Name: Injection mur souris vessie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-07-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 48 s
Description: Apprenez une technique microchirurgicale pour injecter des cellules dans la paroi vésicale murine afin d'étudier les cellules souches et la biologie du cancer. Cette méthode permet un placement cellulaire précis et ciblé.

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Nous tenons à souligner l&#39;appui d&#39;une subvention de projet pilote du Fonds de recherche de Stanford pédiatrique et K08DK087895-01 du NIDDK.

1. Injection mur souris vessie Choix de la souche de souris, l'âge et le sexe est dicté par les besoins expérimentaux. Nous utilisons des souris entre 8 et 12 semaines d'âge, puisque c'est une fenêtre de maturité immunologique avant la sénescence. En règle générale, les souris doivent arriver au moins une semaine avant la manipulation expérimentale, afin d'éviter le stress induit par des facteurs confondants. <ol><li> Nettoyer la surface de la table de chirurgie avec du savon et l'eau. </li><li> Essuyez la surface de la table chirurgicale avec Swipes Cide ou des lingettes antiseptiques. </li><li> Autoclave nettoyer les instruments chirurgicaux avant de l'utiliser en chirurgie. </li><li> En outre, les stériliser les instruments chirurgicaux avec stérilisateur à billes chaudes immédiatement avant l'utilisation, ainsi qu'entre les animaux pendant la chirurgie. </li><li> Nettoyez 100 uL seringues Hamilton et 29 ou de calibre 30 (1 / 2 pouce de long) d'aiguilles par aspiration et l'injection répétée d'alcool absolu avant la première utilisation et à la fin de la procédure chirurgicale définitive. </li><li> Lavez et rincez les seringues stérilisées Hamilton avec un tampon phosphate salin entre chaque animal. </li><li> Anesthetize souris en les plaçant dans une chambre d'induction isoflurane, avec l'ensemble isoflurane entre 2-5%. </li><li> Une fois l'anesthésie générale est atteint, retirez la souris de la chambre et le placer dans la position couchée avec un tampon chaud en dessous pour aider à maintenir la température normale du corps. </li><li> Réaliser une anesthésie de maintenance en plaçant le museau de l'animal dans une buse contenant vaporisent l'isoflurane (titré à partir de 1-3% comme nécessaire pour maintenir une anesthésie appropriée). </li><li> Raser la peau de l'abdomen avec une tondeuse. </li><li> Utilisez un jetable, drapé chirurgical stérile pour couvrir l'anus pour empêcher la contamination fécale pendant la chirurgie. </li><li> Utilisez un deuxième jetables, drapé chirurgical stérile pour couvrir le champ opératoire (abdomen inférieur). </li><li> Préparation de l'abdomen avec trois morceaux de gaze imbibée de Bétadine. Répétez cette étape trois fois. </li><li> En utilisant un microscope à dissection pour l'agrandissement, faire une incision médiane inférieure abdominale avec des ciseaux. </li><li> Exposer la vessie. </li><li> Si la vessie est pleine, le décompresser partiellement par une pression douce à la baisse de la coupole. </li><li> Injecter la solution échantillon (jusqu'à 50 pi), en utilisant une aiguille de calibre 29 ou 30 et une seringue, dans la paroi de la vessie de la coupole (injection intra-muros) avec le biseau de l'aiguille vers le haut. </li><li> Poussez le piston de la seringue pour injecter la solution d'échantillon dans la paroi vésicale. Une bulle bien localisée est une indication de l'injection réussie des cellules dans la paroi vésicale. </li><li> Retirez la seringue, à proximité de l'incision avec des pinces de la plaie et permettent de récupérer la souris sur un pad réchauffement. </li></ol> 2. Les résultats représentatifs: Une bulle bien localisées qui ne fluide fuite et reste stable dans la taille est une indication de l'injection réussie des cellules dans la paroi vésicale (figure 1). L'analyse histologique peut être effectuée pour confirmer la présence des cellules injectées dans la paroi de la vessie. <img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig1.jpg" alt="Figure 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 1"> Figure 1. Exemple d'injection vésicale mur de succès en utilisant l'encre de Chine pour l'illustration. <img src="/files/ftp_upload/2523/2523fig2.jpg" alt="Figure 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figure 2"> Figure 2. Schéma des procédures expérimentales.

<ol><li>Dinney, C. P., Fishbeck, R., Singh, R. K., Eve, B., Pathak, S., Brown, N., Xie, B., Fan, D., Bucana, C., Fidler, I. J., Killion, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+Characterization+of+Metastatic+Variants+from+Human+Transitional+Cell+Carcinoma+Passaged+by+Orthotopic+Implantation+in+Athymic+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Urology%22%5BJournal%5D)">Isolation and Characterization of Metastatic Variants from Human Transitional Cell Carcinoma Passaged by Orthotopic Implantation in Athymic Nude Mice.</a> The Journal of Urology. 154, 1532-1538 (1995).</li>
<li>Singh, A. V., Franke, A. A., Blackburn, G. L., Zhou, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soy+Phytochemicals+Prevent+Orthotopic+Growth+and+Metastasis+of+Bladder+Cancer+in+Mice+by+Alterations+of+Cancer+Cell+Proliferation+and+Apoptosis+and+Tumor+Angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Soy Phytochemicals Prevent Orthotopic Growth and Metastasis of Bladder Cancer in Mice by Alterations of Cancer Cell Proliferation and Apoptosis and Tumor Angiogenesis.</a> Cancer Res. 66, 1851-1858 (2006).</li>
<li>Yanagiuchi, A., Miyake, H., Nomi, M., Takenaka, A., Fujisawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+Microenvironment+by+Growth+Factors+Regulates+the+In+Vivo+Growth+of+Skeletal+Myoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Modulation of the Microenvironment by Growth Factors Regulates the In Vivo Growth of Skeletal Myoblasts.</a> BJU International. 103, 1569-1573 (2009).</li>
<li>Miyake, H., Hara, I., Yamanaka, K., Gohji, K., Arakawa, S., Kamidono, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+Bcl-2+Enhances+Metastatic+Potential+of+Human+Bladder+Cancer+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Overexpression of Bcl-2 Enhances Metastatic Potential of Human Bladder Cancer Cells.</a> British Journal of Cancer. 79, 1651-1656 (1999).</li>
<li>Chancellor, M. B., Yokoyama, T., Tirney, S., Mattes, C. E., Ozawa, H., Yoshimura, N., Groat, W. C. de, Huard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+Results+of+Myoblast+Injection+into+the+Urethra+and+Bladder+Wall%3A+a+Possible+method+for+the+Treatment+of+Stress+Urinary+Incontinence+and+Impaired+Detrusor+Contractility%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Preliminary Results of Myoblast Injection into the Urethra and Bladder Wall: a Possible method for the Treatment of Stress Urinary Incontinence and Impaired Detrusor Contractility.</a> Neurourol Urodyn. 19, 279-287 (2000).</li>
<li>Dinney, C. P., Tanguay, S., Bucana, C. D., Eve, B. Y., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravesical+Liposomal+Muramyl+Tripeptide+Phosphatidylethanolamine+Treatment+of+Human+Bladder+Carcinoma+Growing+in+Nude+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Interferon+Cytokine+Res%22%5BJournal%5D)">Intravesical Liposomal Muramyl Tripeptide Phosphatidylethanolamine Treatment of Human Bladder Carcinoma Growing in Nude Mice.</a> J Interferon Cytokine Res. 15, 585-592 (1995).</li>
<li>Mohamedali, K. A., Kedary, D., Sweeney, P., Kamaty, A., Davisy, D. W., Evey, B. Y., Huangy, S., Thorpez, P. E., Dinney, C. P., Rosenblum, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Vascular-targeting+Fusion+toxin+VEGF121%2FrGel+Inhibits+the+Growth+of+Orthotopic+Human+Bladder+Carcinoma+Tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Neoplasia%22%5BJournal%5D)">The Vascular-targeting Fusion toxin VEGF121/rGel Inhibits the Growth of Orthotopic Human Bladder Carcinoma Tumors.</a> Neoplasia. 7, 912-920 (2005).</li>
<li>Slaton, J. W., Perrotte, P., Inoue, K., Dinney, C. P., Fidler, I. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interferon-%CE%B1-mediated+Down-Regulation+of+Angiogenesis-related+Genes+and+Therapy+of+Bladder+Cancer+Are+Dependent+on+Optimization+of+Biological+Dose+and+Schedule%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Interferon-α-mediated Down-Regulation of Angiogenesis-related Genes and Therapy of Bladder Cancer Are Dependent on Optimization of Biological Dose and Schedule.</a> Clinical Cancer Research. 5, 2726-2734 (1999).</li>
<li>Yokoyama, T., Huard, J., Pruchnic, R., Yoshimura, N., Qu, Z., Cao, B., De Groat, W. C., Kumon, H., Chancellor, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Muscle-Derived+Cell+Transplantation+and+Differentiation+into+Lower+Urinary+Tract+Smooth+Muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Muscle-Derived Cell Transplantation and Differentiation into Lower Urinary Tract Smooth Muscle.</a> Urology. 57, 826-831 (2001).</li>
<li>Chan, E., Patel, A., Heston, W., Larchian, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Orthotopic+Models+for+Bladder+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">Mouse Orthotopic Models for Bladder Cancer Research.</a> BJU International. 104, 1286-1291 (1988).</li>
<li>Russell, P. J., Jelbart, M., Wills, E., Singh, S., Wass, J., Witherspoon, J., Raghavan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+and+characterization+of+a+new+human+bladder+cancer+cell+line+showing+features+of+squamous+and+glandular+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Establishment and characterization of a new human bladder cancer cell line showing features of squamous and glandular differentiation.</a> Int. J. Cancer. 41, 74-74 (1988).</li>
<li>Ahlering, T. E., Dubeau, L., Jones, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+in+vivo+model+to+study+invasion+and+metastasis+of+human+bladder+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">A new in vivo model to study invasion and metastasis of human bladder carcinoma.</a> Cancer Res. 41, 6660-6660 (1987).</li>
<li>Heaney, J. A., Omellas, E. P., Daly, J. J., Lin, J. C., Rout, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+growth+of+human+bladder+cancer+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22Invest.+Urol%22%5BJournal%5D)">In vivo growth of human bladder cancer cell lines.</a> Invest. Urol. 15, 380-380 (1978).</li>
<li>Hadaschik, B., Black, P., Sea, J., Metwalli, A., Fazli, L., Dinney, C., Gleave, M., So, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+validated+mouse+model+for+orthotopic+bladder+cancer+using+transurethral+tumor+inoculation+and+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22BJU+International%22%5BJournal%5D)">A validated mouse model for orthotopic bladder cancer using transurethral tumor inoculation and bioluminescence imaging.</a> BJU International. 100, 1377-1384 (2007).</li>
</ol>

Injection de la vessie mur de la souris permet l&#39;implantation de cellules spécifiques dans des domaines précis de la paroi vésicale. Cette technique a des applications large pour les modèles murins de cancer de la vessie, le muscle lisse, et la biologie des cellules souches. Par définition, l&#39;injection mur de souris vessie facilite l&#39;introduction du cancer de la vessie ou de cellules souches dans un endroit orthotopique de sorte que leur croissance et leur différenciation peut être étudiée dans un contexte p...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nom du réactif </td><td> Société </td><td> Numéro de catalogue </td></tr><tr><td> L&#39;isoflurane (Aerrane) </td><td> Baxter </td><td> NDC 10019-773-60 </td></tr><tr><td> 29 ou 30 aiguilles de calibre </td><td> Hamilton </td><td> 7803-06 7803-07 ou </td></tr><tr><td> Seringue de 100 microlitre </td><td> Hamilton </td><td> 7656-01 </td></tr></tbody></table>

injection mur souris vessie

Mouse Bladder Wall Injection

Injection de mur souris vessie est une technique utile pour étudier les phénomènes orthotopique vessie, y compris les cellules souches, le muscle lisse, et la biologie du cancer. Avant de commencer les injections, la zone chirurgicale doit être nettoyé avec du savon et de l&#39;eau et une solution antiseptique. Équipements chirurgicaux doivent être stérilisés avant leur utilisation et entre chaque animal. Chaque souris est placée sous anesthésie à l&#39;isoflurane inhalées (2-5% pour l&#39;induction, de 1-3% pour l&#39;entretien) et sa vessie exposée par une incision abdominale médiane avec des ciseaux. Si la vessie est pleine, elle est partiellement décompressées par serrant doucement entre deux doigts. La suspension de cellules d&#39;intérêt est intra-muros injectée dans la paroi du dôme de la vessie à l&#39;aide d&#39;une aiguille de calibre 29 ou 30 et 1 cc ou moins seringue. La plaie est ensuite fermée à l&#39;aide des clips de la plaie et la souris a permis de récupérer sur un pad réchauffement. Injection de paroi de la vessie est une technique de microchirurgie délicate qui peut être maîtrisé avec la pratique.

Injection de mur souris vessie est une approche utile pour l&#39;étude des cellules souches orthotopique de la vessie et la biologie du cancer. Cette méthode microchirurgicale délicates peuvent être maîtrisées avec une technique minutieuse et pratique.

Injection mur souris vessie

L'injection dans la paroi de la vessie de souris est une technique utile pour étudier de manière orthotopique les phénomènes vésicaux, notamment la biologie des cellules souches, des muscles lisses et du cancer.

L'objectif général de cette procédure est d'introduire des cellules dans des zones définies de la paroi vésicale. Cela est réalisé en pratiquant d'abord une incision abdominale afin d'exposer la vessie. L'étape suivante de la procédure consiste à insérer le biseau de l'aiguille de manière intramuraire.La dernière étape de la procédure consiste à pousser le piston de la seringue afin d'injecter les cellules d'intérêt dans la paroi de la vessie. Un implantation réussie des cellules se manifeste par un bleb bien localisé, sans fuite de liquide et stable en taille. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes existantes, comme l'inoculation transurétrale de souris avec des cellules, est qu'elle permet de diriger l'endroit où les cellules s'implanteront au sein de la vessie.La démonstration visuelle du muscle li est essentielle, car les techniques d'injection sont difficiles à apprendre. Connaître l'angle correct et la position d'entrée de l'aiguille dans la vessie est essentiel pour la réussite de la technique. Sélectionnez l'âge, le sexe et la souche des souris en fonction des besoins de l'expérience ici.Des souris âgées de 8 à 12 semaines sont utilisées. Commencez par nettoyer la surface de la table chirurgicale avec du savon et de l'eau. Ensuite, essuyez la surface de la table chirurgicale avec des lingettes désinfectantes ou antiseptiques. Les instruments chirurgicaux doivent être stérilisés dans un autoclave avant la chirurgie.Essuyez les instruments avec de l’éthanol à 70 % juste avant utilisation et réstérilisez-les à l’aide d’un stérilisateur à billes chauffées entre chaque intervention chirurgicale. Nettoyez une seringue Hamilton de 100 microlitres fixée à une aiguille de calibre 30 en aspirant à plusieurs reprises de l’alcool absolu, puis du tampon salin phosphate stérilisé. Placez un animal anesthésié en position dorsale sur un tapis chauffant afin de maintenir sa température corporelle normale.Assurez un niveau suffisant d'anesthésie en plaçant le museau de l'animal dans une buse contenant de l'isoflurane vaporisé. Ensuite, rase les poils de la peau abdominale à l’aide d’un tondeur. Utilise un champ opératoire stérile jetable pour couvrir l’anus afin de prévenir la contamination fécale pendant l’intervention chirurgicale.Placer une deuxième serviette chirurgicale sur l'abdomen inférieur et exposer un champ opératoire. Stériliser le site chirurgical par des applications répétées de Bétadine et d'alcool en utilisant un microscope stéréoscopique pour la magnification. Pratiquer une incision abdominale médiane inférieure avec des ciseaux.Appliquez une pression douce sur l'abdomen pour exposer la vessie. Étant donné que la vessie est généralement partiellement ou complètement pleine, la pression exercée sur l'abdomen repoussera préférentiellement les autres organes et permettra à la vessie d'émerger par l'incision. Si la vessie est pleine, appliquez une pression douce vers le bas au niveau du dôme afin de la décompresser partiellement.Remplir la seringue stérile Hamilton avec 50 microlitres de la solution échantillon. Insérer l'extrémité de l'aiguille avec le biseau vers le haut dans la paroi de la vessie et injecter la solution échantillon. Une injection réussie est indiquée par un bleb bien localisé qui ne fuit pas de liquide et conserve une taille stable.Après l'injection, fermer l'incision à l’aide de clips de plaie. Laisser le sujet se rétablir sur un coussin chauffant. Ce protocole peut être réalisé en 10 à 15 minutes s’il est effectué correctement.La réussite peut être confirmée par une analyse histologique de la vessie à des points temporels consécutifs après l'injection.

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