Name: Orthotopique aortique transplantation: un modèle de rat pour étudier le développement de la vasculopathie chronique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-12-04T17:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 32 s
Description: Découvrez la transplantation aortique orthotopique chez le rat pour étudier la vasculopathie chronique. Ce modèle PVG vers CI permet d'analyser la formation de néo-intima et d'explorer les mécanismes du rejet.

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Les auteurs remercient Christiane Pahrmann pour son travail histologique. Financement Sonja Schrepfer a reçu une subvention de recherche de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) (SCHR992 / 3 1 et SCHR992/4-1).]

Les rats pesant environ 250-300g sont achetés auprès de Charles River (Sandhofer Weg 7, D-97633 Sulzfeld). Les transplantations sont effectuées en utilisant des rats PVG en tant que donateurs, et les rats ACI en tant que bénéficiaires. Les rats sont logés dans des conditions classiques, nourris standards pour rats et de l&#39;eau ad libidum. Tous les instruments chirurgicaux sont stérilisés avant leur utilisation. La préparation des donateurs: Anesthetize rat avec l&#39;isoflurane (2,5-3%) en utilisant une chambre d&#39;induction. <ol><li> Raser les poils abdominale et thoracique et le lieu du rat sur son dos et placer un masque sur sa bouche et le nez pour maintenir l&#39;anesthésie. </li><li> Désinfectez la zone abdominale et thoracique en utilisant largement Provo-iode, la prochaine utilisation d&#39;éthanol à 80%, répétez cette étape trois fois. </li><li> Vérifiez réflexes pinçant les pattes postérieures pour être sûr que le rat anesthésié est suffisante. </li><li> Être exsangue le rat par l&#39;ouverture de l&#39;abdomen et découper un trou dans l&#39;aorte abdominale. </li><li> Ouvrez soigneusement le thorax à trouver l&#39;aorte thoracique descendante. </li><li> Disséquer l&#39;aorte thoracique de tissus environnants comme la graisse, les nerfs et l&#39;œsophage. </li><li> Retirer un morceau de 1,5 cm de l&#39;aorte en utilisant une couter, sans endommager les tissus de l&#39;aorte. </li><li> Perfuser le greffon aortique fond avec une solution saline stérile à froid et de stocker la greffe à 4 ° C. </li></ol> Destinataire: Anesthetize rat avec l&#39;isoflurane (2,5-3%) en utilisant une chambre d&#39;induction. La température corporelle est maintenue pendant l&#39;intervention chirurgicale. <ol><li> Rasez la zone abdominale et d&#39;appliquer une pommade oculaire pour éviter les yeux de sécher pendant l&#39;anesthésie. </li><li> Placez le rat sur son dos et placer un masque sur sa bouche et le nez pour maintenir l&#39;anesthésie. </li><li> Désinfectez la zone abdominale à l&#39;aide de Provo-iode, la prochaine utilisation d&#39;éthanol à 80%, répétez cette étape trois fois. </li><li> Vérifiez réflexes pinçant les pattes postérieures pour être sûr que le rat anesthésié est suffisante. </li><li> Effectuer une incision abdominale médiane séparant la peau et de muscle en deux étapes pour ouvrir le ventre. </li><li> Placez les intestins dans un gant de poudre de sérum physiologique réchauffé hydratée libre. Pliez le gant autour de l&#39;intestin pour empêcher la perte d&#39;humidité. </li><li> Retirez le tissu adipeux couvrant l&#39;aorte abdominale. </li><li> Disséquer l&#39;aorte sous-rénale sous forme de la région de la bifurcation, attention à ne pas causer des dégâts sur les branches des vaisseaux. </li><li> Si nécessaire branches ligaturer de l&#39;aorte. </li><li> Première utilisation d&#39;une pince de microchirurgie de la part de l&#39;aorte sous-rénale disséqués pour arrêter l&#39;écoulement du sang. </li><li> Ensuite, placez une deuxième pince à proximité de la bifurcation de l&#39;aorte. </li><li> Maintenant que le flux sanguin est arrêté, retirer un court segment de l&#39;aorte. </li><li> Prenez le greffon aortique donateurs, qui a été conservé dans une solution saline stérile à 0,9% sur la glace, le raccourcir à la longueur adéquate et le positionner dans le fossé. </li><li> Connectez l&#39;aorte des donateurs pour l&#39;aorte bénéficiaire, à effectuer des sutures en cours en utilisant 8-0 prolène suture (Ethicon, Norderstedt, Allemagne). Commencez avec le crâne de bout en bout anastomose. </li><li> Lorsque l&#39;extrémité distale à bout anastomose est terminée, ouvrir avec précaution la pince distale. </li><li> Quand il n&#39;y a pas de saignement après l&#39;ouverture de la pince distale, ouvrir avec précaution la pince crânienne. En cas de saignement à la suture, fermer la pince à nouveau, de localiser l&#39;hémorragie et arrêter le saignement en utilisant une maille unique. </li><li> Il devrait y avoir une impulsion visible à l&#39;extrémité distale de l&#39;aorte. </li><li> Suivant déplacer les intestins dans l&#39;abdomen. </li><li> Rincer l&#39;abdomen avec une solution saline stérile préchauffée. </li><li> Fermez la couche musculaire de la paroi abdominale en utilisant 6-0 prolène sutures course (Ethicon, Norderstedt, Allemagne). </li><li> Utilisez 5-0 Prolène (Ethicon, Norderstedt) fonctionnant sutures pour refermer la peau. </li><li> Alors que le rat est encore en anesthésie, injecter 4-5mg/kg carprofène sous-cutanée. </li><li> Pour fournir une analgésie suffisante pour ce type de procédure, métamisol est ajouté à l&#39;eau potable (50mg par 100ml Metamizol) pour des analgésiques pour 3 jours après la transplantation. </li></ol>

<ol><li>Deuse, T., Hoyt, G., Koyanagi, T., Robbins, R. C., Schrepfer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+and+Inhibition+But+Not+Reversion+of+Chronic+Allograft+Vasculopathy+by+FK778%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Prevention and Inhibition But Not Reversion of Chronic Allograft Vasculopathy by FK778.</a> Transplantation. 85, 870-877 (2008).</li>
<li>Mennander, A., Tiisala, S., Halttunen, J., Yilmaz, S., Paavonen, T., Hayry, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+rejection+in+rat+allografts.+An+experimental+model+for+transplant+arteriosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Chronic rejection in rat allografts. An experimental model for transplant arteriosclerosis.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 11, 671-680 (1991).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 57, 225-225 (1969).</li>
<li>Poston, R. S., Billingham, M., Hoyt, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapamycin+reverses+chronic+graft+vascular+disease+in+a+novel+cardiac+allograft+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Rapamycin reverses chronic graft vascular disease in a novel cardiac allograft model.</a> Circulation. 100, 67-100 (1999).</li>
<li>Schrepfer, S., Deuse, T., Koch-Nolte, F., Krieger, T., Haddad, M., Schäfer, H., Pelletier, M. P., Robbins, R. C., Reichenspurner, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FK778+in+Experimental+Xenotransplantation%3A+A+Detailed+Analysis+of+Drug+Efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">FK778 in Experimental Xenotransplantation: A Detailed Analysis of Drug Efficacy.</a> J Heart Lung Transplant. 26, 70-77 (2007).</li>
</ol>

Pour plusieurs raisons, nous avons trouvé le modèle orthotopique greffe aortique d&#39;une manière plus précise pour étudier le développement de la TVP par rapport au modèle de transplantation cardiaque hétérotopique: En ce qui concerne la technique chirurgicale, le modèle de greffe aortique incarne une méthode facilement réalisable, nécessitant uniquement l&#39;accomplissement de bout-en-bout anastomose, alors que le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique peut être considérée comme un défi plus comple...

<table><tbody><tr><td>Microscope chirurgical (grossissement 25x)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>rasoir</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Provo-Iodine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sérum physiologique glacé à 0,9 %</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>sérum physiologique stérile 0,9 % préchauffé</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pommade ophtalmique</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>gant</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ciseaux microchirurgicaux</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pinces</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pinces</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture 8-0 (prolène)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture 6-0 (prolène)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Suture 5-0 (prolène)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carprofène</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Métamizole</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Q-tips</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

orthotopique aortique transplantation: un modèle de rat pour étudier le développement de la vasculopathie chronique

Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Les modèles de recherche d&#39;un rejet chronique sont indispensables pour étudier les processus pathobiologiques et physiopathologiques pendant le développement de la vasculopathie transplantation (TVP). Le modèle animal couramment utilisé pour les études cardiovasculaires rejet chronique est le modèle de transplantation cardiaque hétérotopique effectuées chez les rongeurs de laboratoire. Ce modèle est largement utilisé dans les expériences depuis Ono et Lindsey (3) publié leur technique. Pour analyser les résultats dans les vaisseaux sanguins, le cœur doit être sectionnée et tous les navires doivent être mesurés. Une autre méthode pour étudier le rejet chronique dans les questionnements cardio-vasculaire est le modèle de greffe aortique (1, 2). Dans le modèle de transplantation orthotopique aortique, l&#39;aorte peut être facilement évaluée histologiquement (2). Le modèle PVG-à-ACI est particulièrement utile pour les études de CAV, puisque rejet aigu vasculaire n&#39;est pas un facteur majeur de confusion et le traitement Cyclosporine A (CsA) n&#39;empêche pas le développement de la CAV, semblable à ce que nous trouvons dans le contexte clinique (4 ). A7-jours période de CsA est nécessaire dans ce modèle afin de prévenir le rejet aigu et d&#39;atteindre à long terme de survie avec le développement de la TVP. Ce modèle peut également être utilisée pour étudier rejet aigu cellulaire et la nécrose des médias dans les modèles xénogéniques (5).

Cette vidéo montre le modèle orthotopique greffe aortique comme un modèle simple pour étudier le développement de la vasculopathie transplantation (TVP) chez les rats.

Orthotopique aortique transplantation: un modèle de rat pour étudier le développement de la vasculopathie chronique

Les modèles de recherche sur le rejet chronique sont essentiels pour étudier les processus pathobiologiques et pathophysiologiques lors du développement du rejet de greffe...

L'objectif général de cette procédure est d'établir un modèle précis et une méthode facilement réalisable pour étudier le développement de la vasculopathie de transplantation. Cela est réalisé en utilisant la combinaison de souche PVG vers une souche CI. La deuxième étape de la procédure consiste à prélever l'aorte du donneur.La troisième étape de la procédure consiste à préparer le receveur. La dernière étape de la procédure consiste à anastomoser l'aorte du donneur à l'aorte du receveur. En fin de compte, des résultats peuvent être obtenus montrant la formation de néointima à l'aide d'une histologie pathologique.Bonjour, je suis Sonya Schwefel, professeure en immunologie des transplantations au laboratoire TS Eye du Centre cardiaque universitaire de Hambourg, en Allemagne. Et moi, c'est Manish Duboff, également du laboratoire TS Eye.Notre laboratoire s'intéresse à l'immunologie de transplantation. Dans cette vidéo, nous vous présenterons le modèle de transplantation aortique orthotopique, un modèle simple et pertinent pour étudier le développement de la vasculopathie de transplantation chez le rat. Nous utilisons cette procédure dans notre laboratoire afin d'explorer le rejet chronique dans le cadre de pathologies cardiovasculaires.Dans le modèle de greffe aortique orthotopique, l'aorte peut facilement être évaluée histologiquement. En outre, le modèle de PVG vers un CI est particulièrement utile pour les études de vasculopathie de greffe. En effet, le rejet vasculaire aigu n'est pas un facteur de confusion majeur et le développement de la vasculopathie est similaire aux observations cliniques.Commençons. Le donneur utilisé pour la transplantation aortique orthotopique est un rat PVG pesant environ 250 à 300 grammes. Après anesthésie de l'animal, rasez les poils abdominaux et thoraciques.Placez le rat sur le dos et positionnez un masque facial sur son nez et sa bouche. Pour maintenir l'anesthésie, désinfectez largement la région abdominale et thoracique à l'aide de bétadine, puis d'éthanol à 80 %. Ensuite, vérifiez les réflexes de l'animal en pinçant ses pattes arrière.Pour confirmer qu'il est suffisamment anesthésié. Exsanguer le rat en ouvrant l'abdomen et en pratiquant une ouverture dans l'aorte abdominale. Ouvrir soigneusement le thorax afin de localiser l'aorte thoracique descendante.Disséquez l'aorte thoracique des tissus environnants, tels que les graisses, les nerfs et l'œsophage. Prélevez un fragment de 1,5 centimètre d'aorte à l'aide d'acuta sans endommager le tissu aortique. Perfusez complètement la greffe aortique avec du sérum physiologique froid et conservez la greffe à quatre degrés Celsius.Le receveur pour cette transplantation aortique orthotopique est un rat A CI pesant environ 250 à 300 grammes. Pour commencer cette procédure, rasez la région abdominale du rat anesthésié et appliquez une pommade ophtalmique afin d'empêcher le dessèchement des yeux pendant l'anesthésie. Placez le rat sur le dos et positionnez un masque facial sur son nez et sa bouche pour maintenir l'anesthésie.Ensuite, désinfectez la zone abdominale à l’aide de povidone-iodée, suivie d’éthanol à 80 %. Après avoir pincé les pattes arrière afin de confirmer que le rat est suffisamment anesthésié, ouvrez l’abdomen en pratiquant une incision abdominale médiane et en séparant la peau et le muscle. Deux étapes.Une fois l'abdomen ouvert, placer les intestins dans le gant imbibé de solution saline. Replier le gant autour des intestins afin d'éviter la perte d'humidité. Retirer le tissu adipeux recouvrant l'aorte abdominale.Disséquez l'aorte depuis la région infrarénale jusqu'à la bifurcation, en prenant soin de ne pas endommager les branches des vaisseaux. Si nécessaire, ligaturez les branches de l'aorte après avoir disséqué l'aorte. Commencez par placer une pince microchirurgicale sur la partie infrarénale de l'aorte afin d'arrêter le flux sanguin.Placez ensuite une deuxième pince près de la bifurcation de l'aorte. Maintenant que le flux sanguin est interrompu, retirez un court segment de l'aorte. Puis prélevez le greffon aortique du donneur qui a été conservé dans du sérum physiologique à 0,9 % sur de la glace.Raccourcissez-le à la longueur appropriée et positionnez-le dans l'intervalle de l'aorte. Reliez l'aorte du donneur à celle du receveur à l'aide de sutures continues en prolène 8-0, en commençant par l'anastomose bout à bout au niveau de l'extrémité crâniale. Une fois l'anastomose bout à bout à l'extrémité distale terminée, ouvrez soigneusement le clamp distal.Ensuite, ouvrez délicatement le clamp crânien. Un pouls doit être visible à l'extrémité distale de l'aorte. Replacez maintenant les intestins dans l'abdomen et rincez l'abdomen avec du sérum physiologique stérile préchauffé.Fermer la couche musculaire de la paroi abdominale à l’aide de points continus en proline six zéro. Ensuite, utiliser des points continus en proline cinq zéro pour fermer la peau pendant que le rat est encore sous anesthésie. Injecter quatre à cinq milligrammes par kilogramme de carprofène par voie sous-cutanée.Replacer l'animal dans sa cage. Ajouter du méthimazole à l'eau de boisson comme médicament contre la douleur pendant trois jours. Après la transplantation.Les résultats d'histopathologie après 120 jours seront présentés sur notre microscope d'histologie. Les images montreront clairement le développement de la vasculopathie de greffe. Le rétrécissement luminal développé sera mis en évidence par animation informatique.Nous venons de vous montrer comment réaliser une transplantation aortique allogénique chez le rat. Nous avons également démontré le développement réussi d'une vasculopathie du greffon après 120 jours à l'aide de l'histopathologie. Cette méthode permet d'étudier les effets initiaux des médicaments sur la vasculopathie chronique du greffon.

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