N, G0D0520N og G021420N); ved et forskningsstipend på ERA.Net RUS Plus (2018, Project Consortium 278); av et Vlaamse Interuniversitaire Raad/Interuniversitair Bijzonder OnderzoeksFonds (VLIR/iBOF) stipend (20-VLIR-iBOF-027). Vi takker firmaene Abbott og Boston Scientific for å sponse en stor del av pacemaker-lederne og firmaene Medtronic og Biotronik, for lånet av en pacemakerprogrammerer. Vi takker dyrepersonalet ved Universitetet i Antwerpen dyreanlegg for deres gode omsorg for dyrene.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Aachener minipig, 6-months old, male, castrated, weight 15-25 kg | Carfil | ||
| Anesthesia and preparation | |||
| ECG electrodes | |||
| Endotracheal tube 6.5 mm ID | Covidien | 115-65OR | |
| External cardioverter-defibrillator | Innomed | Cardio-aid 200B | |
| Heating pad | OK. | OUB 60321 | |
| Intravenous catheter 22 GA, 1 Inch | BD | 381323 | |
| Laryngoscope blade size 4 | Miller | SUS426601 | |
| Monitor | GE Medical systems | 2600040-003 | |
| Respirator | Datex-Ohmeda | 1009-9000-000 | |
| Shaver | Aesculap | GT 104 / REF 985203 | |
| Syringe driver pump | Fresenius Kabi | 082470 | |
| Arterial and central venous line placement | |||
| 3-lumen central venous catheterization set, 7 French, 16 cm, 0.032 Inch guide | Arrow medical | EU-22703-EN | |
| Arteral catheter 3 French, 8 cm | Vygon | 1,15,090 | |
| Caresite Luer access device | B. Braun | 415122-01 | |
| Fluids: IV bags of Plasmalyte, Glucose 5%, NaCl 0.9% (500 mL or 1000 mL) | |||
| heparinized saline | |||
| Needles: 18 Ga / 40 mm and 22 Ga / 40 mm | |||
| Pressure monitoring set, 195 cm | Edwards Lifesciences | T005021M | |
| Pressure tubing 180 cm | Edwards Lifesciences | 50P172 | |
| suture with needle | |||
| Syringes Luerlok: 2 mL, 5 mL, 10 mL, 20 mL, 50 mL | |||
| Ultrasound gel | Zealand coating | 446-1 | |
| Ultrasound with vascular probe | Philips healthcare | EPIQ 7C / REF BZE1723 | |
| Surgical set | |||
| Blunt-tip surgical scissors | Martin | 11-934-25 | |
| 60 degrees curved Debakey forceps | Aesculap | FB403 | |
| Anatomical forceps | AS | 13-102-16 | |
| Debakey forceps | Geister | 10-0634 | |
| Electrocautery module | Alsa | Alsatom SU 140/D MPC | |
| Holders for stainless steel wire | COBE | 013-123 | |
| Mosquito | Leibinger | 32-01008 | |
| Needledriver, fine | Delacroix-Chevalier | 50302-21 | |
| Needledriver, normal | Aesculap | BM 77 | |
| Rib spreader | Martin | 24-178-01 | |
| Scalpel | Swann-Morton | 0511 | no. 24 |
| Scissors for stainless steel wire | Jakobi | 411830 | |
| Spreaders | AS | 16-058-00 | |
| Sternum saw | Eure-Power | 5000020 | |
| Sternum saw blade | MicroAire | ZR-032M | |
| Surgical consumables | |||
| Disinfectant: iodine, chlorhexidine | |||
| Electrocautery pencil with push button, cable 5 m | Dongguan QueenMed Equipment | ESPB4001LQ | |
| Gastric tube | Vygon | 390.12 | |
| Mersilene-0, 75 cm | Ethicon | F2505H | |
| Monocryl 3-0, 70 cm | Ethicon | Y423H | |
| Mouth masks, hair nets | |||
| Oriflex-4 vacuum flask for surgical draining | Oriplast Krayer | VK00352 | |
| Prolene 6-0, 75 cm | Ethicon | 8711H | |
| Stainless steel monofilament non-absorbable suture | Ethicon | W995 | |
| Sterile drapes | 3M | 9010 | |
| Sterile gauze 20 x 10 cm | Stella | 35921 | |
| Sterile gloves | |||
| Sterile surgical gown | |||
| Steritalc PF3 | Novatech | 16863 | |
| Vicryl-0, 75 cm | Ethicon | V324H | |
| Cardiac pacing | |||
| Bipolar pacing lead Fineline II Sterox EZ 58 cm | Boston Scientific | 4474 | |
| Bipolar pacing lead Tendril STS 58 cm | Abbott | 2088TC | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Frame 3 | Lomir | DF H1PU | |
| Ellegaard Göttingen Minipig Sling Cover | Lomir | SS CEG1 | |
| Micropace cardiac stimulator | Boston Scientific | EPS 320 | |
| Pacemaker for pacing | Medtronic | Azure XT DR MRI SureScan | |
| Pacemaker for sensing | Biotronik | Eluna 8 DR-T | |
| Pacemaker programmer for pacing | Medtronic | CareLink Encore 29901A | |
| Pacemaker programmer for sensing | Biotronik | ICS 3000 DS CD-W US | |
| Medication | |||
| Adrenaline 1 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Atropine 0.5 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| Catapressan 150 µg/mL, 1 ml clonidine | Boehringer Ingelheim | BE021402 | |
| Cefazoline 2 g powder | Mylan | BE319794 | |
| Cordarone 50 mg/mL, 3 mL amiodarone | Sanofi | ||
| Durogesic 50 µg/h fentanyl patches | Janssen-Cilag | ||
| Glucose 5%, 500 mL | Baxter | AE0063 | |
| Ketalar 50 mg/mL, 10 mL | Pfizer | 804101 | |
| Lanoxin 0.25 mg/mL, 2 mL digoxine | Aspen | ||
| Marcaine 0.5% + adrenaline 1:200,000 | Aspen | ||
| Midazolam 5 mg/ml, 3 mL | B. Braun | 3521740 | |
| Morfine 10 mg/mL, 1 mL | Sterop | ||
| NaCl 0.9%, 500 mL | Baxter | AKE1323 | |
| Nitro Pohl 1 mg/mL, 5 mL nitroglycerine | Pohl Boskamp | ||
| Noradrenaline 1 mg/mL, 4 mL | Aguettant | ||
| Plasmalyte 1000 mL | Baxter | AKE0324 | |
| Propofol 10 mg/mL, 20 mL | B. Braun | 3521810 | |
| Protamine 1400 IU/mL, 5 mL | Leo pharma | ||
| Rapifen 0.5 mg/mL, 2 mL | Janssen-Cilag | 95103 | |
| Seloken 1 mg/mL, 5 mL metoprolol | AstraZeneca | ||
| Sevorane Quick Fill 100% sevoflurane, 250 mL | Abbvie | 1283-415 | |
| Tracrium 10 mg/mL, 5 mL atracurium | Aspen |
References
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC) Developed with the special contribution of the European Heart Rhythm Association (EHRA) of the ESC. European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Sajeev, J. K., Kalman, J. M., Dewey, H., Cooke, J. C., Teh, A. W. The atrium and embolic stroke: myopathy not atrial fibrillation as the requisite determinant. JACC. Clinical Electrophysiology. 6 (3), 251-261 (2020).
- Shen, M. J., Arora, R., Jalife, J.
- Jalife, J., Kaur, K. Atrial remodeling, fibrosis, and atrial fibrillation. Trends in Cardiovascular Medicine. 25 (6), 475-484 (2015).
- Fu, X. X., et al. Interleukin-17A contributes to the development of post-operative atrial fibrillation by regulating inflammation and fibrosis in rats with sterile pericarditis. International Journal of Molecular Medicine. 36 (1), 83-92 (2015).
- Liao, J., et al. TRPV4 blockade suppresses atrial fibrillation in sterile pericarditis rats. JCI Insight. 5 (23), 137528 (2020).
- Zhang, Y., et al. Role of inflammation in the initiation and maintenance of atrial fibrillation and the protective effect of atorvastatin in a goat model of aseptic pericarditis. Molecular Medicine Reports. 11 (4), 2615-2623 (2015).
- Vizzardi, E., et al. Risk factors for atrial fibrillation recurrence: a literature review. Journal of Cardiovascular Medicine. 15 (3), Hagerstown, Md. 235-253 (2014).
- Dosdall, D. J., et al. Chronic atrial fibrillation causes left ventricular dysfunction in dogs but not goats: experience with dogs, goats, and pigs. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 305 (5), 725-731 (2013).
- Schuttler, D., et al.
- Wijffels, M. C., Kirchhof, C. J., Dorland, R., Allessie, M. A. Atrial fibrillation begets atrial fibrillation. A study in awake chronically instrumented goats. Circulation. 92 (7), 1954-1968 (1995).
- Willems, R., Ector, H., Holemans, P., Van De Werf, F., Heidbuchel, H. Effect of different pacing protocols on the induction of atrial fibrillation in a transvenously paced sheep model. Pacing and Clinical Electrophysiology. 24 (6), 925-932 (2001).
- Pagé, P. L., Plumb, V. J., Okumura, K., Waldo, A. L. A new animal model of atrial flutter. Journal of the American College of Cardiology. 8 (4), 872-879 (1986).
- Schwartzman, D., et al. A plasma-based, amiodarone-impregnated material decreases susceptibility to atrial fibrillation in a post-cardiac surgery model. Innovations. 11 (1), Philadelphia, Pa. 59-63 (2016).
- BCFI vzw. Vetcompendium BCFIvet. , Available from: https://www.vetcompendium.be/nl (2021).
- Swine in the laboratory. Surgery, anesthesia, imaging, and experimental techniques, Third edition. Swindle, M. M., Smith, A. C. , CRC Press. (2016).
- Unit for Laboratory Animal Medicine. Guidelines on anesthesia and analgesia in swine. , Available from: https://az.research.umich.edu/animalcare/guidelines/guidelines-anesthesia-and-analgesia-swine (2021).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Gottingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (52), e2652 (2011).
