Name: Vidéo-oculographie chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 43 s
Description: Apprenez la vidéo-oculographie chez la souris pour étudier les performances oculomotrices et l'apprentissage moteur. Cette méthode quantitative permet d'explorer la physiologie des comportements moteurs et les maladies cérébelleuses.

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Nous remercions chaleureusement l&#39;Organisation néerlandaise pour la recherche en santé et le développement (MDJ, CDZ), L&#39;Organisation néerlandaise pour la recherche scientifique (CDZ), NeuroBasic (CDZ), Prinses Beatrix Fonds (CDZ), Le SENSOPAC (CDZ), C7 (CDZ) et l&#39;CEREBNET (CDZ) programme de la Communauté européenne pour leur soutien financier.

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<li>Katoh, A., Kitazawa, H., Itohara, S., Nagao, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+characteristics+and+adaptability+of+mouse+vestibulo-ocular+and+optokinetic+response+eye+movements+and+the+role+of+the+flocculo-olivary+system+revealed+by+chemical+lesions%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Dynamic characteristics and adaptability of mouse vestibulo-ocular and optokinetic response eye movements and the role of the flocculo-olivary system revealed by chemical lesions.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 7705(1998).</li>
<li>Stahl, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+eye+movements+to+assess+brain+function+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Using eye movements to assess brain function in mice.</a> Vision Res. 44, 3401(2004).</li>
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<li>Faulstich, B. M., Onori, K. A., du Lac, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+plasticity+and+development+of+mouse+optokinetic+and+vestibulo-ocular+reflexes+suggests+differential+gain+control+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of plasticity and development of mouse optokinetic and vestibulo-ocular reflexes suggests differential gain control mechanisms.</a> Vision Res. 44, 3419(2004).</li>
<li>Koekkoek, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gain+adaptation+and+phase+dynamics+of+compensatory+eye+movements+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+Funct%22%5BJournal%5D)">Gain adaptation and phase dynamics of compensatory eye movements in mice.</a> Genes Funct. 1, 175(1997).</li>
</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Afin d&#39;obtenir de haute qualité vidéo des enregistrements des mouvements oculaires chez les souris à plusieurs exigences sont nécessaires. La procédure d&#39;étalonnage doit être effectuée dans l&#39;affaire mentionnée ci-dessus standardisé. Par exemple hors centre d&#39;étalonnage, lorsque l&#39;élève n&#39;est pas positionné sur la ligne médiane verticale avec la référence CR au cours de la procédure d&#39;étalonnage, se traduira par une sous-estimation de la RP et par conséquent une surestimation du mouvement des yeux. En outre, nous recommandons l&#39;intégration de la méthode de correction élève taille dans la procédure d&#39;étalonnage 12, parce que les essais qui montrent une taille de la pupille très stable sont très rares. Même un facteur de stress petit au cours du procès peut déjà modifier le diamètre de la pupille de façon substantielle. Lors de la conception d&#39;une expérience des mouvements oculaires, les facteurs suivants doivent être pris en compte ou contrôlées pour parce qu&#39;ils sont connus pour affecter la réponse des mouvements oculaires: l&#39;âge 13,18, 14 et entre les sexes souche 15,16, 19. En outre, l&#39;animal expérimental devrait avoir iris pigmentés puisque la détection et le suivi des élèves est impossible lorsque le contraste entre l&#39;élève et de l&#39;iris est trop faible, comme chez la souris BALB / c. Animaux extrêmement nerveux ou anxieux doivent être formés, avant l&#39;expérience, pour s&#39;habituer à l&#39;installation expérimentale et de l&#39;état sobre. Cet animal de manutention résultats de la procédure en moins de fermeture ou semi-fermeture des yeux et empêche la génération de fluides oculaires pendant l&#39;expérience, et par conséquent un meilleur suivi des élèves est accompli. Enfin, l&#39;acquisition et l&#39;analyse des données nécessite deux à trois heures par animal. Par conséquent, les enregistrements des mouvements oculaires restera probablement une procédure spécifique appliqué à des souris sélectionnées et ne convient pas comme un test de criblage à haut débit.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Entreprise </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> Isofluran </td><td> Rhodia Organique fine LTD </td><td></td></tr><tr><td> Coussin chauffant </td><td> FHC </td><td> 40-90-8 </td></tr><tr><td> Duratears </td><td> Alcon </td><td></td></tr><tr><td> Gel d&#39;acide phosphorique </td><td> Kerr </td><td> 31297 </td></tr><tr><td> Optibond Premier </td><td> Kerr </td><td> 35369 </td></tr><tr><td> Optibond adhésif </td><td> Kerr </td><td> 35369 </td></tr><tr><td> Charisme composite </td><td> Heraeus Kulzer </td><td></td></tr><tr><td> Maxima 480 unité de photopolymérisation </td><td> Henry Schein </td><td></td></tr><tr><td> AC servo-contrôlé du moteur </td><td> Harmonic Drive AG </td><td></td></tr><tr><td> Cylécran Indric </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Lumière halogène (20 W) </td><td> RS Components </td><td></td></tr><tr><td> Potentiomètres (précision) </td><td> Bourns inc. </td><td> 6574 </td></tr><tr><td> Puissance 1401 (interface I / O) </td><td> DEC limitée </td><td></td></tr><tr><td> Informatique </td><td> Dell </td><td></td></tr><tr><td> Emmitters infrarouge </td><td> RS Components </td><td> 195-451 </td></tr><tr><td> ETL-200 </td><td> ISCAN </td><td></td></tr><tr><td> Objectif à zoom (zoom 6000) </td><td> Navitar inc. </td><td></td></tr><tr><td> Pilocarpinenitrate (minimes) </td><td> Laboratoire Chauvin </td><td></td></tr></tbody></table>

vidéo-oculographie chez la souris

Video-oculography in Mice

Les mouvements oculaires sont très importants afin de suivre un objet ou à stabiliser une image sur la rétine au cours du mouvement. Animaux sans fovéa, tels que la souris, ont une capacité limitée pour verrouiller leurs yeux sur une cible. Contrairement à ces mouvements oculaires dirigés cibles, les mouvements oculaires compensatoires oculaires sont facilement obtenue chez des animaux afoveate 1,2,3,4. Mouvements oculaires compensatoires sont générés par le traitement des informations vestibulaires et optocinétique en un signal de commande qui va conduire les muscles oculaires. Le traitement de l&#39;information vestibulaire et optocinétique peuvent être étudiés séparément et ensemble, ce qui permet la spécification d&#39;un déficit dans le système oculomoteur. Le système oculomoteur peut être testé en évoquant un réflexe optocinétique (OKR), réflexe vestibulo-oculaire (VOR) ou d&#39;un visuel amélioré réflexe vestibulo-oculaire (VVOR). Le OKR est un mouvement réflexe qui compense pour &quot;plein champ&quot; mouvements d&#39;image sur la rétine, tandis que le VOR est un m oeil réflexeOUVEMENT qui compense les mouvements de tête. Le VVOR est un mouvement des yeux réflexe qui utilise à la fois vestibulaire ainsi que des informations optocinétique pour faire la réparation appropriée. Le cervelet contrôle et est en mesure de régler ces mouvements oculaires compensatoires. Par conséquent, oculographie est un outil très puissant pour étudier le comportement du cerveau dans des conditions normales relation ainsi que dans des conditions pathologiques (Fe de vestibulaire, oculaire et / ou d&#39;origine cérébelleuse). Test du système oculomoteur, comme un paradigme comportemental, est intéressant pour plusieurs raisons. Tout d&#39;abord, le système oculomoteur est un système bien compris de neurones 5. Deuxièmement, le système oculomoteur est relative 6 simple; la quantité de mouvement des yeux possible est limité par sa balle en prise l&#39;architecture («joint unique») et les trois paires de muscles extra-oculaires 7. Troisièmement, la sortie de comportement et d&#39;entrée sensorielle peut être facilement mesurée, ce qui en fait un système très accessible pour la détermination quantitativeanalyse 8. De nombreux tests comportementaux n&#39;ont pas ce niveau élevé de la puissance quantitative. Et enfin, à la fois la performance ainsi que la plasticité du système oculomoteur peut être testé, ce qui permet la recherche sur les processus d&#39;apprentissage et de mémoire 9. Des souris génétiquement modifiées sont aujourd&#39;hui largement disponibles et ils constituent une source importante pour l&#39;exploration des fonctions cérébrales à différents niveaux 10. En outre, ils peuvent être utilisés comme modèles à imiter les maladies humaines. Appliquer sur oculographie normale, pharmacologiquement traitées ou des souris génétiquement modifiées est un puissant outil de recherche pour explorer la physiologie sous-jacente des comportements moteurs dans des conditions normales et pathologiques. Ici, nous décrivons la façon de mesurer la vidéo-oculographie chez la souris 8.

Vidéo-oculographie est une méthode très quantitative pour étudier les performances du moteur oculaire ainsi que l&#39;apprentissage moteur. Ici, nous décrivons la façon de mesurer la vidéo-oculographie chez la souris. En appliquant cette technique sur la normale, pharmacologiquement traitées ou des souris génétiquement modifiées est un puissant outil de recherche pour explorer la physiologie sous-jacente des comportements moteurs.

Vidéo-oculographie chez la souris

Les mouvements oculaires sont essentiels pour suivre un objet ou pour stabiliser une image sur la rétine pendant le mouvement. Les animaux dépourvus de fovea, tels que les ...

L'objectif général de cette procédure est de réaliser une vidéonystagmographie chez la souris. Cette opération s'effectue en deux étapes : premièrement, équiper la souris d'une construction en forme de socle sur le crâne, permettant d'immobiliser sa tête dans un dispositif spécial de contention crânienne ; deuxièmement, placer la souris dans le dispositif de vidéonystagmographie et calibrer le système de suivi vidéo de la pupille.Les mouvements oculaires suivants sont enregistrés pendant que le système oculomoteur est activé à l’aide d’un large répertoire de stimuli vestibulaires et optocinétiques. La dernière étape consiste à analyser ces mouvements oculaires. En fin de compte, la vidéonystagmographie chez des souris normales, traitées pharmacologiquement ou modifiées génétiquement peut être utilisée pour explorer la physiologie des comportements moteurs.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur le système moteur oculaire, elle peut également être appliquée à l'étude de maladies d'origine cérébelleuse, vestibulaire ou oculaire en utilisant des mutants murins qui imitent des pathologies humaines. Pour commencer cette procédure, anesthésiez la souris dans une chambre à gaz à l'aide d'un mélange d'isof, de fluor et d'oxygène. Ensuite, maintenez l'anesthésie en administrant le gaz par un masque.Ensuite, utilisez un coussin chauffant et un capteur thermique anal pour maintenir la température corporelle de la souris à 37 degrés Celsius. Appliquez ensuite la pommade ophtalmique pour protéger les yeux contre le dessèchement, rasez les poils crâniens dorsaux et nettoyez la zone chirurgicale. Par la suite, pratiquez une incision médiane afin d'exposer la surface crânienne dorsale du crâne, puis nettoyez et séchez la surface.Appliquez ensuite une goutte d'acide phosphorique provenant de bgma sur Lambda. Après 15 secondes, retirez l'attaque, puis nettoyez la surface crânienne avec du sérum physiologique et séchez-la à nouveau. Appliquez une goutte d'opti bond prime sur la partie supérieure de la surface crânienne gravée et laissez sécher à l'air.Le faire sécher pendant 30 secondes. Ensuite, ajouter une goutte d'adhésif opti bond par-dessus l'opti bond prime. Polymériser à la lumière UV pendant une minute.Ensuite, recouvrir la couche adhésive avec une fine couche de composite de charisme. Le connecteur avec trou de vis magnétique et les sites d'attache sont intégrés dans le composite. Puis polymériser le composite avec une lumière UV.Si nécessaire, appliquez à nouveau des couches supplémentaires de composite et polymérisez-les à la lumière. Laissez la souris se remettre au moins trois jours après l’intervention chirurgicale. L’étape suivante consiste à placer la souris dans le dispositif de contention et à fixer sa tête au dispositif à l’aide d’un aimant et d’une vis, puis à monter le dispositif de contention de la tête et du corps de la souris sur une plateforme XY.À l’aide de la plateforme XY, positionnez la tête de la souris au-dessus du centre du plateau tournant afin que la souris puisse être déplacée selon les axes de tangage Ya et de roulis. Ensuite, placez sa tête à l’angle de tangage ya et de roulis correct en alignant l’œil à l’aide de l’image visuelle de l’œil générée par le système de balayage oculaire. Le plateau tournant est désormais fixé à un moteur commandé par servomoteur CA.La position du plateau tournant est surveillée à l’aide d’un potentiomètre fixé à l’axe du plateau. Le plateau est recouvert d’un écran cylindrique environnant présentant un motif de points aléatoires, qui est également équipé d’un moteur servo-commandé à courant alternatif. La position de l’écran cylindrique est surveillée par un potentiomètre relié à son axe.L'écran peut être éclairé par une lampe à halogène. Le mouvement de la platine tournante et de l'écran environnant est contrôlé par un ordinateur relié à une interface d'entrée-sortie. Les signaux de position de la platine tournante et de l'écran environnant sont filtrés par une fréquence de coupure de 20 hertz, numérisés par l'interface d'entrée-sortie et stockés sur cet ordinateur.L'œil de la souris est illuminé par trois émetteurs infrarouges. Deux sont fixés au plateau tournant, et le troisième est attaché à la caméra. Cet émetteur produit un reflet cornéen de référence, qui est utilisé pendant la procédure d'étalonnage et pendant l'enregistrement des mouvements oculaires.Une caméra CCD infrarouge équipée d'un objectif zoom est fixée sur la platine tournante et est focalisée sur la tête de la souris, située au centre de la platine. La caméra peut être déverrouillée et déplacée autour de l'axe de la platine sur exactement 20 degrés.Pendant la procédure d'étalonnage, le signal vidéo est ensuite traité par un système de suivi oculaire, capable de suivre la pupille et le point de référence de la cornée dans les directions horizontale et verticale à une fréquence d'échantillonnage de 120 hertz. Ensuite, les positions du point de référence cornéen, de la pupille ainsi que le signal de la taille de la pupille sont numérisés par l'interface d'entrée-sortie et sont enregistrés dans le même fichier que les signaux de position de la table et de l'écran environnant, afin d'étalonner les mouvements oculaires. Ajustez la position de la tête de la souris par rapport à la caméra de manière à ce que l'image vidéo de la pupille soit située au centre du moniteur et que la représentation du point de référence cornéen se trouve sur la ligne médiane verticale de l'œil, directement au-dessus de la pupille.Ensuite, déplacez plusieurs fois la caméra par incréments de 20 degrés crête. Effectuez une recherche autour de l’axe vertical de la platine tournante. Utilisez les positions de la pupille suivie et du repère cornéen de référence enregistrées aux positions extrêmes de la caméra pour calculer le rayon de rotation de la pupille.Répétez ces étapes plusieurs fois sous différentes conditions d'éclairement afin de déterminer la relation entre la taille de la pupille et la rotation de la pupille. Ensuite, établissez une courbe de correction de la rotation pupillaire. Calculez maintenant la position angulaire de l'œil en mesurant la position de référence de la cornée, la position de la pupille et la taille de la pupille.La valeur de rotation de la pupille peut être extraite à partir de la courbe de correction de la rotation de la pupille, et la position angulaire de l'œil peut être calculée à l'aide de la formule suivante. L'expérience de mouvement oculaire VVOR est présentée ici. Convertissons maintenant les positions de l'œil, les positions de la table et les positions de l'écran environnant en positions angulaires.Ensuite, différenciez et filtrez les positions angulaires de la table oculaire et de l'écran environnant à l'aide d'un filtre passe-bas de Butterworth. En utilisant une fréquence de coupure de 20 hertz, supprimez la seconde du signal de vitesse oculaire à l'aide d'un seuil de détection de 40 degrés par seconde. Puis, moyennez les signaux de vitesse de la table et de l'œil en utilisant chaque cycle individuel de l'essai, et ajustez les signaux moyennés avec une fonction appropriée.En général, une stimulation sinusoïdale de vitesse est utilisée et les cycles moyens sont ajustés à une fonction sinus ou cosinus. Ce film montre comment les mouvements oculaires sont générés par la rotation de l'écran environnant, provoquant un réflexe optocinétique avec une rotation de l'écran environnant sur une gamme de fréquences allant de 0,2 à un hertz et une amplitude de 1,6 degré. On observe que le système optocinétique de la souris est plus efficace dans la gamme de basses fréquences que dans la gamme de hautes fréquences.Voici un autre film montrant la génération des mouvements oculaires. En faisant tourner la souris dans l'obscurité pour provoquer le réflexe vestibulo-oculaire, on fait tourner le plateau tournant dans une plage de fréquences allant de 0,2 à 1 hertz avec une amplitude de 1,6 degré. On observe que le système vestibulo-oculaire de la souris est plus efficace dans la plage de hautes fréquences que dans celle des basses fréquences.Ici, on observe un autre film montrant comment les mouvements oculaires sont générés par la rotation du souris dans la lumière, provoquant ainsi un réflexe vestibulo-oculaire visuellement amélioré, grâce à la rotation du plateau tournant dans une plage de fréquences allant de 0,2 à 1 hertz avec une amplitude de 1,6 degré, tandis que l'écran environnant est bien éclairé, ce qui montre que la souris produit des mouvements oculaires compensatoires efficaces sur toute la plage de fréquences. Ce film illustre également comment l'apprentissage moteur a été réalisé par augmentation adaptative du réflexe vestibulo-oculaire. En utilisant un paradigme d'entraînement en opposition de phase, la rotation du plateau tournant en opposition de phase par rapport à l'écran environnant augmente le gain du RVO chez cette souris.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'effectuer un examen oculovideo chez la souris.

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Cette vidéo démontre la culture et l’imagerie ex vivo de tranches oculomoteurs d’embryons de souris transgéniques. Les embryons sont isolés et noyés dans l’agarose. À l’aide d’un vibratome, on obtient des coupes contenant les noyaux oculomoteurs et les yeux. Les coupes sont maintenues en culture et imagées à l’aide d’un microscope à fluorescence.

Culture ex vivo et imagerie de tranches oculomotrices d’embryons de souris transgéniques

Source : Wang, Z., et al. Imagerie transpupillaire à deux photons in vivo de la rétine de souris.  J. Vis. Exp. (2021). Cette vidéo présente une technique d’imagerie rétinienne in vivo utilisant la microscopie à deux photons. Les souris anesthésiées sont préparées pour l’imagerie en fixant leur tête, en appliquant un lubrifiant pour les yeux et en plaçant une lamelle sur l’œil. Les cellules ganglionnaires rétiniennes (CGR) exprimant des protéines fluorescentes sont d’abord visualisées à l’aide...

Imagerie in vivo à deux photons de la rétine de la souris

Source : Bosco, A., et al.  In vivo Dynamique de l’activation microgliale rétinienne au cours de la neurodégénérescence : imagerie ophtalmoscopique confocale et morphométrie cellulaire dans le glaucome de souris. J. Vis. Exp. (2015) Cette vidéo montre l’imagerie in vivo de la microglie rétinienne dans un modèle murin de glaucome. Une souris transgénique avec une microglie rétinienne exprimant des protéines fluorescentes est positionnée sous un ophtalmoscope. L’éclairage infrarouge est utilisé...

Imagerie in vivo de la microglie rétinienne dans un modèle murin de glaucome

Source : Jagodzinska, J., et. al., Tomographie par cohérence optique : imagerie des cellules ganglionnaires rétiniennes de souris In Vivo. J. Vis. Exp. (2017)  Dans cette vidéo, nous démontrons l’utilisation de la tomographie par cohérence optique dans le domaine spectral (SD-OCT) pour imager les couches rétiniennes et évaluer les changements structurels dans un modèle de souris génétiquement modifié avec neuropathie optique.

Imagerie in vivo de la rétine de souris par tomographie par cohérence optique

La microscopie intravitale peut être utilisée chez les animaux pour visualiser et mesurer les diamètres vasculaires rétiniens, les vitesses de la circulation sanguine et le flux sanguin rétinien total.

Mesures microscopie intravitale Vidéo de la rétine débit sanguin chez les souris

activation de cellules microgliales et microgliose sont des réponses clés à la neurodégénérescence chronique. Ici, nous présentons les méthodes pour in vivo, la visualisation à long terme de la rétine CX3CR1-GFP + cellules microgliales par ophtalmoscopie confocale, et pour le seuil et analyses morphométriques d'identifier et de quantifier leur activation. Nous surveillons changements microgliales durant les premiers stades de glaucome liée à l'âge.

En Vivo Dynamique de la rétine microglial activation cours neurodégénérescence: confocale ophtalmoscopique Imaging and Cell Morphometry dans Souris glaucome

Ce manuscrit décrit un protocole pour l’imagerie in vivo de la rétine de souris avec tomographie à cohérence optique haute résolution de domaine spectral (SD-OCT). Il se concentre sur les cellules ganglionnaires rétiniennes (RGC) dans la région péripapillaire, avec plusieurs de numérisation et de quantifier les approches décrites.

Tomographie par cohérence optique : Imagerie souris ganglionnaires rétiniennes cellules In Vivo

Ce protocole décrit comment haute résolution techniques d’imagerie comme la tomographie par cohérence optique de domaine spectral et numérisation laser ophtalmologique peut être utilisé dans les petits rongeurs, à l’aide d’un système de plate-forme d’imagerie ophtalmique, pour obtenir des informations sur épaisseur de la rétine et microgliales cellulaire distribution, respectivement.

In Vivo Imagerie des souris journaliste Cx3cr1gfp/gfp avec domaine Spectral Optical Coherence Tomography et numérisation Laser ophtalmologique

Le protocole présenté produit un conflit sensoriel persistant pour des expériences visant à étudier l’apprentissage à long terme. En portant en permanence un appareil fixe sur leurs têtes, les souris sont constamment exposés à une incompatibilité sensorielle entre entrées visuelles et vestibulaires, tout en se déplaçant librement dans des cages maison.

À long terme conflit sensoriel en comportement librement souris

Le présent protocole décrit les étapes de l’alignement des images in vivo de la tomographie par cohérence optique en lumière visible (vis-OCTF) avec des images confocales ex vivo de la même rétine de souris dans le but de vérifier la morphologie observée des faisceaux axonaux des cellules ganglionnaires de la rétine dans les images in vivo.

Alignement de fibrogrammes de tomographie par cohérence optique en lumière visible avec des images confocales de la même rétine de souris

Nous décrivons ici un protocole standard pour quantifier le réflexe optocinétique. Il combine la stimulation virtuelle du tambour et la vidéo-oculographie, et permet ainsi une évaluation précise de la sélectivité caractéristique du comportement et de sa plasticité adaptative.

Quantification de la sélectivité des caractéristiques visuelles du réflexe optocinétique chez la souris

Apprenez la vidéo-oculographie chez la souris pour étudier les performances oculomotrices et l'apprentissage moteur. Cette méthode quantitative permet d'explorer la physiologie des comportements moteurs et les maladies cérébelleuses.

Vidéo-oculographie chez la souris

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