Name: La ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-05T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Apprenez à induire une lésion pulmonaire aiguë chez la souris par ventilation mécanique à haute pression. Ce modèle reproduit le syndrome de détresse respiratoire aiguë humain pour étudier les mécanismes physiopathologiques.

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<p class="jove_content"&gt; Les études actuelles sont soutenues par National Heart, Lung, and Blood Institute Grant R01-HL0921, R01-DK083385 et R01HL098294 à HK Eltzschig, le 1K08HL102267-01 à T. Eckle, et la Fondation pour l&#39;éducation d&#39;anesthésie et de subventions de recherche à T. Eckle et HK Eltzschig, et l&#39;American Heart Association à T. Grant Eckle et HK Eltzschig et Deutsche Forschungsgemeinschaft bourse de recherche (DFG) à M. Koeppen.</p

Remarques générales: Toutes les opérations doivent être effectuées sous un microscope droit dissection (Olympus, SZX10 avec Postes Crank Z-Axis avec STU2 perche Stand) et en utilisant un coagulateur chirurgical (11). Les groupes expérimentaux doivent correspondre le mieux possible dans l'âge et le poids pour assurer la comparabilité des résultats. L'administration de la température, la pression sanguine, l'anesthésie et le liquide doit être stable tout au long. 1. L'anesthésie et la préparation trachée <ol><li> Utilisez des souris C57BL / 6 qui sont au moins 10 semaines et avoir un corps de 22-25 g. Induire une anesthésie à l'aide de pentobarbital de sodium à une dose de 70 mg / kg de poids corporel ip (6). Maintenir une anesthésie d'environ de 10 mg / kg / h de pentobarbital de sodium. Soyez prudent avec le surdosage car cela pourrait considérablement baisser la pression artérielle. Re-dosage du pentobarbital - même après-heures peut conduire à une augmentation sévère du taux plasmatique. </li><li> Après l'induction anesthésique, souris sécurisé en décubitus dorsal avec les membres supérieurs et inférieurs attachés à la table à l'aide d'un ruban et une suture attachée aux chevilles. Faites de même pour la tête en utilisant les dents. Retenue suffisant est important pour une intubation réussie et une chirurgie bien contrôlé. Avant la chirurgie, la couverture de la souris avec de l'huile minérale pour réduire le risque d'allergie poils de souris. Afin de s'assurer que la température du corps reste stable couvrir la souris avec une pellicule de la nourriture disponible dans le commerce. </li><li> Souris sur une table chauffée à température contrôlée (RT, Effenberg, Munich, Allemagne) avec une sonde thermomètre rectal attachés au contrôleur de rétroaction thermique pour maintenir la température corporelle à 37 ° C. </li><li> Exposer la trachée chirurgicalement. Disséquer faces latérales et dorsale de la trachée du tissu conjonctif et placer deux 3,0 suture de soie chirurgicale (Harvard Apparatus, USA) à chaque 10 cm de long au-dessous de la trachée. Les sutures doivent être d'environ 1 cm d'intervalle. </li><li> Soigneusement inciser la trachée 3 - 4 mm en dessous du larynx entre les deux cartilages circulaire en utilisant une paire de ciseaux McPherson Vannas (8 cm, lame droite; Instruments de précision Mondiale, USA). Veillez à ne pas provoquer une hémorragie, car cela pourrait confondre les paramètres de résultats. </li><li> Effectuer une intubation trachéale avec un polyéthylène émoussée canules (Insyte 22g, Beckton Dickinson, USA). Insérez l'extrémité de la canule de polyéthylène dans un angle 85 degrés dans la trachée. Puis inclinez le canules il est donc en ligne avec la lumière trachéale. Lentement l'avance le tube plus bas de la trachée jusqu'au bout des canules a disparu dans l'ouverture du thorax. Fixer le tube dans cette position avec la suture de soie deux chirurgicale placé dorsale de la trachée (voir 1.4). </li></ol> 2. Technique des lésions pulmonaires induites par un ventilateur <ol><li> Connecter le tube d'un ventilateur. Pour induire des lésions pulmonaires, nous utilisons une technique de ventilation à pression contrôlée en utilisant un servo 900 C de Siemens (DRE vétérinaire, USA). Les animaux seront ventilés en utilisant pic de pression inspiratoire de 45 mbar, la fréquence de 80 cycles / min et une pression expiratoire positive de 0-3 mbar avec une FiO 2 = 1,0. L'inspiration ratio d'expiration doit être de 1:1. Malgré le fait que le servo 900 C est construit comme un ventilateur pour les humains, son utilisation dans un cadre ventilateur à pression contrôlée excellents ouvrages pour la ventilation de la souris. </li><li> Moniteur de fréquence cardiaque avec un ECG (par exemple, Hewlett Packard, B blingen, Allemagne). Assurez-vous que la fréquence cardiaque ne chute pas en dessous de 400. On devrait voir un changement de l'axe du cœur vers la droite, lorsque la ventilation mécanique est instituée comme un signe d'augmentation de la pression artérielle pulmonaire suite à une augmentation de la pression intrathoracique. Si la souris se développe une bradycardie, vérifiez la température et la dose d'anesthésique / concentration. Xylacin / kétamine anesthésie induit un cœur plein cœur de 250 / min et n'est donc pas recommandé. </li><li> Appliquer une réhydratation correcte. Une infusion avec une solution saline normale 0,1 ml / heure par l'intermédiaire d'un cathéter artériel ou veineux doit être effectuée avant la ventilation pour assurer le dépôt veineuse suffisante. En raison des pressions de ventilation élevées le retour veineux vers le cœur est altérée, ce qui pourrait conduire à une baisse critique de la pression artérielle moyenne. En outre, un bolus salins de 500 ul pourrait être donnée ip avant la chirurgie. </li><li> Placer un cathéter dans l'artère carotide pour l'enregistrement continu de la pression artérielle (27). Fixer le bras au corps avant de commencer la dissection de l'artère. L'artère carotide est exposé via dissection des muscles paratrachéal. Suite à une exposition plus loin et d'éviter soigneusement tout traumatisme tissulaire (notamment du nerf vagal), un cathéter est introduit dans le vaisseau en utilisant deux points de suture et une petite pince (37). Cela permettra d'exposer un segment plus long de l'artère. Placez une ligature à l'extrémité de l'artère carotide. Attacher une grande pince à l'extrémité de la suture d'obtenir ème tension ou fixere de suture à la table avec du ruban. Placez un autre fil de suture autour de l'artère et de disséquer l'artère à la fin distale. Ici, place une petite pince. Utilisez des ciseaux pour couper les micro une petite ouverture en diagonale dans l'artère. Tenir l'ouverture avec une pince fine (Dumont, WPI) et de faire progresser le cathéter bonne taille avec vos mains / forceps. Faites un noeud à votre deuxième suture et sécuriser l'artère. Desserrer le collier et de faire avancer le cathéter supplémentaire. Fixez le cathéter avec plusieurs noeuds et ruban adhésif. Alternativement, le cathéter dans l'artère carotide peut être lieu à la fin de l'expérience pour recueillir des échantillons de sang artériel pour analyse des gaz sanguins. </li></ol> 3. Récupération des échantillons de tissus Après 3 heures de ventilation mécanique, les échantillons sont prélevés pour évaluer l'étendue des lésions pulmonaires. Nous recommandons la collecte du liquide de lavage brochnoalveolar (BAL), le sang artériel et les tissus pulmonaires. <ol><li> Obtenir le liquide de LBA à la fin de l'expérience. Après l'approfondissement de l'anesthésie, rincer la sonde trachéale avec 1 ml de phosphate saline tamponnée (PBS). Le liquide doit rester dans la trachée / poumon pendant trois secondes avant qu'il ne soit reprise par la seringue connectée. Le BAL est enfichable congelés dans l'azote liquide et conservés à -80 ° C pour analyse ultérieure. Soyez conscient que le volume récupéré pourrait être sensiblement inférieure à 1 ml. </li><li> Effectuer une analyse des gaz du sang à la fin de l'expérience. Pour ce faire, une incision doit être faite juste en dessous du sternum. Tenez le sternum avec une pince et l'étendue de l'incision le long de la cage thoracique. Ensuite, le diaphragme est incisé sur les bords et est découpé dans les côtes. Maintenant, il ya une vue imprenable sur l'ouverture inférieure du thorax. Soulevez le sternum avec une pince et d'ouvrir le thorax par des coupures longues sur le côté droit et gauche (comme latéral que possible) afin que la paroi thoracique antérieure complète est monté-pupilles. Cela devrait être fait, alors que l'animal est encore expérimentale ventilés mécaniquement. Le ventricule gauche est percé en utilisant une aiguille de 27 G ½ et l'analyse du sang artériel est réalisée en utilisant le système i-STAT (Abbott, USA). Si l'analyse du sang artériel de gaz doit être effectuée, un BAL ne peut être obtenu, puisque ce sera un facteur de confusion important pour les résultats. </li><li> Alternativement à la méthode ci-dessus, des échantillons de sang artériel peut être collectées via le cathéter dans l'artère carotide. Cependant cela doit être fait avant la BAL est obtenu. </li><li> D'accise dans les poumons en bloc en tirant sur le cœur et couper la trachée. Avoir un morceau de tissu prêt à absorber le sang, de sorte que le site chirurgical est visible. Tirez sur le coeur dans le sens de l'abdomen et soigneusement couper le long de la colonne vertébrale de mobiliser tous les organes thoraciques. Coupez l'aorte, enlever les organes thoraciques et les placer sur une table propre chirurgicale. </li><li> Coupez le cœur et le vaisseau principal de l'échantillon de tissu. Assurez-vous qu'il n'ya pas de tissu thymique encore attaché au poumon. Séparez les poumons avec un ciseau et le placer dans des tubes individuels et snap-gel. Conserver à -80 ° C pour analyse ultérieure. </li></ol> 4. Mesure des lésions pulmonaires Nous vous recommandons d'utiliser les paramètres résultats suivants pour évaluer l'étendue des lésions pulmonaires: Effectuer une albumine ELISA (Bethyl Laboratories, USA) et un myéloperoxydase (MPO) ELISA (Hycult biotechnologie, USA) pour évaluer l'ampleur du dysfonctionnement de la barrière et le montant des maladies inflammatoires cellules dans le liquide de LBA. Effectuer une MPO ELISA également former le tissu pulmonaire. Si humides à sèches ratio est d'être mesurée, nous n'obtenons pas le liquide de LBA et de la circulation pulmonaire n'est pas rincé (voir 3.3). Mesurer le poids des poumons après l'excision. Puis poumons sont lyophilisés pendant 48 h et le tissu pulmonaire est à nouveau mesurée. Puis le rapport humides à sec est mesuré en mg d'eau par mg de tissu sec (5). <img src="/files/ftp_upload/2525/2525fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Teneur en protéines dans la BAL en réponse à l'IVL. Des souris ont été anesthésiés avec du pentobarbital, la ventilation mécanique a été institué et les souris ont été ventilés en utilisant la pression contrôlée par les paramètres (pression inspiratoire de 45 mbar, positive en fin d'exspiratory pression 3 mbar, 100% d'inspiration concentration en oxygène). Après 0, 1 heure, 2 et 3 de la ventilation BAL a été récoltée et la teneur en protéines a été quantifiée en utilisant un dosage acide bicinchoninique (test BCA). La variation relative de la teneur en protéines est montré normalisée à 0 heures de ventilation (n = 4 par groupe, * indique p &lt;0,05 par rapport au témoin, moyenne ± SEM)

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<li>Kuhlicke, J., Frick, J. S., Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+Inducible+Factor+%28HIF%29-1+Coordinates+Induction+of+Toll-Like+Receptors+TLR2+and+TLR6+during+Hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Hypoxia Inducible Factor (HIF)-1 Coordinates Induction of Toll-Like Receptors TLR2 and TLR6 during Hypoxia.</a> PLoS ONE. 2, e1364-e1364 (2007).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Kuhlicke, J., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HIF-1-dependent+repression+of+adenosine+kinase+attenuates+hypoxia-induced+vascular+leak%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">HIF-1-dependent repression of adenosine kinase attenuates hypoxia-induced vascular leak.</a> Blood. 111, 5571-5580 (2008).</li>
<li>Morote-Garcia, J. C., Rosenberger, P., Nivillac, N. M., Coe, I. R., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia-inducible+factor-dependent+repression+of+equilibrative+nucleoside+transporter+2+attenuates+mucosal+inflammation+during+intestinal+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Hypoxia-inducible factor-dependent repression of equilibrative nucleoside transporter 2 attenuates mucosal inflammation during intestinal hypoxia.</a> Gastroenterology. 136, 607-618 (2009).</li>
<li>Reutershan, J., Vollmer, I., Stark, S., Wagner, R., Ngamsri, K. C., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenosine+and+inflammation%3A+CD39+and+CD73+are+critical+mediators+in+LPS-induced+PMN+trafficking+into+the+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Adenosine and inflammation: CD39 and CD73 are critical mediators in LPS-induced PMN trafficking into the lungs.</a> FASEB J. 23, 473-482 (2009).</li>
<li>Schingnitz, U., Hartmann, K., Macmanus, C. F., Eckle, T., Zug, S., Colgan, S. P., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+through+the+A2B+adenosine+receptor+dampens+endotoxin-induced+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Signaling through the A2B adenosine receptor dampens endotoxin-induced acute lung injury.</a> J Immunol. 184, 5271-5279 (2010).</li>
<li>Thompson, L. F., Eltzschig, H. K., Ibla, J. C., Van De Wiele, C. J., Resta, R., Morote-Garcia, J. C., Colgan, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crucial+role+for+ecto-5%27-nucleotidase+%28CD73%29+in+vascular+leakage+during+hypoxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Med%22%5BJournal%5D)">Crucial role for ecto-5'-nucleotidase (CD73) in vascular leakage during hypoxia.</a> J. Exp. Med. 200, 1395-1405 (2004).</li>
<li>Aherne, C. M., Kewley, E. M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+resurgence+of+A2B+adenosine+receptor+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">The resurgence of A2B adenosine receptor signaling.</a> Biochim Biophys Acta. , (2010).</li>
<li>Eckle, T., Koeppen, M., Eltzschig, H. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+extracellular+adenosine+in+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology+%28Bethesda%29%22%5BJournal%5D)">Role of extracellular adenosine in acute lung injury.</a> Physiology (Bethesda). 24, 298-306 (2009).</li>
<li>Koeppen, M., Feil, R., Siegl, D., Feil, S., Hofmann, F., Pohl, U., de Wit, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+mediates+NO-+but+not+acetylcholine-induced+dilations+in+resistance+vessels+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase mediates NO- but not acetylcholine-induced dilations in resistance vessels in vivo.</a> Hypertension. 44, 952-955 (2004).</li>
</ol>

La présente étude décrit une technique d&#39;effectuer une lésion pulmonaire ventilation induite chez la souris. Ce modèle démontre blessures hautement reproductible grâce à la ventilation à haute pression. Les enquêteurs qui considèrent l&#39;étude des lésions aiguës du poumon chez les souris peuvent bénéficier de ce modèle.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires (optionnel) </th></tr><tr><td> Pentobarbital sodique (Fatal Plus) </td><td> Ls Vortech pharmaceutique, Ltd, </td><td> VPL 9372 </td><td> 4mg/mL dans une solution saline </td></tr><tr><td> Insyte 22 G </td><td> Beckton Dickinson </td><td> n / a </td><td></td></tr><tr><td> Suture, soie 4,0 </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 517698 </td><td></td></tr><tr><td> Suture, Prolène 8.0 </td><td> Ethicon, USA </td><td> M8739 </td><td> réutilisables </td></tr><tr><td> Siemens 900 ° C </td><td> DRE vétérinaire, USA </td><td> # 336 </td><td> rénové </td></tr><tr><td> microscope à dissection (SZX10) </td><td> Olympus </td><td> n / a </td><td> considère la distance de travail généreuse </td></tr><tr><td> Tableau de chauffage </td><td> Rt, Effenberger, Allemagne </td><td> n / a </td><td> fournisseur de la seule et unique </td></tr><tr><td> Dispositif de pression artérielle </td><td> Sens Cyber, Inc </td><td> BPM02 </td><td></td></tr><tr><td> STAT-je </td><td> Abbott </td><td> n / a </td><td></td></tr></tbody></table>

la ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Les modèles murins sont largement utilisées pour étudier les lésions aiguës de systèmes différents organes (1-34). Lésion pulmonaire aiguë (ALI), qui se produit avec une ventilation mécanique prolongée, contribue à la morbidité et la mortalité des maladies graves, et des études sur de nouvelles cibles génétiques ou pharmacologiques sont des zones d&#39;intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33 -36). ALI est défini par la survenue aiguë de la maladie, ce qui conduit à la non-cardiaques œdème pulmonaire et une insuffisance pulmonaire ultérieure de l&#39;échange de gaz (36). Nous avons développé un modèle murin de l&#39;ALI en utilisant une ventilation à pression contrôlée pour induire des lésions pulmonaires induites par un ventilateur (2). A cet effet, des souris C57BL / 6 sont anesthésiés et une trachéotomie est effectuée suivie par l&#39;induction de l&#39;ALI par ventilation mécanique. Les souris sont ventilés dans un cadre à la pression contrôlée avec une pression inspiratoire de pointe de 45 mbar plus de 1 - 3 heures. Comme paramètres de résultats, un oedème pulmonaire (humide à sec ratio), la teneur en fluide broncho-albumine, fluide broncho-pulmonaire et le contenu myéloperoxydase des tissus et des échanges gazeux pulmonaires sont évaluées (2). En utilisant cette technique nous avons pu montrer qu&#39;il induit une inflammation pulmonaire aiguë suffisante et permet de distinguer entre les différents groupes de traitement ou de génotypes (1-3, 5). Par conséquent, cette technique peut être utile pour les chercheurs qui poursuivent des mécanismes moléculaires impliqués dans ALI utilisant une approche génétique chez la souris avec le gène ciblé suppression.

Un modèle murin de blessure ventilateur pulmonaire induite est un outil important pour étudier une lésion pulmonaire aiguë<em&gt; In vivo</em&gt;. Ici, nous rapportons une applicables faciles<em&gt; In situ</em&gt; Modèle pour les lésions pulmonaires aiguës à haute pression de ventilation mécanique pour provoquer l&#39;échec aigu du poumon.

La ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris

Les modèles murins sont largement utilisés pour étudier les lésions aiguës de différents systèmes organiques (1-34). Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA), qui survient lors d'une ...

L'objectif général de cette procédure est d'induire une lésion pulmonaire chez la souris à l'aide d'un ventilateur. Cela est réalisé en effectuant une trachéotomie et en administrant une ventilation mécanique à haute pression. Ensuite, un cathéter est inséré dans l'artère carotide afin de mesurer les paramètres hémodynamiques.Une fois que l'animal a été sous ventilation suffisamment longtemps pour induire une lésion pulmonaire, des prélèvements sanguins artériels et du liquide de lavage bronchoalvéolaire sont recueillis. La dernière étape de la procédure consiste à prélever le tissu pulmonaire pour des analyses supplémentaires. En définitive, des résultats peuvent être obtenus qui corréleront les modifications observées dans les échantillons recueillis avec la durée de la ventilation mécanique.Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'inhalation de LPS, est qu'elle induit une lésion pulmonaire aiguë qui présente toutes les caractéristiques majeures du syndrome de détresse respiratoire aiguë observé chez l'humain. Pour commencer, placez une souris anesthésiée en position dorsale sur une table chauffée dont la température est contrôlée, passez un fil de suture autour de chaque membre, puis fixez les fils à la table à l'aide de ruban adhésif. Ensuite, immobilisez la tête en passant un fil de suture sous les dents supérieures.Administrer un bolus de sérum physiologique de 500 microlitres et insérer une sonde rectale reliée à un contrôleur thermique à rétroaction afin de maintenir la température corporelle à 37 degrés Celsius. Une fois préparée, la souris peut être recouverte d'huile minérale pour réduire l'exposition aux allergènes provenant du poil. Enfin, recouvrir l'animal d'un film alimentaire du commerce pour aider à maintenir la température corporelle.Pour exposer la trachée, pratiquez une incision le long du cou et disséquez par émoussement les muscles et tissus conjonctifs environnants. Placez deux fils chirurgicaux de 10 centimètres de long sous la trachée, espacés d'environ un centimètre. Utilisez des ciseaux courbés et des ciseaux de Vanna pour inciser soigneusement la trachée entre deux anneaux cartilagineux, à environ trois à quatre millimètres en dessous du larynx.Pour terminer l'intubation, insérez l'extrémité d'une canule en polyéthylène émoussée à un angle de 85 degrés dans la trachée. Ensuite, inclinez la canule afin qu'elle s'aligne avec la lumière trachéale. Faites avancer lentement le tube jusqu'à ce que son extrémité disparaisse dans l'ouverture du thorax.Fixez le tube en position à l'aide des deux fils de suture chirurgicaux qui avaient été placés sous la trachée précédemment. Enfin, reliez le tube au ventilateur. La lésion pulmonaire est induite à l'aide d'un servo 900 C de Siemens.À l'aide d'une technique de ventilation contrôlée par la pression, régler la pression inspiratoire maximale à 45 millibars avec une fréquence de 80 cycles par minute et une pression expiratoire positive de fin d'expiration comprise entre zéro et trois millibars, avec une fraction d'oxygène inspiré égale à un ; le rapport inspiration sur expiration est de un pour un. Une fois l'animal correctement connecté au ventilateur, un cathéter est inséré dans l'artère carotide afin de mesurer la pression artérielle et la fréquence cardiaque. Une plus longue portion d'artère sera exposée si le membre est d'abord fixé sur le côté du corps.Commencez par disséquer en bout les muscles paratrachéens afin d'exposer l'artère carotide. Une fois isolée, ne pas placer de suture à l'extrémité proximale de l'artère, mais la fixer avec une pince ou du ruban adhésif. Placez une deuxième suture à environ un centimètre de la première et faites un nœud, sans serrer complètement la suture autour de l'artère. Disséquez l'artère jusqu'à son extrémité distale la plus éloignée et appliquez une petite pince pour prévenir toute perte sanguine.Utilisez des ciseaux microchirurgicaux pour pratiquer une petite ouverture en diagonale dans l'artère au-dessus de la deuxième suture. Maintenez l'ouverture à l'aide de pinces fines tout en insérant le cathéter, puis serrez le nœud pour le maintenir en place. Ensuite, desserrez la pince et faites progresser le cathéter plus avant.Avancer le cathéter au-delà de la deuxième suture. Fixer le cathéter à l’aide de plusieurs nœuds et de ruban adhésif. Une fois le cathéter en place, administrer du sérum physiologique à un débit de 0,1 millilitre par heure, puis le relier au dispositif de mesure de la pression artérielle.Enfin, fixez des pinces aux extrémités afin de surveiller la fréquence cardiaque. Après trois heures de ventilation mécanique, des échantillons sont prélevés pour mesurer l'ampleur des lésions pulmonaires. Prélevez d'abord des échantillons à partir du cathéter artériel carotidien pour l'analyse des gaz sanguins.Après avoir approfondi le niveau d'anesthésie, retirez la connexion du ventilateur et insérez une seringue remplie d'un millilitre de solution saline tamponnée au phosphate. Injectez la seringue et attendez trois secondes avant de recueillir le liquide de lavage bronchoalvéolaire dans la seringue. Il convient de noter que le volume récupéré doit être nettement inférieur à un millilitre.Flash.Congelez le liquide de lavage broncho-alvéolaire dans de l'azote liquide et conservez-le à moins 80 degrés Celsius. Pour isoler les poumons, commencez par pratiquer une incision juste sous le sternum. Saisissez le sternum avec une pince et prolongez l'incision le long de la cage thoracique. Ensuite, sectionez le diaphragme sur les bords et éloignez-le des côtes afin d'obtenir une vue dégagée sur l'ouverture inférieure du thorax.Soulevez le sternum avec une pince et ouvrez le thorax à l’aide de découpes longues sur les côtés droit et gauche, en gardant les incisions aussi latérales que possible afin que toute la paroi antérieure du thorax puisse être rabattue vers le haut. Reliez une aiguille de calibre 27 et demi à une seringue remplie de cinq millilitres de PBS. Insérez l’aiguille dans le ventricule droit et perfusez la circulation jusqu’à ce que les poumons deviennent complètement blancs.Si cela ne se produit pas, vérifiez que la pointe de l'aiguille est correctement placée dans le ventricule droit et repositionnez-la si nécessaire. Excisez les poumons et effectuez un blocage en soulevant le cœur et en coupant la trachée. Utilisez des tissus pour absorber tout sang qui pourrait gêner votre champ de vision.Tirer le cœur vers l'abdomen et couper soigneusement le long de la colonne vertébrale pour mobiliser tous les organes thoraciques. Sectionner l'aorte et placer les organes thoraciques sur une table chirurgicale propre. Détacher le cœur et éliminer tous les gros vaisseaux sanguins de l'échantillon.Vérifiez qu'aucun tissu thymique n'est encore attaché au poumon. Séparez les lobes pulmonaires, placez-les dans des tubes individuels, congélez-les rapidement par trempe, puis stockez-les à moins 80 degrés Celsius. Pour des analyses ultérieures.Comme on le voit ici, la teneur en protéines dans le liquide de lavage bronchoalvéolaire augmente avec la durée de la ventilation. La variation relative de la teneur en protéines est présentée après normalisation à zéro heure de ventilation afin d'évaluer l'importance des lésions pulmonaires. Des ELISA pour l'albumine et la myéloperoxydase sont réalisés, et les cellules inflammatoires présentes dans le liquide BL sont quantifiées.

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Ce protocole induit une lésion pulmonaire aiguë chez une souris qui est étroitement liée à la pathogenèse de la pneumopathie acide observée chez l’homme. Nous générons une lésion pulmonaire aiguë non létale maximale à faible pH et tenons compte des différences dans la structure respiratoire anatomique entre rongeurs et humains à l’aide d’une trachéotomie ouverte couplée à une libération de la pression circonférentielle.

Ouvrir trachéotomie acide gastrique Aspiration modèle murin de lésion pulmonaire aiguë Résultats dans Maximal aiguë non létaux Lung Injury

Présenté ici est une procédure étape par étape pour induire des dommages aigus de poumon chez les souris par l'instillation intratracheal directe de lipopolysaccharide et pour effectuer l'analyse FACS des échantillons de sang, du fluide de lavage bronchoalveolar, et du tissu de poumon. L'invasivité minimale, la manipulation simple, la bonne reproductibilité, et la titration de la sévérité de la maladie sont des avantages de cette approche.

Induire une lésion pulmonaire aigue chez la souris par instillation directe du lipopolysaccharide intratrachéal

L'instillation sélective d'acide intra-bronchique au poumon gauche chez les souris a comme conséquence des dommages aigus uniaux et auto-limités de poumon qui modèlele le syndrome aigu humain de détresse respiratoire (ARDS) induit par l'aspiration gastrique d'acide gastrique.

Un modèle de lésions pulmonaires aigues autolimitées par l'instillation unilatérale de l'acide intrabronchique

Les souris exposées à l’ozone et à l’endotoxine bactérienne combinées montrent une mort cellulaire largement répandue, y compris celle des neutrophiles. Nous avons observé des adaptations cellulaires telles que la rupture du lamellipodia cytosquelettique, l’expression cellulaire accrue de la sous-unité complexe de synthase de V ATP β et l’angiostatin dans le lavage broncho-alvéolaire, la suppression de l’immuno-réaction de poumon et le recrutement retardé de neutrophile.

Visualisation des adaptations cellulaires pulmonaires pendant les lésions pulmonaires aiguës murines induites par l’ozone et le LPS

Une combinaison de lavage de tensioactif utilisant une solution saline à 0,9 % (35 mL/kg de poids corporel, 37 °C) et une ventilation à volume courant élevé avec une faible PEEP pour causer des lésions pulmonaires modérées induites par le ventilateur (VILI) entraîne un syndrome expérimental de détresse respiratoire aiguë (SDRA). Cette méthode fournit un modèle de lésion pulmonaire avec une capacité de recrutement faible ou limitée pour étudier l’effet de diverses stratégies de ventilation...

L’épuisement des tensioactifs combiné à une ventilation préjudiciable donne un modèle reproductible du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)

La microscopie à fluorescence intravitale peut être utilisée pour étudier les interactions leucocytaires-endothéliales et la perfusion capillaire en temps réel. Ce protocole décrit des méthodes pour imager et quantifier ces paramètres dans la microcirculation pulmonaire à l’aide d’un système d’imagerie pulmonaire stabilisé sous vide.

Microscopie à fluorescence intravitale à grand champ de la microcirculation pulmonaire dans une lésion pulmonaire aiguë expérimentale à l’aide d’un système d’imagerie stabilisé sous vide

Ce manuscrit décrit l’établissement d’un modèle infectieux de pneumonie chez la souris et la caractérisation respective de la résolution des lésions ainsi que les méthodes de croissance bactérienne et d’instillation intratrachéale. Une nouvelle approche utilisant la cytométrie en flux de grande dimension pour évaluer le paysage immunitaire est également décrite.

Modèle expérimental pour évaluer la résolution de la pneumonie

Un modèle chirurgical murin pour créer une lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire gauche (IR) tout en maintenant la ventilation et en évitant l’hypoxie.

Un modèle murin d’intubation orotrachéale et de chirurgie de reperfusion d’ischémie pulmonaire ventilée

Ici, nous proposons un protocole pour l’administration intratrachéale de lipopolysaccharides (LPS) via une intubation endotrachéale oropharyngée non invasive. Cette méthode minimise le traumatisme de l’intervention chirurgicale pour l’animal et délivre avec précision le LPS à la trachée, puis aux poumons.

Instillation intratrachéale non invasive de lipopolysaccharides chez la souris

Ce protocole décrit le développement d’un modèle néonatal de porcelet de lésion pulmonaire aiguë qui modélise les événements pathogènes précoces survenant dans le poumon prématuré, y compris la quantité insuffisante de tensioactifs, l’hyperoxie, la ventilation à haute pression et l’inflammation, afin de faciliter la compréhension des déclencheurs moléculaires de la dysplasie bronchopulmonaire et d’améliorer l’application thérapeutique.

Développement d’un modèle de lésion pulmonaire aiguë chez le porcelet néonatal pour recréer l’environnement précoce des poumons des nourrissons prématurés

Dans cette étude, une technique d’instillation endotrachéale non invasive a démontré le développement d’AL chez les rats à l’aide d’un laryngoscope basique pour garantir une livraison précise de LPS aux poumons. Le LPS est injecté via un tube endotrachéal à l’aide d’un laryngoscope. L’ampleur de la lésion pulmonaire est évaluée à plusieurs moments.

Administration endotrachéale non invasive de lipopolysaccharide pour induire une lésion pulmonaire aiguë chez les rongeurs

Apprenez à induire une lésion pulmonaire aiguë chez la souris par ventilation mécanique à haute pression. Ce modèle reproduit le syndrome de détresse respiratoire aiguë humain pour étudier les mécanismes physiopathologiques.

La ventilation à pression contrôlée pour induire lésion pulmonaire aiguë chez la souris

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