Name: Création d’un modèle de rongeur d’anévrisme de l’aorte abdominale en bloquant adventitiels Vasa Vasorum Perfusion (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-08T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Apprenez à créer un modèle d'anévrisme de l'aorte abdominale chez le rat par insertion de cathéter et ligature. Cette technique reproduit fidèlement les caractéristiques humaines pour étudier les mécanismes de la maladie.

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Ce travail a été soutenu par subventions pour scientifique recherche B (20291958) à l’unité naturelle ; Subventions pour les jeunes scientifiques (A) (25713024) à N.Z.

soin des animaux et des expériences ont été effectuées conformément aux directives de la Hamamatsu Université école de médecine Animal Care Committee au Centre pour la protection des animaux.
 1. intervention chirurgicale pour créer le modèle Remarque : Placez les instruments chirurgicaux dans un stérilisateur à billes pour 10 s avant l’opération. Utiliser des gants stériles manière.
<ol><li>Rats mâles utilisation pesant de 300 à 400 g. les rats accès à la nourriture et eau ad libitum.</li>
	<li>Anesthésier le rat inhalation isoflurane (2,0 à 3,0 mL/L). Pour confirmer anesthetization bonne pincée orteil.</li>
	<li>Se raser les cheveux sur l’abdomen avec un rasoir électrique et frottez l’abdomen avec l’alcool et une solution de povidone-iode.</li>
	<li>Placer le rat en décubitus dorsal sur la table d’opération. Vétérinaire la pommade sur le rat &#39; yeux s à prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie.</li>
	<li>Effectuer une laparotomie avec une incision abdominale médiane ventrale à l’aide d’une paire de ciseaux. Pour garantir un champ clair chirurgical, emballer le contenu abdominal à l’intérieur de la cavité abdominale avec de la gaze stérile à l’aide d’un écarteur de plaie.</li>
	<li>Pour détacher l’aorte du tissu périvasculaire, doucement ramasser et déchirer le rétropéritoine avec des pincettes pour exposer la paroi aortique et exfolier l’aorte d’anévrisme dans l’espace rétropéritonéal du niveau de la veine rénale gauche à la bifurcation de la tissu périvasculaire ( Figure 1 a).</li>
	<li>Ligate les vaisseaux ramification de l’aorte abdominale avec une chaîne de soie de 5-0 au sang de bloc d’alimentation à un endroit loin de l’aorte qui ne pas réduire la lumière aortique.</li>
	<li>Pour bloquer la circulation sanguine aortique, placer les clips vasculaires juste en dessous de l’artère rénale et juste au-dessus de la bifurcation de l’aorte. 
	NOTE : La taille des clips doit être plus grande que le diamètre aortique pour bloquer le flux sanguin complètement. Un temporaire ligature soie 5-0 est également suffisante pour bloquer le débit sanguin au lieu des clips.</li>
	<li>Similaire à la création d’une hémorragie de points sur la surface de la paroi aortique, coupée la paroi aortique antérieure avec une micro-ciseaux de 5 mm dans la partie distale de l’agrafe aortique, adjacent aux branches de l’artère rénale, d’insérer un cathéter en polyuréthane.</li>
	<li>Insérer un cathéter en polyuréthane (diamètre 0. 55 mm, diamètre intérieur extérieur 0.37 mm) en utilisant un calibre 24 à demeure à aiguille superficiellement dans l’incision pour évacuer le sang dans l’aorte avec de l’eau. Administrer une seringue de 1 mL remplie d’eau dans le cathéter en polyuréthane et laver le sang restant dans l’aorte avec de l’eau. Après irrigation, retirer le cathéter de l’aorte.</li>
	<li>Avant d’insérer un cathéter en polyuréthane (diamètre 1. 20 mm, diamètre intérieur extérieur 0,94 mm) à l’aide d’une aiguille de calibre 18 à demeure, couper le cathéter en polyuréthane 10 mm de long ( Figure 1 b).
	<ol><li>Insérer la coupe totale du cathéter en polyuréthane dans la lumière aortique de l’incision effectuée à l’étape 1.9. Placer le cathéter de 10 mm dans la lumière aortique complètement et repositionner le point médian du cathéter pour correspondre à l’emplacement de l’incision (c'est-à-dire couvrir l’incision avec le cathéter).</li>
	</ol></li> <li>Réparer l’incision avec des sutures interrompus à l’aide d’une chaîne de monofilament de 8-0 ( Figure 1).</li>
	<li>Ligaturer l’aorte abdominale à l’aide d’une combinaison de 5-0 chaîne soie et le cathéter en polyuréthane ( Figure 1). 
	NOTE : La lumière aortique peut être maintenue par le cathéter à demeure. Ligaturer l’aorte fermement pour éviter de faire la position du cathéter. Le chirurgien &#39; noeud s est recommandée, car elle ajoute une touche supplémentaire en attachant le premier lancer du noeud, formant un nœud de pêcheur double, et un tour supplémentaire fournit plus de friction et peut réduire les desserrant.</li>
	<li>Après la ligature, retirer le clip vasculaire à la bifurcation aortique et ensuite, enlever la pince vasculaire sous l’artère rénale pour restaurer le flux de sang antérograde. Confirmer les pulsations aortiques brute.</li>
	<li>Fermer l’incision abdominale en deux couches, le péritoine et autres couches, avec une suture en polypropylène de 4-0. Étroitement de suture l’incision pour empêcher un organe mini-reflex.</li>
	<li>Appliquer lidocaïne topique sur l’incision abdominale. Placez le rat sur un coussin chauffant jusqu’au retour de la conscience. N’abandonnez pas un rat jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ne retournez pas un rat qui a subi une opération à la compagnie des autres rats jusqu'à ce qu’elle a entièrement récupéré.</li>
	<li>Surveiller étroitement le rat après l’opération. Injecter un bolus de sérum physiologique (1,0 à 2,0 mL) par voie sous-cutanée, si un rat montre des signes de perte de poids de corps ou de la détresse.</li>
	<li>Après l’opération, observer le développement de l’évolution temporelle de l’aorte élargie sur un échogramme échographie. Mesure le diamètre maximal de l’intérieur edge vers le bord extérieur de l’aorte abdominale comme décrit 5.</li>
</ol> 2. Récolte, fixation et Elastica-van Gieson (EVG) coloration <ol><li>vingt-huit jours après l’opération, administrer le pentobarbital de sodium &#8805; 100 mg/kg par voie intrapéritonéale pour euthanasier les rats.</li>
	<li>Fend le rat &#39; cavités abdominale s sur le ventre. Faire l’incision initiale à l’aide d’un scalpel. Récolter l’anévrisme à l’aide de ciseaux et de placer les aortes récoltés dans du formol 10 % neutre mis en mémoire tampon pendant 24-48 h 
	Remarque : Le chirurgien doit être prudent prévenir les blessures lors de l’exposition de l’anévrisme à l’aorte et d’autres organes. Un organe abdominal élevé doit être observé, indiquant la formation AAA. la figure 2 illustre un in vivo et image ex vivo ; Cet échantillon représentatif d’AAAs n’est pas rompu.</li>
	<li>Coloration EVG 9 <ol><li>Préparation de solutions <ol><li>Prepare Verhoeff &#39; hématoxyline s en mélangeant ce qui suit dans l’ordre indiqué : hématoxyline alcoolique 20 mL, chlorure ferrique 10 % 8,0 mL, et soluté iodo-ioduré &#39; iode s 8 mL. Mélanger la solution entre chaque addition. Cette solution peut être préparée fraîche comme nécessaire.</li>
			<li>Prepare Van Gieson &#39; solution s en mélangeant la fuchsine acide 1 % 1 mL et acide picrique saturé 45 mL. Laisser reposer toute la nuit et bien mélanger. Cette solution est stable pendant 2 semaines.</li>
			<li>Préparer la solution de différenciation (le chlorure ferrique 2 %) en mélangeant 10 % FeCl 3 10 mL dans 40 mL d’eau distillée. Cette solution peut être préparée fraîche comme nécessaire.</li>
			<li>Hypo 5 % Prepare en dissolvant du thiosulfate de sodium 5,0 g dans 100 mL d’eau distillée. Cette solution est stable pendant 1 an.</li>
		</ol></li> <li>Procédure de coloration Remarque : voir référence 9 pour plus de détails.
		<ol><li>Brièvement, hydrater les sections de paraffine fixe des aortes récoltés dans l’eau distillée pour 10 min. Placer les aortes de Verhoeff &#39; hématoxyline s pour 25 min. laver à l’eau et dip 10 à 30 fois en différenciant la solution (2 % FeCl 3). Rincer à l’eau. Placer à 5 % hypo pendant 1 min. laver à l’eau. Place en Van Gieson &#39; solution s pendant 5 min.</li>
			Ordre <li>Dehydrate dans de l’alcool dans ce qui suit : 75 %, 90 %, 95 %, 100 % et 100 % de l’alcool pendant 30 s de chaque. Puis, désactivez dans le xylène pendant 5 minutes, deux fois. Place sur un lamelle couvre-objet avec milieu de montage résineuse. 
			Remarque : les fibres élastiques apparaissent bleu-noir au noir ; noyaux : bleu à blaCK ; collagène : rouge ; et d’autres éléments de tissu : jaune.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Wolinsky, H., Glagov, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+abdominal+and+thoracic+aortic+medial+structure+in+mammals.+Deviation+of+man+from+the+usual+pattern%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of abdominal and thoracic aortic medial structure in mammals. Deviation of man from the usual pattern.</a> Circ Res. 25 (6), 677-686 (1969).</li>
<li>Sano, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphangiogenesis+and+angiogenesis+in+abdominal+aortic+aneurysm%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Lymphangiogenesis and angiogenesis in abdominal aortic aneurysm.</a> PLoS One. 9 (3), e89830(2014).</li>
<li>Vorp, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+intraluminal+thrombus+in+abdominal+aortic+aneurysm+with+local+hypoxia+and+wall+weakening%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Association of intraluminal thrombus in abdominal aortic aneurysm with local hypoxia and wall weakening.</a> J Vasc Surg. 34 (2), 291-299 (2001).</li>
<li>Tanaka, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adventitial+vasa+vasorum+arteriosclerosis+in+abdominal+aortic+aneurysm%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Adventitial vasa vasorum arteriosclerosis in abdominal aortic aneurysm.</a> PLoS One. 8 (2), e57398(2013).</li>
<li>Tanaka, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoperfusion+of+the+Adventitial+Vasa+Vasorum+Develops+an+Abdominal+Aortic+Aneurysm%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Hypoperfusion of the Adventitial Vasa Vasorum Develops an Abdominal Aortic Aneurysm.</a> PLoS One. 10 (8), e0134386(2015).</li>
<li>Tanaka, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+Mass+Spectrometry+Reveals+a+Unique+Distribution+of+Triglycerides+in+the+Abdominal+Aortic+Aneurysmal+Wall%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Res%22%5BJournal%5D)">Imaging Mass Spectrometry Reveals a Unique Distribution of Triglycerides in the Abdominal Aortic Aneurysmal Wall.</a> J Vasc Res. 52 (2), 127-135 (2015).</li>
<li>Kugo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preventive+effect+of+fish+oil+on+abdominal+aortic+aneurysm+development%5BTitle%5D)+AND+%22Biosci+Biotechnol+Biochem%22%5BJournal%5D)">The preventive effect of fish oil on abdominal aortic aneurysm development.</a> Biosci Biotechnol Biochem. 80 (6), 1186-1191 (2016).</li>
<li>Kugo, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adipocyte+in+vascular+wall+can+induce+the+rupture+of+abdominal+aortic+aneurysm%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Adipocyte in vascular wall can induce the rupture of abdominal aortic aneurysm.</a> Sci Rep. 6, 31268(2016).</li>
<li>Lichtenberg, A., Cebotari, S., Tudorache, I., Hilfiker, A., Haverich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+scaffolds+for+heart+valve+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Biological scaffolds for heart valve tissue engineering.</a> Methods Mol Med. 140, 309-317 (2007).</li>
<li>Heistad, D. D., Marcus, M. L., Larsen, G. E., Armstrong, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+vasa+vasorum+in+nourishment+of+the+aortic+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Role of vasa vasorum in nourishment of the aortic wall.</a> Am J Physiol. 240 (5), H781-H787 (1981).</li>
<li>Yoshimura, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regression+of+abdominal+aortic+aneurysm+by+inhibition+of+c-Jun+N-terminal+kinase%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Regression of abdominal aortic aneurysm by inhibition of c-Jun N-terminal kinase.</a> Nat Med. 11 (12), 1330-1338 (2005).</li>
<li>Azuma, J., Asagami, T., Dalman, R., Tsao, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+murine+experimental+abdominal+aortic+aneurysms+with+elastase%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Creation of murine experimental abdominal aortic aneurysms with elastase.</a> J Vis Exp. (29), (2009).</li>
<li>Lu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subcutaneous+Angiotensin+II+Infusion+using+Osmotic+Pumps+Induces+Aortic+Aneurysms+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Subcutaneous Angiotensin II Infusion using Osmotic Pumps Induces Aortic Aneurysms in Mice.</a> J Vis Exp. (103), (2015).</li>
<li>United Kingdom, E. T. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.nejm.org/doi/full/10.1056/NEJMoa0909305#t=article">Endovascular versus open repair of abdominal aortic aneurysm.</a> N Engl J Med. 362 (20), 1863-1871 (2010).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans des conditions physiologiques, les couches internes de la paroi aortique sont nourris par diffusion de l’écoulement de sang luminale, tandis que les couches extérieures et intermédiaires sont nourris par le VV, qui pénètrent de l’adventice dans la médiale VV1. Flux sanguin VV dans la paroi aortique abdominale peut provenir de trois directions/les suivantes : (1) la direction proximale à travers la paroi aortique, direction (2) distale à travers la paroi aortique et de tissus périvasculaires (3)10. Notre analyse histologique des tissus humains relevées précédemment, sténose significative ou une occlusion de la VV dans le mur de l’AAA, ce qui suggère que le flux sanguin VV dans la paroi aortique abdominale peut être réduite4. C’est un point extrêmement important dans le présent protocole qui un anévrisme AAA a été causé par une combinaison d’insertion du cathéter en polyuréthane et ligature de suture de l’aorte abdominale de l’anévrisme. Pour soigneusement exfolier la couche de tissu, chirurgiens doivent facilement insérer un cathéter en polyuréthane dans l’aorte et ligaturer solidement l’aorte pour provoquer une hypoxie chronique en raison de l’hypoperfusion de la formation de l’anévrisme et d’adventitiels VV. Utilisant ces techniques, la circulation sanguine dans la paroi aortique est donc diminuée, et un milieu hypoxique est induit. La réduction du débit sanguin et l’anévrisme induite par l’hypoxie formation indique que le débit sanguin dans la paroi aortique abdominale VV joue un rôle dans la pathogenèse de la formation de l’AAA.
Plus précisément, un modèle d’anévrisme de l’aorte doit satisfaire aux conditions suivantes : une augmentation de 1,5 fois le diamètre vasculaire par rapport au niveau de référence, dégénérescence des médias tunica et l’inflammation de la paroi aortique. Les plus populaire des modèles animaux ont été construits en induisant des réactions inflammatoires à l’aide de substances, telles que l’angiotensine II13CaCl211et élastase12. Ces modèles peuvent avoir une grande reproductibilité et évidemment causer des changements pathologiques, et ils ont été couramment utilisés dans les études de recherche. Dans notre modèle, nous avons évalué le diamètre aortique à l’aide de l’échographie tous les 7 jours d’avant que la procédure a été effectuée jusqu’au 28e jour après l’intervention (Figure 3). Les résultats ont montré que le diamètre aortique modérément augmenté au cours des 28 jours, ce qui indique que ce changement du diamètre est similaire à celle des précédents modèles de rongeurs. L’observation brute de la forme vasculaire indiqué une forme fusiforme lisse (Figure 2). Sur 28 jours, nous avons sacrifié les rats et effectué une analyse histopathologique du tissu aortique qui a été récupéré. Déchirement et la disparition des fibres élastiques et de collagène des médias de tunica et adventice ont été observés (Figure 4). En outre, des cellules inflammatoires, tels que les macrophages, étaient présents de l’adventice de la tunique pour les médias de tunica.
Actuellement, les options de traitement disponibles pour AAAs sont limitées à une réparation chirurgicale et le greffage des stent endovasculaire, avec les taux de mortalité de 30 à 50 % chez les patients atteints de rupture AAA14. Toutefois, aucun médicament n’a été approuvé pour l’usage clinique traiter l’AAAs. Il y a débat qu’il y a des différences dans les résultats pathologiques entre les humains et établi des modèles animaux utilisés en recherche de AAA. Similitudes dans la pathogenèse entre humain AAA et des modèles animaux de AAA sont essentiels pour le développement des traitements pharmacologiques. Au sujet de l’efficacité des modèles de rongeurs, notre modèle de rat est morphologiquement semblable aux humains en termes de5 et l’adipogenèse thrombus intraluminal8. En outre, environ 20 % des rats dans la présente étude avait rupture AAA et mourut dans les 28 jours après l’intervention. Bien que la rupture de l’anévrisme de l’aorte est l’événement le plus critique pour cette maladie, rupture est rare avec les modèles établis à AAA expérimentaux, et le mécanisme n’a pas encore été élucidé. Par conséquent, ce modèle est utile pour comprendre le mécanisme de la dilatation du diamètre aortique et de la rupture de l’anévrisme.
La création de ce modèle est nécessaire pour certaines interventions chirurgicales. Par conséquent, les chercheurs doivent pratiquer créer ce modèle, qui est une limitation de ce modèle. À l’avenir, nous aimerions créer un modèle de rongeur dans laquelle nous pouvons réduire le débit sanguin en épaississant progressivement les murs VV, résultant dans l’anévrisme de l’aorte spontanée.

L’aorte abdominale est composée de trois couches suivantes : la paroi vasculaire interne (intima), la couche médiane (médias) et paroi vasculaire externe (adventice), et parmi ceux-ci, l’adventice a un sang unique alimentation système dénommé le vasa vasorum (VV). Le tissu aortique est fourni avec l’oxygène à travers la perfusion VV adventitiels et diffusion de l’oxygène simple dans le flux de sang aortique1. Toutefois, sur le plan géographique, l’aorte abdominale a la distribution moins de VVs comparativement à celle dans d’autres parties de l’aorte. 2
Une étude antérieure a signalé sur hypoxie tissulaire dans l’anévrisme de l’aorte abdominale humaine murs épais intraluminal thrombus (ILT)3(AAA). En outre, il a été démontré qu’un VV adventitiels en murs anévrysmal est obturé avec changements Artérioscléreux à un taux significativement plus élevé, qui est lié à l’hypoxie tissulaire dans les murs de AAA4. Basé sur ces résultats, un nouveau modèle de rongeur AAA a été créé par induction adventitiels VV hypoperfusion5. Dans ce modèle, VV hypoperfusion causé hypoxie tissulaire et l’élaboration d’une approche AAA, qui avait des caractéristiques morphologiques et pathologiques semblables à celles d’un humain AAA6. Exemples sont la présence d’ILT et l’accumulation d’adipocytes hyperplasiques6et le potentiel de causer la rupture7,8. Ces résultats ont été rarement observées dans les modèles précédents de rongeurs. Donc, ce modèle peut grandement contribuer à une meilleure compréhension du mécanisme responsable de la rupture et le développement de l’AAA. Nous introduisons et décrire un protocole standard utilisé pour induire l’AAAs à travers adventitiels VV hypoperfusion et nous expliquer comment induire l’hypoxie dans la paroi aortique à l’aide de techniques chirurgicales.

<table><tbody><tr><td>rat</td><td>Japon SLC. Inc</td><td>Slc :SD rat</td><td>Sprague&ndash ; Dawley ratTM</td></tr><tr><td>povidone iode solution</td><td>Libatape Pharmaceutical Co., Ltd.</td><td></td><td></td>4987335 111457</tr><tr><td>5-0 fil de soie</td><td>Akiyama Medical MFG. CO., LTD</td><td>JIS No.1</td><td></td></tr><tr><td>clips vasculaires</td><td>Natsume Seisakusho Co., Ltd.</td>Cathéter en polyuréthane <td>C-42-S-2</td><td></td></tr><tr><td>(aiguille à demeure de calibre 24)</td><td>MEDIKIT</td><td>24G</td><td>Supercath Z4VTM, cathéter en polyuréthane à aiguille à demeure de calibre 24</td></tr><tr><td>(aiguille à demeure de calibre 18)</td><td>MEDIKIT</td><td>18G</td><td>Supercath Z3VTM, aiguille à demeure de calibre 18</td></tr><tr><td>Fil monofilament 8-0 Suture en polypropylène</td><td>Ethicon</td><td>Suture c-42-S-2</td><td>PROLENE Suture en polypropylène, Réparer l’incision avec la suture</td></tr></tbody></table>

création d’un modèle de rongeur d’anévrisme de l’aorte abdominale en bloquant adventitiels vasa vasorum perfusion

Creation of a Rodent Model of Abdominal Aortic Aneurysm by Blocking Adventitial Vasa Vasorum Perfusion

L’adventitiels vasa vasorum (VV) fournit l’oxygène et nourriture à la paroi aortique. L’hypoxie dans la paroi aortique peut causer des anévrismes aortiques abdominaux élargies (AAAs). Cet article présente et décrit un protocole standard utilisé pour induire l’AAAs à travers l’hypoperfusion VV adventitiels créée avec une combinaison d’insertion du cathéter en polyuréthane dans la lumière aortique et ligature de suture de l’aorte abdominale de l’anévrisme.
Le protocole implique l’utilisation de rats mâles pesant 300-400 g, qui sont fournis de nourriture et eau ad libitum. Après laparotomie avec une incision abdominale médiane ventrale, exfoliation de l’aorte est effectuée, ce qui bloque la circulation sanguine dans les tissus périvasculaires. Aortotomy impliquant une petite incision adjacente aux branches de l’artère rénale est effectuée et un cathéter en polyuréthane est inséré à l’aide d’une aiguille de calibre 18 à demeure. Après avoir réparé l’incision, ligature serrée de l’aorte sur le cathéter bloque la circulation sanguine VV de la direction proximale à travers la paroi aortique sans déranger le flux de sang aortique. Cette technique peut induire un AAA avec dilatation aortique progressive.
Le plus grand avantage de ce modèle est que VV hypoperfusion provoque l’hypoxie tissulaire et l’élaboration d’une approche AAA, qui présente des caractéristiques morphologiques et pathologiques semblables à celles d’un humain AAA.

Les techniques opératoires décrits créer un nouveau modèle animal d’un Anévrysme aortique d’induite par l’hypoxie chronique en utilisant une combinaison d’insertion du cathéter en polyuréthane et la ligature de l’aorte abdominale de l’anévrisme de suture chez les rats. Les rats décrits dans la section protocole ont été euthanasiés à 28 jours après l’intervention. Les aortes ont été récoltées et imagés afin de visualiser la formation de l’anévrisme. La figure 2 illustre le développement de l’AAA fusiforme. Les extrémités supérieures et inférieures de l’aorte par ex vivo ont un diamètre normal sans dilatation. Les diamètres aortiques ont été mesurées à l’aide de l’échographie transabdominale (Figure 3). Le diamètre atteint généralement sa taille maximale à environ 14 jours après l’intervention ; par la suite, il reste inchangée ou augmente légèrement. La figure 4 montre l’image histopathologique de l’anévrisme à son diamètre maximal après coloration EVG. L’image du tissu sur 28 jours (anévrisme) a montré une dégradation importante des fibres élastiques par rapport à celle au jour 0.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55763/55763fig1.jpg"> 
Figure 1 : Interventions chirurgicales afin d’induire un anévrisme de l’aorte abdominal (AAA). (A) l’anévrisme aorte est exfoliée des tissus environnants. (B) un cathéter en polyuréthane coupe 10 mm de long est inséré par une petite incision dans l’aorte. (C) l’incision est réparée avec une suture de monofilament de 8-0 et la circulation sanguine est rétablie. (D) l’aorte est ligaturé avec une suture de soie de 5-0 sur le cathéter inséré. Echelle = 5 mm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55763/55763fig1large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55763/55763fig2.jpg"> 
Figure 2 : Résultats représentatifs postopératoires. Vue macroscopique du développement jour postopératoire 28 montrant des anévrismes de l’aorte abdominales fusiformes. La marge élevée du rétropéritoine correspond au bord extérieur de l’anévrisme (lignes brisées ; gauche). Les extrémités supérieures et inférieures de l’aorte par ex vivo sont normale (à droite). Echelle = 3 mm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55763/55763fig2large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55763/55763fig3.jpg"> 
Figure 3 : Aortique diamètre diamètre maximal mesuré à l’aide de l’échographie transabdominale. Le diamètre aortique a augmenté régulièrement dans ce modèle de rat. Les diamètres aortiques sont présentés comme un moyenne ± écart-type (n = 12). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55763/55763fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55763/55763fig4.jpg"> 
Figure 4 : Images représentatives du tissu anévrysmal Elastica van Gieson coloration. Évaluation histologique avec EVG coloration montrant la lame élastique dégénérative dans les médias et la formation d’un thrombus intraluminal 28 jours après l’intervention (à droite). Fragmentation de la fibre élastique dans la média aortique et de fibre de collagène éparse dans l’adventitia aortique sont observées sur 28 jours. Jour 0 est avant l’intervention (à gauche). Echelle = 500 µm. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55763/55763fig4large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

Insertion du cathéter en polyuréthane dans la lumière aortique et la ligature de l’aorte de suture induisent une hypoxie chronique en raison de l’hypoperfusion de l’adventitiels vasa vasorum. Cet article décrit un nouveau modèle animal d’anévrisme de l’aorte abdominale (AAA) présentant des caractéristiques semblables à celles de AAA chez les humains.

Création d’un modèle de rongeur d’anévrisme de l’aorte abdominale en bloquant adventitiels Vasa Vasorum Perfusion

The adventitial vasa vasorum (VV) provides oxygen and nourishment to the aortic wall. Hypoxia in the aortic wall can cause enlarged abdominal aortic ...

L'objectif général de cette procédure est d'induire une hypoxie du tissu aortique afin de provoquer un anévrisme de l'aorte abdominale, ou AAA, accompagné d'une dilatation aortique progressive chez le rat. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur les anévrismes aortiques concernant les mécanismes responsables du développement et de la rupture des anévrismes de l'aorte abdominale. Le principal avantage de cette technique réside dans la similitude des caractéristiques morphologiques et pathologiques observées entre le modèle chez le rat et celles des anévrismes de l'aorte abdominale humains.Nous avons eu l'idée de cette méthode pour la première fois lorsque nous étudiions une autre possibilité concernant une AAA humaine. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car la chirurgie d'induction de l'hypoxie est difficile à apprendre uniquement par des instructions textuelles. La procédure sera démontrée par Tatsuro Yata, notre chirurgien vasculaire, et Hirona Kugo, tous deux anciens doctorants de notre laboratoire.Après avoir confirmé le niveau approprié de sédation par une pression sur l'orteil, utiliser un rasoir électrique pour raser les poils abdominaux d'un rat pesant entre 300 et 400 milligrammes, puis effectuer une désinfection séquentielle de la peau exposée à l'aide d'une solution d'alcool suivie d'une solution de povidone-iode. Placer le rat sur la table d'opération en position supine et appliquer un onguent sur les yeux de l'animal. Ensuite, utiliser une paire de ciseaux pour pratiquer une incision abdominale médiane ventrale et utiliser du coton stérile ainsi qu'un écarteur de plaie pour repousser les contenus abdominaux à l'intérieur de la cavité abdominale.Pour détacher l'aorte du tissu périvasculaire, utilisez une pince pour soulever doucement et déchirer le rétropéritoine, exposant ainsi la paroi aortique. Ensuite, décollez l'aorte infrarénale dans l'espace rétropéritonéal, de la veine rénale gauche jusqu'à la bifurcation, en la séparant du tissu périvasculaire. Utilisez un fil de soie 5-0 pour ligaturer les vaisseaux issus de l'aorte abdominale afin de bloquer l'apport sanguin en un point éloigné de l'aorte, sans rétrécir la lumière aortique.Pour bloquer le flux sanguin aortique, placer des pinces vasculaires juste en dessous de l'artère rénale et juste au-dessus de la bifurcation de l'aorte. De manière similaire à la création d'un point hémorragique à la surface de la paroi aortique, insérer les microscissors à 5 mm en aval par rapport à la pince aortique, à proximité des branches artérielles rénales, afin de sectionner la paroi aortique antérieure, puis utiliser une aiguille indwelling de calibre 24 pour insérer légèrement un cathéter en polyuréthane à travers l'incision. Relier une seringue de 1 mL remplie d'eau au polyuréthane et rincer le sang résiduel de l'aorte.Ensuite, couper un nouveau cathéter en polyuréthane à 10 mm de long et insérer complètement ce cathéter dans l'incision de la lumière aortique. Repositionner le point médian du cathéter pour qu'il corresponde à l'emplacement de l'incision et utiliser un fil monofilament 8-0 pour fermer l'incision avec un point d'arrêt. Liger l'aorte abdominale avec un nœud chirurgical en utilisant un fil de soie 5-0 et le cathéter en polyuréthane.Lorsque le cathéter est en place, retirer les pinces vasculaires à la bifurcation aortique et sous l'artère rénale afin de rétablir le flux sanguin antérograde et confirmer la présence de pulsations aortiques visibles. Après avoir retiré la compresse, utiliser un point de suture en polypropylène 4-0 pour fermer hermétiquement l'incision abdominale en deux plans afin d'éviter toute protrusion d'organe. Ensuite, appliquer de la lidocaïne topique sur l'incision abdominale et placer le rat sur un tapis chauffant avec surveillance jusqu'à récupération complète.Postopératoirement, observer l'évolution temporelle du développement de l'aorte dilatée sur un échogramme échographique, en mesurant le diamètre maximal du bord interne au bord externe de l'aorte abdominale selon les protocoles standard. 28 jours après l'intervention chirurgicale, ouvrir l'abdomen à l'aide d'un scalpel avec une nouvelle incision ventrale et prélever l'anévrisme à l'aide de ciseaux. Placer les aortes prélevées dans du formol tamponné neutre à 10 % pendant 24 à 48 heures.Après avoir inclus les aortes dans du paraffine et obtenu des sections du tissu aortique selon des protocoles standard, hydrater les sections fixées en paraffine dans de l'eau distillée pendant 10 minutes, puis les incuber dans l'hématoxyline de Verhoeff. La rouille et la corrosion peuvent être identifiées par l'activité de laboratoire utilisant l'hématoxyline de Verhoeff et la solution de van Gieson. Par conséquent, la fraîcheur et les durées d'incubation de ces colorants tissulaires sont importantes pour l'archivage et la coloration facultative.Après 25 minutes, rincer les coupes par trois lavages d'une minute à l'eau, suivis de 10 à 30 plongées dans la solution de différenciation. Rincer à nouveau les coupes trois fois à l'eau et placer les échantillons dans du thiosulfate de sodium à 5 % pendant une minute. Après un autre lavage à l'eau, immerger les échantillons dans la solution de van Gieson pendant cinq minutes.Ensuite, déshydratez les tissus par des immersions ascendantes dans l'éthanol de 30 secondes, suivies d'une clarification par deux incubations de 5 minutes dans le xylène. Utilisez ensuite un milieu de montage par résonance pour recouvrir les sections avec des lamelles de taille appropriée. Sur ces images, on observe une anévrisme de l'aorte abdominale représentatif, 28 jours après l'insertion du cathéter.La mesure des extrémités supérieure et inférieure de l'aorte par échographie transabdominale révèle un diamètre normal sans dilatation immédiatement après la pose du cathéter, qui augmente jusqu'à une taille maximale vers 14 jours après la pose et reste inchangé ou augmente légèrement jusqu'à la fin de la période expérimentale. L'analyse histopathologique de l'anévrisme au jour 28 révèle une dégradation marquée des fibres élastiques par rapport à celle observée au jour zéro. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en environ une heure si elle est effectuée correctement.Après cette procédure, d'autres méthodes telles que l'analyse in vitro peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires concernant les fonctions sérielles individuelles. Après son développement, cette technique a permis aux chercheurs du domaine de l'anévrisme de l'aorte abdominale d'explorer la maladie au sein de populations de patients spécifiques. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'induire une hypoxie du tissu aortique afin de provoquer des anévrismes de l'aorte abdominale associés à une dilatation aortique progressive chez le rat.N'oubliez pas que le travail avec des instruments chirurgicaux peut être extrêmement dangereux et que des précautions contre les blessures et les infections doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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Création fiable d’un modèle d’anévrisme aortique abdominal murien utilisant la sensibilisation à l’élastine et l’élastase périvasculaire

Apprenez à créer un modèle d'anévrisme de l'aorte abdominale chez le rat par insertion de cathéter et ligature. Cette technique reproduit fidèlement les caractéristiques humaines pour étudier les mécanismes de la maladie.

Création d’un modèle de rongeur d’anévrisme de l’aorte abdominale en bloquant adventitiels Vasa Vasorum Perfusion

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