Name: Évaluation des biomatériaux pour laugmentation de la vessie à laide des analyses cystométriques dans des modèles rongeurs Divers (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-09T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Découvrez l'évaluation des biomatériaux pour l'augmentation de la vessie chez les rongeurs par cystométrie. Cette méthode chirurgicale permet d'analyser la capacité vésicale et la compliance postopératoire.

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Ces études ont été financées, en partie, par le Fonds des enfants Hospital de Boston urologie du revenu du Fonds de dotation et les National Institutes of Health des subventions NIBIB P41-EB002520 (Kaplan); NIDDK T32-DK60442 (Freeman); NIDDK 1K99-DK083616 (Mauney). Nous reconnaissons le Dr Peter Zvara de l&#39;Université du Vermont à l&#39;aide dans l&#39;établissement de la technique de placement de la sonde de cystostomie et la cystométrie.

<ol><li>Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+for+bladder+substitution%5BTitle%5D)+AND+%22World.+J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering for bladder substitution.</a> World. J. Urol. 18, 364-370 (2000).</li>
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<li>Niknejad, K. G., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+augmentation+techniques+in+women%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+Urogynecol.+J.+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Bladder augmentation techniques in women.</a> Int. Urogynecol. J. Pelvic Floor Dysfunct. 11, 156-169 (2000).</li>
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<li>Ashley, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regional+variations+in+small+intestinal+submucosa+evoke+differences+in+inflammation+with+subsequent+impact+on+tissue+regeneration+in+the+rat+bladder+augmentation+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Regional variations in small intestinal submucosa evoke differences in inflammation with subsequent impact on tissue regeneration in the rat bladder augmentation model.</a> BJU Int. 105, 1462-1468 (2010).</li>
<li>Zhang, Y., Frimberger, D., Cheng, E. Y., Lin, H. K., Kropp, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+in+a+larger+bladder+replacement+with+cell-seeded+and+unseeded+small+intestinal+submucosa+grafts+in+a+subtotal+cystectomy+model%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">Challenges in a larger bladder replacement with cell-seeded and unseeded small intestinal submucosa grafts in a subtotal cystectomy model.</a> BJU Int. 98, 1100-1105 (2006).</li>
<li>Gomez, P. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+manipulation+of+silk+scaffold+fabrication+parameters+on+matrix+performance+in+a+murine+model+of+bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The effect of manipulation of silk scaffold fabrication parameters on matrix performance in a murine model of bladder augmentation.</a> Biomaterials. 32, 7562-7570 (2011).</li>
<li>Mauney, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+gel+spun+silk-based+biomaterials+in+a+murine+model+of+bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Evaluation of gel spun silk-based biomaterials in a murine model of bladder augmentation.</a> Biomaterials. 32, 808-818 (2011).</li>
<li>Persson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+and+peripheral+mechanisms+contributing+to+hyperactive+voiding+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Spinal and peripheral mechanisms contributing to hyperactive voiding in spontaneously hypertensive rats.</a> Am. J. Physiol. 275, 1366-1373 (1998).</li>
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<li>Pandita, R. K., Fujiwara, M., Alm, P., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+evaluation+of+bladder+function+in+non-anesthetized+mice+with+and+without+bladder+outlet+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric evaluation of bladder function in non-anesthetized mice with and without bladder outlet obstruction.</a> J. Urol. 164, 1385-1389 (2000).</li>
<li>Soler, R., Fullhase, C., Lu, B., Bishop, C. E., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+dysfunction+in+a+new+mutant+mouse+model+with+increased+superoxide--lack+of+nitric+oxide%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder dysfunction in a new mutant mouse model with increased superoxide--lack of nitric oxide.</a> J. Urol. 183, 780-785 (2010).</li>
<li>Matsuura, S., Downie, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+anesthetics+on+reflex+micturition+in+the+chronic+cannula-implanted+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Effect of anesthetics on reflex micturition in the chronic cannula-implanted rat.</a> Neurourol. Urodyn. 19, 87-99 (2000).</li>
<li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).</li>
<li>Soler, R., Fullhase, C., Santos, C., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+bladder+dysfunction+in+a+rat+model+of+dopaminergic+brain+lesion%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Development of bladder dysfunction in a rat model of dopaminergic brain lesion.</a> Neurourol Urodyn. 30, 188-193 (2011).</li>
<li>Streng, T., Santti, R., Andersson, K. E., Talo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+rhabdosphincter+in+female+rat+voiding%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+Int%22%5BJournal%5D)">The role of the rhabdosphincter in female rat voiding.</a> BJU Int. 94, 138-142 (2004).</li>
<li>Malmgren, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometrical+evaluation+of+bladder+instability+in+rats+with+infravesical+outflow+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometrical evaluation of bladder instability in rats with infravesical outflow obstruction.</a> J. Urol. 137, 1291-1294 (1987).</li>
<li>Smith, P. P., Kuchel, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+uroflow+cystometry+in+the+urethane-anesthetized+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Continuous uroflow cystometry in the urethane-anesthetized mouse.</a> Neurourol. Urodyn. 29, 1344-1349 (2010).</li>
<li>Cannon, T. W., Damaser, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+anesthesia+on+cystometry+and+leak+point+pressure+of+the+female+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects of anesthesia on cystometry and leak point pressure of the female rat.</a> Life Sci. 69, 1193-1202 (2001).</li>
<li>Smith, P. P., Hurtado, E., Smith, C. P., Boone, T. B., Somogyi, G. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+cystometric+methods+in+female+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Comparison of cystometric methods in female rats.</a> Neurourol. Urodyn. 27, 324-329 (2008).</li>
</ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

Évaluations cystométriques de configurations qui suivent l&#39;implantation de biomatériaux et de l&#39;augmentation de la vessie chez des modèles animaux de petite taille représente une étape de validation important dans l&#39;identification optimales caractéristiques structurelles et mécaniques de conceptions de la matrice pour une utilisation dans des situations cliniques. Dans cette étude, nous décrivons les méthodes chirurgicales pour effectuer augmentation de la vessie chez la souris et les rats ainsi que des techniques pour déterminer les propriétés cystométriques urodynamiques des organes d&#39;ingénierie pour des évaluations fonctionnelles. Nous avons utilisé ces techniques dans de multiples expériences impliquant à la fois chez la souris et les rats, avec chaque expérience composée de 30 rongeurs + sans problèmes importants. Notre laboratoire de recherche est un conglomérat diversifié de spécialistes des sciences fondamentales et des chirurgiens de médecins, chirurgiens et avec au moins 5-6 ans d&#39;études post-universitaires de formation chirurgicale pratiquée sur les aspects procéduraux de ces expériences. Quel que soit le type de biomatériau utilisé, la principale différence entre augmentant la vessie chez le rat par rapport souris est la taille de la vessie. En raison de plus petite taille de la vessie, la dissection et l&#39;incorporation du biomatériau est techniquement plus difficile chez la souris. Pour aider à la visualisation, d&#39;un microscope chirurgical peut être utilisé. Comme la taille de la vessie chez les rats est plus grande, il se prête davantage à des situations où plus d&#39;une procédure doit être effectuée sur la vessie (par exemple l&#39;augmentation et le placement d&#39;un cathéter cystostomie). En outre, le protocole décrit ci-dessus l&#39;utilisation de PE-50 tubes pour le rat 13, cependant, les cathéters de taille encore plus grandes, jusqu&#39;à PE-100 ont été utilisés, en particulier pour les études à long terme 14. Chez la souris, un calibre plus petit tel que le PE-10 tube peut être utilisé 15,16, mais il faut garder à l&#39;esprit que les tubes souples plus petits et plus ne peut pas transmettre les changements de pression au transducteur avec précision. En outre, la méthode alternative d&#39;assurer le cathéter sur le dos (étape 8 ci-dessus *) se fait en mien raison de leur petite taille corporelle et l&#39;aiguille pointe émoussée et une casquette IV CE sont trop lourdes. L&#39;inconvénient de cette est la nécessité d&#39;une anesthésie pour extraire le bout du cathéter dans la poche sous-cutanée avant la cystomanométrie. Des études ont montré que dans les premiers jours (0-4 jours premiers) après le placement des cathéters, la cystomanométrie révèle pressions vésicales élevées et avec des volumes mictionnels hyperactivité faible. Ces résultats ont semblé se stabiliser autour de la sixième à la septième jour 14,17 et donc, est probablement le moment idéal pour l&#39;évaluation cystomanométrique. Cependant, la plupart des rapports dans la littérature effectuer cystométrie dans les 3 premiers jours de cathétérisme de 18 ans, ce qui explique la grande variation dans les paramètres ci-dessus par rapport au temps. En quittant le cathéter sus-pubien pour une durée supérieure à 3 jours comporte morbidités telles que le risque de calculs, le délogement, une infection, une hématurie et l&#39;occlusion du cathéter avec des débris. &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; taux de perfusion différents au cours de la cystomanométrie ont été décrits à partir 1-3mL/hr pour les souris et 15,16 pour les rats 10-11mL/hr 13,19,20. Les vitesses de perfusion supraphysiologiques peuvent causer des pressions faussement élevés 14. Nous utilisons un débit de perfusion de 12,5 pi / min (0,75 mL / h) pour les souris et 100 pi / min (6 ml / h) pour les rats dans notre configuration, mais la baisse des taux peut également être utilisé. La température de la solution saline physiologique doit être la température ambiante au moins, bien au chaud (37 °) une solution saline est plus optimale afin d&#39;éviter hyperactivité de la vessie provoquée par inculquer solution froide. En cystomanométrie éveillé, il est crucial pour permettre la stabilisation de la structure miction que l&#39;animal devient ajusté à la cage, ce qui dans notre expérience nécessite une période de ~ 10-20 minutes. Suite à cela, les cycles de la miction régulières peuvent être enregistrés pour 45-120 minutes ou au minimum de cycles mictionnels 3-4. L&#39;animal doit être observée en temps réel car l&#39;animal est librement moving et des complications telles que torsion ou un vrillage du cathéter peut altérer l&#39;analyse cystomanométrique. Limiter le bruit de l&#39;environnement au cours de la cystomanométrie est souhaitée pour diminuer les déplacements des animaux et des objets suivants. Cystomanométrie Inconscient n&#39;a pas les problèmes qui en découlent comme la cystomanométrie éveillé, mais anesthésiques multiples ont été montré pour empêcher les contractions vésicales spontanées. Cette inhibition correspond directement à la durée prévue de l&#39;action des anesthésiques, c&#39;est à dire lorsque les subventions effet anesthésiant, contractions spontanées reprendre 14. En outre, les pressions mesurées lorsque la vessie débordait, étaient statistiquement plus grande chez les rats anesthésiés, à la fois vivant et post mortem, ce qui indique un effet sur les propriétés de mise en conformité passive de la paroi de la vessie. Cet effet est observé avec 21 pentobarbital, kétamine, et chloralose GI / IP, en plus de l&#39;halothane inhalé et intrathécale nesacaine 14. Une étude plus approfondie des différents anesthésiques confirmationm cette constatation avec la suppression du réflexe mictionnel pour les anesthésiques par inhalation à la fois (isoflurane et le méthoxyflurane) et des barbituriques (pentobarbital et thiobutabarbital) sous anesthésie niveaux modérés 17. Cet effet a été observé avec des niveaux encore plus de lumière ou un sédatif de l&#39;anesthésie avec des médicaments tels que le fentanyl-dropéridol et la kétamine-diazépam, et comme dans l&#39;étude précédente, que l&#39;effet de l&#39;anesthésie calmée, et nous n&#39;avons donc l&#39;inhibition 17. Pour cette procédure, uréthane injections intrapéritonéales peuvent être utilisés, car il a été démontré que la miction réflexe est préservée tout en permettant également une anesthésie adéquate 17,22. Par ailleurs, aucun effet n&#39;est observé à l&#39;égard de pressions miction 23. Placement cathéter sus-pubien pour cystomanométrie est décrit ici, puisque le cathétérisme intra-urétrale a été démontré que plus les courbes de pression de la vessie et des débits plus faibles compatibles avec une obstruction de la vessie de sortie par rapport 24.En outre, le cathétérisme intra-urétrale n&#39;est possible que chez les animaux anesthésiés, et même alors, le cathétérisme peut être difficile, en particulier chez les rongeurs mâles et les souris. En conclusion, le choix de modèle à utiliser pour l&#39;augmentation de la vessie et / ou l&#39;analyse cystomanométrique dépend des objectifs de l&#39;étude spécifique. Du point de vue technique, le modèle de rat détient clairement l&#39;avantage pour les raisons évoquées ci-dessus. Cependant, le modèle de la souris peut être utilisée dans les études évaluant le rôle des gènes spécifiques des produits finis-codées dans les maladies des voies urinaires, en raison de leur sensibilité pour la manipulation génétique. Ce n&#39;est généralement pas possible chez le rat. Réveillez-vous le plus fidèlement cystométrie imite l&#39;état physiologique normal dans lequel ces animaux subissent leurs cycles de miction, et donc, est susceptible de donner une détermination plus fiable physiologique de la fonction vésicale. En outre, la variable de confusion des effets directs d&#39;unenesthetics sur la fonction vésicale est évité.

<table border="1"><tbody><tr><td> Matériaux: </td><td> Description / utilisation: </td></tr><tr><td> Cisailles à raser </td><td> Préparation de rat / souris pour la chirurgie </td></tr><tr><td> Draps stériles, bétadine, l&#39;éthanol 70%, de la gaze stérile </td><td> Préparation de champ chirurgical stérile </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Instruments: </td></tr><tr><td> Lame de bistouri </td><td> Incision de la peau </td></tr><tr><td> pince à dents </td><td> Manipulation peau </td></tr><tr><td> Pinces fines </td><td> Atraumatique (pas de dents), pas de stries ou avec stries fines pour manipuler </td></tr><tr><td> Pilote petite aiguille </td><td> La dissection des tissus de Sharp </td></tr><tr><td> Ciseaux de Metzenbaum </td><td> Incision Bldder </td></tr><tr><td> Ciseaux ténotomie </td><td> Pour les sutures de rétraction et d&#39;élaborer des sous-cutanée tunnel (cathéter cystostomie) </td></tr><tr><td> Les petites pinces courbes </td><td> Tunnel sous-cutané (cathéter cystostomie) </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Sutures: </td></tr><tr><td> 6-0 points de suture en polypropylène </td><td> Sutures séjour de la vessie et de suture pursestring </td></tr><tr><td> 7-0 suture polyglactine </td><td> Anastomose de l&#39;échafaudage de la vessie </td></tr><tr><td> Suture polyglactine 4-0 </td><td> Fermeture du muscle / peau </td></tr><tr><td> 3-0 ou 4-0 de suture en soie </td><td> Extrémité du cathéter à la peau Sécurisation </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Les aiguilles et les seringues: </td></tr><tr><td> Aiguille 18 Gauge </td><td> Perçant la vessie pour cathéter cystostomie </td></tr><tr><td> 25 et 30 aiguilles de calibre </td><td> Test de la vessie pour les fuites </td></tr><tr><td> 1 ml solution saline fseringue illed </td><td></td></tr><tr><td> Aiguille 22 pointe émoussée Gauge </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Cathéter cystostomie: </td></tr><tr><td> PE-50 tube </td><td></td></tr><tr><td> Briquet </td><td> Le torchage PE-50 tube </td></tr><tr><td> Petit clamp courbe </td><td> Développer tunnel sous-cutané </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Cystométrie: </td></tr><tr><td> MLT844 ADInstruments la saisie des données et des logiciels LabChart </td><td> La pression d&#39;acquisition de données </td></tr><tr><td> Pompe Harvard seringue 22 (Harvard Apparatus, Holliston, MA) </td><td> Pompe de perfusion de solution </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td colspan="2"> Anesthésiques (cystométrie Inconscient): </td></tr><tr><td> Jesoflurane </td><td> Induction / entretien de l&#39;anesthésie générale </td></tr><tr><td> Uréthane </td><td> Cystomanométrie Unconconscious </td></tr><tr><td> Bupivicaïne ou l&#39;équivalent </td><td> L&#39;anesthésie locale </td></tr><tr><td> Le méloxicam </td><td> Analgésie post-opératoire </td></tr><tr><td> La buprénorphine </td><td> Analgésie post-opératoire </td></tr></tbody></table>

Évaluation des biomatériaux pour l&#39;augmentation de la vessie à l&#39;aide des analyses cystométriques dans des modèles rongeurs divers

Evaluation of Biomaterials for Bladder Augmentation using Cystometric Analyses in Various Rodent Models

La fonction rénale et de la continence de l&#39;urine dépendent de façon cruciale au bon fonctionnement de la vessie, qui stocke l&#39;urine à basse pression et il expulse avec une précision orchestré contraction. Un certain nombre de anomalies congénitales et acquises, y compris urologiques valves urétrales postérieures, l&#39;hyperplasie bénigne de la prostate et vessie neurogène secondaire au spina-bifida / lésion de la moelle épinière peut entraîner dans le remodelage tissulaire pathologique conduisant à la conformité avec facultés affaiblies et la capacité réduite 1. Obstruction fonctionnelle ou anatomique des voies urinaires est fréquemment associée à ces conditions, et peut conduire à l&#39;incontinence urinaire et des lésions rénales à partir de stockage accrue et des pressions mictionnelles 2. L&#39;implantation chirurgicale de segments gastro-intestinaux pour accroître la capacité d&#39;organes et de réduire les pressions intra-vésicales représente l&#39;option de traitement chirurgical primaire de ces troubles lorsque la direction médicale échoue 3. Cependant, cette approche est d&#39;entravered par la limitation de tissus de donneurs disponibles, et est associée à des complications importantes, y compris l&#39;infection des voies urinaires chroniques, perturbation métabolique, la formation de calculs urinaires, et la malignité secondaire 4,5. Les recherches actuelles en ingénierie tissulaire de la vessie est fortement axée sur l&#39;identification des configurations de biomatériaux qui peuvent soutenir la régénération des tissus à des sites de défauts. Conventionnel 3-D échafaudages dérivés de polymères naturels et synthétiques tels que la sous-muqueuse intestinale petites et poly-acide glycolique ont montré un certain succès à court terme pour soutenir la régénération musculaire urothélial et lisse ainsi que favoriser l&#39;accroissement de la capacité de stockage d&#39;organes dans des modèles animaux les deux et dans le clinique 6,7. Cependant, des lacunes dans échafaud intégrité mécanique et de la biocompatibilité se traduisent souvent par de la fibrose délétère 8, contracture du greffon 9, et la calcification 10, augmentant ainsi le risque d&#39;échec des implants et la nécessité for secondaires des interventions chirurgicales. En outre, la restauration des caractéristiques mictionnels normales en utilisant les constructions standards des biomatériaux pour cystoplastie d&#39;agrandissement doit encore être réalisé, et donc la recherche et le développement de matrices de nouvelles qui peuvent remplir ce rôle est nécessaire. Afin de réussir à développer et évaluer les biomatériaux optimales pour l&#39;augmentation de la vessie clinique, recherche sur l&#39;efficacité doit être effectué d&#39;abord dans des modèles animaux standardisés en utilisant des méthodes chirurgicales détaillées et des évaluations sur les résultats fonctionnels. Nous avons précédemment rapporté l&#39;utilisation d&#39;un modèle chez la souris augmentation de la vessie afin de déterminer le potentiel de fibroïne de soie à base d&#39;échafaudages à la médiation et la régénération des tissus caractéristiques mictionnels fonctionnels. 11,12 analyses cystométriques de ce modèle ont montré que les variations dans les propriétés structurales et mécaniques des implants peuvent influer sur les caractéristiques résultant urodynamiques des vessies de l&#39;ingénierie tissulaire 11,12. Corrélation positivetions entre le degré de régénération des tissus matrice à médiation déterminée histologiquement et la conformité fonctionnelle et la capacité ont été évaluées par cystométrie montré dans ce modèle 11,12. Ces résultats suggèrent donc que les évaluations fonctionnelles de configurations de biomatériaux dans les systèmes de rongeurs de la vessie d&#39;augmentation peut être un format utile pour évaluer les propriétés d&#39;échafaudage et d&#39;établir la faisabilité de vivo avant les études de grands animaux et de déploiement clinique. Dans l&#39;étude actuelle, nous présenterons différentes étapes chirurgicales de l&#39;augmentation de la vessie chez les souris et les rats en utilisant des échafaudages de soie et de démontrer les techniques de cystométrie éveillé et anesthésié.

Les étapes chirurgicales de l&#39;augmentation de la vessie sont décrits en utilisant 3-D échafaudages dans des modèles murins et de rat. Pour tester l&#39;efficacité de configurations de biomatériaux pour l &#39;augmentation de la vessie, les techniques de cystométrie à la fois éveillé et anesthésié sont présentés.

Évaluation des biomatériaux pour l&#39;augmentation de la vessie à l&#39;aide des analyses cystométriques dans des modèles rongeurs Divers

La fonction rénale et la continence urinaire dépendent étroitement du bon fonctionnement de la vessie, qui stocke l'urine à basse pression et...

L'objectif de cette procédure est d'évaluer l'utilisation de biomatériaux pour l'agrandissement vésical en obtenant des données fonctionnelles par cytométrie. Cela est réalisé en premier lieu en anérosant le support à un défaut créé dans la vessie. La deuxième étape de la procédure consiste à tunneliser le tube de cystostomie jusqu'à l'abdomen.La troisième étape consiste à placer le tube de cystostomie dans la vessie augmentée et à le fixer sur le dos de l'animal. L'étape finale est la réalisation d'une cystométrie afin d'évaluer la vessie augmentée d'un point de vue fonctionnel. En définitive, les résultats peuvent montrer des modifications de la capacité vésicale, de la compliance, des pressions mictionnelles, des durées du cycle nutritionnel et des volumes résiduels post-miction par cystométrie réalisée chez l'animal conscient.Les implications de cette technique s'étendent à la thérapie des anomalies congénitales et acquises de la vessie ou de l'urètre qui entraînent une capacité, une compliance et une fonction globale de la vessie altérées. Étant donné que les nouveaux biomatériaux utilisés pour l'agrandissement de la vessie doivent être évalués fonctionnellement, après avoir préparé un animal pour une chirurgie abdominale, utilisez un scalpel pour pratiquer une incision médiane inférieure à travers la peau.À l’aide d’une pince dentée, soulever le muscle droit et disséquer la surface postérieure du muscle avec des ciseaux fins de type Mets et des ciseaux Balm. Sectionner le reste du muscle dans la ligne médiane sur toute la longueur de l’incision cutanée afin de livrer la vessie à travers la plaie opératoire. Une fois par jour, placer un point de suture à travers la paroi postérieure de la vessie, puis à travers la paroi antérieure de la vessie. Ajouter des points de suture latéraux sur la vessie, mais ne pas nouer ces sutures.Lorsque les points de suture sont maintenus tendus, la vessie présentera une configuration carrée mesurant environ un centimètre de côté, pénétrant longitudinalement la vessie par la paroi antérieure, juste en dessous du dôme vésical selon la ligne médiane. Veiller à ne pas trop tendre ces fils de suture, car ils pourraient facilement traverser le tissu vésical. Pour cette étape, une loupe binoculaire est préférable pour l'anastomose du support. À l’aide de ciseaux fins, découper le support en soie à la taille approximative du défaut vésical.Commencez par un coin du support et sutures-le à la vessie de manière continue. Pour créer un sceau étanche tout autour du défaut, il est très important que le chirurgien réalise une anastomose étanche et sans tension entre le support et la vessie. Cela garantira la rétention de toute l'urine à l'intérieur de la vessie, car toute fuite intrapéritonéale entraînerait probablement la mortalité de l'animal.À titre d'essai, utilisez une aiguille hypodermique de calibre 30 pour remplir la vessie d'eau. Si une fuite est détectée, fermez-la à l'aide d'un point de suture supplémentaire non continu. Ensuite, réduisez la vessie reconstruite dans l'abdomen avant la fermeture de la paroi abdominale.Injecter le muscle droit et les tissus sous-cutanés avec de la bupivacaïne pour l'anesthésie locale et fermer l'incision. Ensuite, utiliser un point continu en surjet pour réapprocher le muscle droit et fermer la peau avec un point continu en surjet. Après avoir nettoyé et séché l'incision, transférer l'animal dans une cage propre et chauffée pour son réveil de l'anesthésie.Avant de commencer, créez une ancre à l'extrémité d'un tube PE 50 de 10 centimètres afin qu'il ne glisse pas hors de la vessie. Pour ce faire, évaser délicatement l'extrémité du tube en l'exposant légèrement à une flamme. Ensuite, vérifiez que le tube n'est pas obstrué.Injecter l'extrémité non évasée avec du sérum physiologique et s'assurer qu'il circule. Après avoir préparé un animal pour une intervention chirurgicale, avant d'exposer la vessie, pratiquer une incision d'un centimètre sur le dos entre les omoplates. À l'aide des ciseaux à pansements Metson, créer un plan entre la peau et le muscle sous-jacent.Ensuite, insérez les pointes des ciseaux dans le plan et écartez-les pour créer un tunnel sous-cutané jusqu'à l'abdomen ventral. Puis, retournez l'animal. Exposez la vessie et replacez-la dans l'abdomen.En revenant à l’incision dorsale, placez une petite pince dans le tunnel sous-cutané. Utilisez vos doigts pour protéger les contenus intra-abdominaux, puis utilisez les extrémités de la pince pour percer la paroi abdominale. Saisissez ensuite l’extrémité lisse du tube évasé avec la pince et tirez-le à travers l’incision dorsale.Ne tirez pas l'extrémité évasée de l'ancrage au-delà de la paroi abdominale avec le tube à travers l'incision. Placez un point de suture en surjet au dôme de la vessie. Laissez une petite pince sur l'extrémité libre du fil de suture afin qu'il ne soit pas accidentellement tiré à travers le point de suture.En outre, ne pas serrer fortement le point de suture. Utiliser maintenant une aiguille EU de calibre 18 pour percer la paroi de la vessie au centre du point de suture en forme de bourse, juste assez pour être intraluminal. Puis introduire la pince fine dans l'ouverture et l'écarter doucement pour élargir le trou.Insérez l'extrémité évasée du cathéter dans le défaut de la vessie jusqu'à ce qu'elle soit intraluminale. Serrez davantage le point de suture en cornet autour du cathéter et faites un nœud. Ensuite, enroulez le bout libre du fil autour du cathéter une fois et faites un nœud.Maintenant, tester la vessie en injectant lentement du sérum physiologique à l’aide du tube. S’il y a un écoulement par l’urètre, aspirer le sérum physiologique afin de décomprimer la vessie. Répéter. Si une fuite est détectée, la réparer par suture, car une fuite urinaire peut entraîner la mortalité.Fermer l'incision abdominale comme précédemment démontré. Ensuite, procéder à la fermeture de l'incision dorsale. La procédure de fermeture de l'incision dorsale diffère entre les rats et les souris.Pour les rats, utiliser des ciseaux pour couper le tube du cathéter au niveau de la peau. Ensuite, insérer une aiguille 22G à extrémité émoussée dans le tube. Utiliser des points de suture continus pour fermer la peau par-dessus le tube, en laissant le boîtier de l'aiguille en protrusion.Placez maintenant un bouchon de ligne intraveineuse sur l'aiguille émoussée et fixez l'extrémité du cathéter à la peau. Ensuite, nettoyez l'incision et laissez l'animal se rétablir dans un environnement chaud. Chez les souris, le cathéter doit être fixé de la manière suivante : laissez le cathéter long et obstruez son extrémité en la faisant fondre à l'aide d'une flamme.Enroulez l'extrémité du tube et laissez-la dans la poche sous-cutanée sur le dos de l'animal. Fermez la peau au-dessus du tube en effectuant une suture continue en surjet. Avant l'analyse cytrique, prévoyez un temps de récupération postopératoire d'au moins cinq à sept jours, tant pour les rats que pour les souris.Après la récupération le jour de la cytométrie. Chez la souris, il est nécessaire d'abord d'ouvrir l'incision dorsale sous anesthésie et d'extraire le tube enroulé du logement sous-cutané. Après avoir retiré le tube, refermer cette incision et attendre que la souris se réveille complètement de l'anesthésie avant de commencer la cytométrie en plaçant les animaux dans des cages métaboliques suspendues au-dessus de balances.Accédez maintenant aux cathéters sus-pubien à l’aide d’une aiguille de 27 gauge reliée, via un tube en T, au transducteur de pression et à la pompe d’infusion. Commencez l’infusion de sérum physiologique. Attendez que l’enregistrement du schéma de miction se stabilise.Au cours des 10 à 20 minutes suivantes, la pression vésicale augmente d'abord, puis est suivie d'une miction. Ensuite, enregistrez les cycles de miction pendant 15 à 120 minutes, ou au moins trois ou quatre cycles mictionnels au cours de la procédure. Surveillez les pliures du cathéter et autres complications.Les enregistrements urodynamiques peuvent ensuite être analysés pour déterminer des paramètres tels que les volumes évacués, la compliance, les pressions maximales de vidange lors de la contraction, l'intervalle, la durée du cycle mictionnel et les volumes résiduels post-mictionnels. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment augmenter la vessie à l’aide de tout biomatériau. Vous saurez également comment évaluer la fonction de la vessie de tout rongeur à l’aide de la cystométrie chez un animal conscient non contraint.

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