Name: Haute résolution spatio-temporelle danalyse de la dynamique des récepteurs par simple molécule microscopie de fluorescence (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 13 s
Description: Découvrez la microscopie de fluorescence à réflexion totale interne pour visualiser et suivre des récepteurs uniques à la surface des cellules vivantes. Cette méthode permet d'analyser la mobilité, la taille des complexes et les interactions transitoires des récepteurs membranaires.

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Le développement de ce protocole a été soutenu par des subventions du Conseil européen de la recherche (Advanced Grant TOPAS à M.J.L.) et de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (subventions CA 1014/1-1 à D.C. et SFB487 à M.J.L.). T.S. a été soutenu par la Fondation Alexander von Humboldt.

1. Préparation de l'échantillon <ol><li> Nettoyage lamelle REMARQUE: Travailler sous une hotte. <ol><li> Utiliser des pinces propres à placer des lamelles de verre (diamètre 24 mm) dans un support de lamelle qui sépare les lamelles individuelles. </li><li> Placer le support à lamelles dans un bécher, et ajouter le chloroforme jusqu'à ce que les lamelles sont couverts. Recouvrir de papier d'aluminium pour réduire l'évaporation et de traitement par ultrasons dans un bain sonique pendant 1 heure à température ambiante. Retirez le support de la lamelle sur le bécher et laisser les lamelles sec. </li><li> Répétez l'étape 1.1.2 avec une solution de NaOH 5M au lieu de chloroforme. </li><li> Retirez le support de la lamelle dans un nouveau récipient et laver trois fois avec de l'eau distillée. Mettre lamelles nettoyées dans une plaque de culture de cellules en verre rempli d'éthanol à 100%. </li></ol></li><li> Préparation d'échantillons d'étalonnage <ol><li> Dissoudre colorant fluorescent dans un solvant approprié. </li><li> Préparer une dilution en série de 1:10 le colorant fluorescent allantà partir de 13 heures à 1 nM dans stérilisé par filtration (0,22 um) de l'eau. </li><li> Prenez lamelles nettoyées stockées dans 100% d'éthanol et laver avec de l'eau stérilisée par filtration. Coin 20 ul de chaque dilution de colorant fluorescent sur une lamelle couvre-objet nettoyé séparément. Laissez sécher les lamelles sous une hotte stérile. Protéger les lamelles de la lumière et de la poussière jusqu'à utilisation. Utiliser ces échantillons pour estimer l'intensité de molécules fluorescentes à simple (voir l'étape 3). </li></ol></li><li> Transfection <ol><li> Culture de cellules CHO dans du milieu Eagle modifié 1:01 / mélange nutritif de Dulbecco F-12 (DMEM/F12) additionné de 10% de sérum bovin fœtal (FBS), 100 U / ml de pénicilline et 100 pg / ml de streptomycine à 37 ° C, dans . 5% de CO 2 NOTE: Utiliser les médias libres phénol rouge tout au long de l'expérience afin de minimiser autofluorescence. </li><li> Prenez lamelles nettoyées de la solution d'éthanol à 100%, les laver avec une solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS), et placer une lamelle dans chaque puits d'une culture pl 6 cellules de bienmangé. </li><li> Trypsiniser, et compter des cellules CHO de la graine à une densité de 3 x 10 5 cellules / puits dans la plaque de culture cellulaire à 6 puits contenant des lamelles couvre-objet. Laisser les cellules se développent dans un incubateur (37 ° C, 5% CO2) pendant 24 heures afin de parvenir à env. 80% de confluence, ce qui est de la densité cellulaire optimale pour la transfection. </li><li> Pour chaque puits, diluer 2 pg de l'ADN de plasmide désiré (par ex., SNAP-marqué récepteur β 2-adrénergique), et 6 ul de Lipofectamine 2000 dans deux tubes séparés contenant 500 ul de milieu OptiMem. Incuber à température ambiante pendant 5 min. </li><li> Combiner les solutions de l'étape 1.3.4 dans un tube et mélanger pour obtenir un mélange de transfection. Faire incuber le mélange de transfection à température ambiante pendant 20 min. </li><li> Au cours de l'incubation (1.3.5), prendre les cellules CHO et laver deux fois avec préchauffé (37 ° C) PBS. Remplacer PBS avec 1 ml / puits de milieu de phénol DMEM/F12 dépourvu de rouge de supplémenté avec 10% de FBS, mais sans antibiotiques. </li><li> Ajouter l'ensemble transfectmélange d'ions (1 ml) de l'étape 1.3.5 goutte à goutte à chaque puits, et doucement basculer la plaque arrière pour assurer un mélange complet. </li><li> Incuber pendant 2 à 4 heures à 37 ° C, sous 5% de CO 2 et de passer immédiatement après à l'étape suivante. REMARQUE: Ces conditions de transfection ont été optimisés pour obtenir des densités des récepteurs &lt;0,45 particule / um 2, qui sont adaptés pour une seule Imagerie molécule. Ajustements pourraient être nécessaires lors de l'utilisation de cellules différentes, des constructions ou des réactifs. </li></ol></li><li> l'étiquetage de protéines <ol><li> Diluer 1 ul de fluorophore-BG solution stock dans 1 ml de milieu DMEM/F12 supplémenté avec 10% de FBS pour obtenir une concentration finale de 1 uM. Prenez les cellules transfectées de l'incubateur et laver deux fois avec préchauffé (37 ° C) PBS. Remplacer PBS avec 1 ml de solution fluorophore BG-1 uM et incuber pendant 20 min à 37 ° C 5% de CO2 dans un incubateur. </li><li> Après l'incubation, laver les cellules de troisfois avec du milieu DMEM/F12 additionné de 10% de FBS, à chaque fois suivies de 5 minutes d'incubation à 37 ° C. Prenez une lamelle (avec cellules marquées) avec des pincettes et le placer dans une chambre de l'imagerie. </li><li> Laver deux fois avec 300 tampon d'imagerie ul. Ajouter 300 pi de tampon d'imagerie frais et procéder immédiatement à l'imagerie (Partie 2). </li></ol></li></ol> 2. L'acquisition d'images REMARQUE: Utilisez une réflexion interne totale fluorescence (FRBR) de microscope, équipé d'un objectif à immersion d'huile à grande ouverture numérique (par exemple, ouverture numérique magnification/1.46 100X.), Lasers appropriés (par exemple, 405 nm, 488 nm, 561 nm et 645 lasers à diode nm), un dispositif à couplage de charge de multiplication d'électrons (EMCCD) de la caméra, un incubateur et un contrôle de la température de visualiser des molécules fluorescentes simples. <ol><li> Réglez les paramètres du microscope souhaités, soit., Ligne de laser, l'angle de la FRBR (ce paramètre contrôle la pénétrationprofondeur tion du champ évanescent), temps d'exposition, le taux et le nombre d'images par film de 10 châssis. Gardez l'appareil de chauffage / incubateur et contrôle de la température toujours à éviter les dérives de température et l'humidité de condensation. </li><li> Mettre une goutte d'huile d'immersion sur l'objectif du microscope 100X. Placer la chambre de formation d'image avec les cellules marquées sur le porte-échantillon du microscope, et d'amener les cellules à se concentrer en utilisant un éclairage en fond clair. </li><li> Passez à l'éclairage de la FRBR. Maintenir la puissance aussi faible que possible pour permettre au laser de chercher la cellule souhaitée, mais en même temps de minimiser photoblanchiment. </li><li> Sélectionnez la cellule désirée et bien la mise au point. Régler la puissance du laser à un niveau qui permet la visualisation des fluorophores uniques. Acquérir une séquence d'images et enregistrer le fichier brut de séquence d'image. Tiff. </li></ol> 3. Calibration (fluorophores simples sur monomères / Contrôle de récepteurs dimères verre et) <ol><li> Assemblez chaque sampl d'étalonnagee préparé comme décrit en 1.2 dans la chambre d'imagerie. Placez chaque échantillon sur le microscope et choisir l'échantillon contenant des taches de diffraction limitée bien séparées l'eau de Javel en une seule étape. REMARQUE: Ces points représentent des molécules simples de colorant fluorescent. </li><li> Acquérir FRBR séquences d'images comme décrit à l'étape 2. Important: les mêmes paramètres d'imagerie doivent être utilisés pour toutes les expériences, y compris ceux pour le calibrage. </li><li> Effectuer la détection et l'analyse de suivi tel que décrit dans 4.1 au 4.2. Extraire l'intensité de chaque particule comme décrit dans 4.2.6. A partir de ces données, calculer la moyenne (μ) et l'écart type (σ) de l'intensité des fluorophores uniques. </li><li> Facultatif: effectuer la même analyse sur les cellules transfectées avec un récepteur de surface cellulaire monomère (. Par exemple, CD86), N-terminale étiqueté avec un ou deux exemplaires de SNAP 10 et étiqueté avec le dérivé fluorophore BG. Follow la procédure décrite ci-dessus pour le fluorophore unique sur le verre. Estimer l'efficacité de marquage tel que décrit dans Calebiro, D. et al. Dix </li></ol> 4. Analyse de l'image <ol><li> préparation de la séquence de l'image <ol><li> Utilisez un logiciel de traitement d'image (par exemple., ImageJ) à recadrer les images. </li><li> Enregistrer des images individuelles séparées. Des images TIFF dans un nouveau dossier, en indiquant sur ​​chaque image le numéro de châssis. </li><li> Mesurer l'aire de surface de la cellule en établissant une région d'intérêt (ROI) le long du contour d'une cellule et en utilisant l'outil de mesure dans ImageJ ou un outil similaire dans un autre logiciel. Utiliser cette valeur pour calculer la densité des particules en divisant le nombre total de particules au début du film de la zone de surface de la cellule. </li></ol></li><li> détection de particules et de suivi REMARQUE: Utilisez un logiciel non commercial tel que u-piste 13, travaillant dans Matlabenvironnement, de détecter automatiquement et de suivre les particules de récepteurs simples. NOTE: L'algorithme u-piste est basée sur l'approche de suivi multi-hypothèse. Cette approche relie les particules entre les images par la construction des matrices de coûts, où les probabilités individuelles qu'une particule donnée dans un cadre correspond à une particule donnée dans la trame suivante, apparaît, disparaît ou se confond / divise avec / par les autres particules sont affectés. La solution qui minimise les coûts à l'échelle mondiale, à savoir., L'une avec la plus grande probabilité, est finalement sélectionné. Cela permet également de suivre une particule disparaître temporairement, un phénomène typique causé par fluorophore clignotant. La dernière version de u-piste (2.1.0) a des interfaces utilisateurs graphiques qui facilitent l'exécution de ces analyses. <ol><li> De l'invite de commande Matlab, tapez "movieSelectorGUI" pour ouvrir l'interface de sélection de film. Suivez les instructions pour créer unnouvelle base de données de film à partir des images enregistrées précédemment distincts (voir 4.1.2). </li><li> Fournir la taille de pixel en nm, l'intervalle de temps en secondes, ouverture numérique, la résolution de la caméra et la longueur d'onde d'émission du fluorophore, nécessaire pour la détection et le suivi des particules. Enregistrer la base de données de film. </li><li> Dans l'interface de sélection de films, lancer l'analyse, le choix "simples particules" comme type d'objets. Une nouvelle fenêtre apparaît où les paramètres utilisés pour la détection de particules et le suivi peuvent être définis. Commencer avec les paramètres par défaut. Plus tard, ajuster ces paramètres si la qualité de la détection et / ou de suivi n'est pas satisfaisante (par exemple, certaines particules ne sont pas détectés ou titres sont fragmentés) en option:. Dans les paramètres de suivi, consultez "le suivi des résultats à l'exportation au format matrice" pour stocker les coordonnées et les amplitudes de toutes les particules dans une matrice unique (domaine dit "trackedFeaturedInfo»). Pour une description détaillée de ces paramètres, reportez-vous à la documentation u-piste. </li><li> Exécuter l'algorithme de détection. Cet algorithme déterminer automatiquement l'emplacement et de l'intensité au-dessus de fond de chaque point à diffraction limitée (, complexes ie. Récepteurs uniques / récepteurs) de montage d'une fonction gaussienne bidimensionnelle avec un écart type égal à la fonction d'étalement de point du microscope autour des maxima d'intensité locale . Ensuite, exécutez l'algorithme de suivi. Stocker les résultats des analyses dans un fichier de tapis.. </li><li> Utilisez la routine "movieViewer", contenue dans le paquet u-piste, ou la coutume ceux semblables à visualiser les pistes et de vérifier la qualité de la détection et de suivi. </li><li> Ouvrez le fichier de tapis. Pour voir la position et l'amplitude (c'est à dire., Intensité) des particules suivis à chaque trame. Les données générées à l'étape 4.2.4 sont contenues dans le domaine de l'ar tracksCoordAmpCG tracksFinalrayon et / ou dans trackedFeaturedInfo. A partir du nombre total de particules détectées calculer la densité des particules en divisant cette valeur par la surface de la cellule mesurée à 4.1.3. </li><li> Facultatif: Utilisez coordonne la particule au cours du temps (voir 4.2.6) pour analyser le mouvement des particules de récepteurs. Calculer les déplacements moyennes carrés (TMS) et les coefficients de diffusion (D) à l'aide de Matlab ou un logiciel similaire. Pour chaque particule, et chaque intervalle de temps (Δ t) considéré, de calculer le déplacement quadratique moyen (MSD) à l'aide de la formule suivante: <img align="middle" alt="Equation 1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51784/51784eq1.jpg"> où Δ t est l'intervalle de temps dans des trames, N est le nombre de pas analysés, x et y sont de x et y les coordonnées de la particule à la trame indiquée par l'index. Utilisez le MSD sur des parcelles de temps pour évaluer le type de mouvement d'une particule donnée: relations linéairesindiquer diffusion libre (c'est à dire., mouvement brownien), une courbure positive (., la courbe ressemble à une parabole) suggère le mouvement dirigé, une courbure négative est indicative de mouvement limitée 14. Dans le cas de particules diffusant librement, de calculer le coefficient de diffusion (D) de chacune des particules en ajustant les données de TMS obtenues avec l'équation suivante: <img align="middle" alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/51784/51784eq2.jpg"></li></ol></li><li> Calcul de la taille des particules avec méthode d'ajustement gaussien Remarque: Une fois que la distribution d'intensité d'échantillons d'étalonnage (fluorophores simples sur le verre et / ou des récepteurs monomères marqués par fluorescence), est connu, effectuer un ajustement gaussien mixte sur la distribution des intensités de particules au début d'une séquence d'image pour déterminer la taille des complexes de récepteurs (c.-à-., le nombre de récepteurs par particule) 10. Réaliser ces analyses sous Matlab ou slogiciel es mesures analogues. <ol><li> Calculer l'intensité de chacune des particules en faisant la moyenne de l'intensité de la particule à partir de la première trame de la trame avant le premier changement d'intensité s'est produite (dans la plupart des cas en raison d'une diminution de photoblanchiment). </li><li> De réaliser un ajustement gaussien mixte selon l'équation suivante: <img align="middle" alt="Equation 3" fo:content-width="3in" src="/files/ftp_upload/51784/51784eq3.jpg"> où φ (i) est la fréquence des particules ayant une intensité i, n est le nombre de composants, α n est un paramètre qui contribue à la hauteur de la composante n, μ et σ sont la moyenne et l'écart-type de l'intensité de référence fluorophores simples . (calculé tel que décrit à l'étape 3) NOTE: Déterminer til nombre maximal d'éléments (n max) pour chaque séquence d'image en augmentant progressivement n max jusqu'à ce que l'ajout d'un composant ne produit plus un meilleur ajustement statistique, tel que jugé par un F-test. </li><li> Facultatif: (. Par exemple, les 60 dernières images d'une séquence d'images 400) Effectuer un ajustement gaussien mixte sur la distribution d'intensité obtenu sur les dernières images du film. Remplacer μ et σ avec les valeurs obtenues après cette mise en place, qui fournissent des estimations plus précises de ces paramètres, et répétez l'étape 4.3.2. </li><li> Calculer l'aire sous la courbe (AUC) de chaque composante de l'ajustement gaussien mixte. Calculer l'abondance relative de particules de récepteur de taille différente (par exemple, un monomère, dimère, trimère, etc) en divisant la valeur AUC de chaque composant par l'AUC de l'ensemble de distribution. </li><li>Facultatif: Utiliser les données de différentes cellules et les densités de particules correspondantes (calculées comme décrit au point 4.2.6) pour générer des parcelles où la distribution des particules de taille différente est corrélée avec la densité de particules 10. </li></ol></li><li> Calcul de la taille des particules du corps avec l'étape procédé REMARQUE: Utiliser une analyse montage étape comme une méthode alternative pour déterminer la taille de complexes de récepteurs 10. La base de cette analyse est que la destruction provoquée par la lumière (photo-blanchiment) d'un seul des résultats fluorophores dans sa disparition instantanée - ainsi des particules contenant n fluorophores devraient progressivement l'eau de Javel produire un profil d'intensité à n étapes. <ol><li> Extrait profils d'intensité de chaque particule à partir du fichier de tapis. Généré par u-piste ou un logiciel de détection / suivi similaire (voir 4.2.6). </li><li> Utiliser un algorithme d'ajustement étape, tel que celui présentédans la réf. 10, pour compter le nombre d'étapes de blanchiment pour chaque particule. </li><li> En option: utiliser les résultats pour générer des distributions montrant l'abondance relative des particules de récepteurs de différentes tailles et les mettre en corrélation avec la densité de particules comme décrit précédemment pour les résultats de l'ajustement gaussien mixte (voir 4.3). </li></ol></li></ol>

<ol><li>Pierce, K. L., Premont, R. T., Lefkowitz, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seven-transmembrane+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Seven-transmembrane receptors.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 3, 639-650 (2002).</li>
<li>Angers, S., Salahpour, A., Bouvier, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dimerization%3A+an+emerging+concept+for+G+protein-coupled+receptor+ontogeny+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Pharmacol+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Dimerization: an emerging concept for G protein-coupled receptor ontogeny and function.</a> Annu Rev Pharmacol Toxicol. 42, 409-435 (2002).</li>
<li>Ferré, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+a+new+conceptual+framework+for+receptor+heteromers%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">Building a new conceptual framework for receptor heteromers.</a> Nat Chem Biol. 5, 131-134 (2009).</li>
<li>Milligan, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((protein-coupled+receptor+hetero-dimerization%3A+contribution+to+pharmacology+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">protein-coupled receptor hetero-dimerization: contribution to pharmacology and function.</a> Br J Pharmacol. 158, 5-14 (2009).</li>
<li>Lohse, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dimerization+in+GPCR+mobility+and+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Dimerization in GPCR mobility and signaling.</a> Curr Opin Pharmacol. 10, 53-58 (2010).</li>
<li>Ulbrich, M. H., Isacoff, E. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subunit+counting+in+membrane-bound+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Subunit counting in membrane-bound proteins.</a> Nat Methods. 4, 319-321 (2007).</li>
<li>Triller, A., Choquet, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+concepts+in+synaptic+biology+derived+from+single-molecule+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">New concepts in synaptic biology derived from single-molecule imaging.</a> Neuron. 59, 359-374 (2008).</li>
<li>Hern, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+and+dissociation+of+M1+muscarinic+receptor+dimers+seen+by+total+internal+reflection+fluorescence+imaging+of+single+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Formation and dissociation of M1 muscarinic receptor dimers seen by total internal reflection fluorescence imaging of single molecules.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107, 2693-2698 (2010).</li>
<li>Kasai, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Full+characterization+of+GPCR+monomer-dimer+dynamic+equilibrium+by+single+molecule+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Full characterization of GPCR monomer-dimer dynamic equilibrium by single molecule imaging.</a> J Cell Biol. 192, 463-480 (2011).</li>
<li>Calebiro, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-molecule+analysis+of+fluorescently+labeled+G-protein-coupled+receptors+reveals+complexes+with+distinct+dynamics+and+organization%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Single-molecule analysis of fluorescently labeled G-protein-coupled receptors reveals complexes with distinct dynamics and organization.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110, 743-748 (2013).</li>
<li>Keppler, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+general+method+for+the+covalent+labeling+of+fusion+proteins+with+small+molecules+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">A general method for the covalent labeling of fusion proteins with small molecules in vivo.</a> Nat Biotechnol. 21, 86-89 (2003).</li>
<li>Gautier, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+engineered+protein+tag+for+multiprotein+labeling+in+living+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">An engineered protein tag for multiprotein labeling in living cells.</a> Chem Biol. 15, 128-136 (2008).</li>
<li>Jaqaman, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+single-particle+tracking+in+live-cell+time-lapse+sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Robust single-particle tracking in live-cell time-lapse sequences.</a> Nat Methods. 5, 695-702 (2008).</li>
<li>Saxton, M. J., Jacobson, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-particle+tracking%3A+applications+to+membrane+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biophys+Biomol+Struct%22%5BJournal%5D)">Single-particle tracking: applications to membrane dynamics.</a> Annu Rev Biophys Biomol Struct. 26, 373-399 (1997).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Le protocole décrit permet l&#39;analyse de l&#39;agencement spatial, la mobilité et la taille des complexes de récepteurs de surface cellulaire au niveau d&#39;une seule molécule. Par rapport à l&#39;utilisation de protéines fluorescentes, le marquage avec de petites fluorophores organiques, qui sont plus lumineux et plus photostable, a l&#39;avantage de permettre une visualisation étendue de particules de récepteurs individuels. Etant donné que les niveaux d&#39;expression obtenus sont extrêmement faibles (&lt;0,45 pa...

Des récepteurs situés à la surface des cellules détectent l&#39;environnement extracellulaire et de répondre à une variété de stimuli, tels que des agents odorants, des ions, des neurotransmetteurs petites et de grandes hormones protéiques. La nature du fluide des membranes cellulaires permet des mouvements de récepteurs et d&#39;autres protéines membranaires. Ceci est essentiel pour la formation de complexes de protéines et la survenue d&#39;interactions protéine-protéine transitoires, telles que celles utilisées par les récepteurs de s&#39;assembler en des unités fonctionnelles et la transduction de signaux à l&#39;intérieur de la cellule. Par exemple, G-récepteurs couplés aux protéines (RCPG), qui constituent la plus grande famille de récepteurs de surface cellulaire 1, ont été proposées pour former di-/oligomers, ce qui semble être impliquée dans la régulation de fine de la transduction du signal et pourrait avoir des conséquences physiologiques et pharmacologiques importantes 2-5. Microscopie seule molécule a le grand potentiel de visualiser directement avec grande spatiotemprésolution par voie orale le comportement dynamique de récepteurs individuels situés sur la surface de cellules vivantes, y compris leur association pour former des dimères et des complexes moléculaires d&#39;ordre supérieur 10.6. Cette offre plusieurs avantages par rapport aux méthodes biochimiques et de microscopie standard, qui relèvent habituellement le comportement moyen des milliers ou des millions de molécules. étiquetage des protéines avec un fluorophore suffisamment lumineux et photostable est essentiel pour la microscopie de molécule unique. Ce protocole prend avantage de l&#39;étiquette SNAP récemment introduit 11 à fixer de façon covalente les petites et les fluorophores organiques lumineuses à des récepteurs de surface cellulaire. SNAP est une étiquette 20 kD de la protéine dérivée de la réparation de l&#39;ADN enzyme O 6-alkylguanine-ADN alkyltransférase humaine, qui peut être irréversiblement marqué avec un fluorophore conjugué benzylguanine des dérivés (fluorophore-BG). CLIP, un tag en outre conçu dérivé de SNAP, peut être à la place marquée avec un fluorophore cles dérivés de benzylcytosine onjugated 12. Le protocole rapporté dans ce manuscrit explique comment transfecter et étiquette SNAP-étiqueté 11 récepteurs avec des petits fluorophores organiques et l&#39;utilisation totale de fluorescence à réflexion interne (FRBR) de microscopie pour visualiser les récepteurs simples ou complexes de récepteurs à la surface des cellules vivantes 10. Les résultats de protocole signalés dans&gt; 90% d&#39;efficacité de l&#39;étiquetage d&#39;un SNAP-protéine marquée extracellulaire à la surface cellulaire 10. De plus amples informations sur la manière d&#39;utiliser les données d&#39;une seule molécule à analyser la taille et la mobilité des complexes de récepteurs, ainsi que pour capturer des interactions récepteur-récepteur transitoire, il est prévu. Un flux de travail schématique de l&#39;ensemble du protocole est donné dans la figure 1. A titre d&#39;exemple, la transfection de cellules ovariennes de hamster chinois (CHO) avec G-récepteurs couplés aux protéines SNAP-tag (RCPG) suivie par marquage avec un dérivé fluorophore BG que ainsi que son application à QUANTIFy et moniteur récepteur di-/oligomerization sont décrits. Ce protocole peut être étendu à d&#39;autres protéines de surface cellulaire et des marqueurs fluorescents (par exemple., CLIP), ainsi que d&#39;autres méthodes de transfection et d&#39;étiquetage.

<table><tbody><tr><td>Chloroform</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A1585</td><td>ATTENTION : substance toxique et irritante ainsi qu’un possible cancérogène</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045</td><td>ATTENTION : base forte et réactif hautement corrosif</td></tr><tr><td>Éthanol absolu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32205</td><td></td></tr><tr><td>Lamelle de protection en verre&nbsp ;</td><td>Marienfeld-Superior</td><td>111640</td><td>24 mm de diamètre, 0,13-0,16 mm d’épaisseur</td></tr><tr><td>0,2 mm filtre stérile</td><td>Sarstedt</td><td>83.1826.001</td><td></td></tr><tr><td>Cellules</td><td>CHO ATCC, USA</td><td>ATCC CCL-61</td><td>Lignée cellulaire ovarienne de hamster chinois Plaque</td></tr><tr><td>de culture cellulaire à 6 puits</td><td>Nunc</td><td>140675</td><td></td></tr><tr><td>DMEM/F-12 milieu</td><td>GIBCO, Life Technologies</td><td>11039-021</td><td>Milieu sans rouge de phénol</td></tr><tr><td>Sérum fœtal bovin&nbsp ;</td><td>Biochrom</td><td>S 0115</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline - streptomycine&nbsp ;</td><td>Pan Biotech GmbH</td><td>P06-07 100</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA</td><td>Pan Biotech GmbH</td><td>P10-23100</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamine 2000</td><td>Invitrogen, Life Technologies</td><td>11668-019</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM I Sérum Réduit Medium</td><td>Invitrogen, Life Technologies</td><td>31985-047</td><td></td></tr><tr><td>Benzylguanine conjuguée aux fluorophores&nbsp ;</td><td>Nouvelle-Angleterre BioLabs</td><td>S9136S</td><td>SNAP-Surface Alexa Fluor 647. Préparez une solution mère de 1 mM dans du DMSO. Conserver à -20&deg ;C.</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A1584</td><td></td></tr><tr><td>Tampon d’imagerie :</td><td></td><td></td> <td>137 mM NaCl, 5,4 mM KCl, 2 mM CaCl2, 1 mM MgCl2, 10 mM HEPES, pH 7,3, stérile-filtré</td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; NaCl</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A1371</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; KCl</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A3582</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; CaCl2</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A2303</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; MgCl2</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A3618</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; HEPES</td><td>AppliChem GmbH</td><td>A3724</td><td></td></tr><tr><td>Chambre d’imagerie</td><td>Sondes moléculaires, Life Technologies</td><td>A-7816</td><td>Chambre cellulaire attofluor, pour microscopie</td></tr><tr><td>TIRF-M</td><td>Leica</td><td></td><td>Modèle : DMI6000B</td></tr><tr><td>objectif TIRF</td><td>Leica</td><td>11 506 249&nbsp ;</td><td>HCX PL Apo 100x/1.46 Huile CORR&nbsp ;</td></tr><tr><td>Caméra EM-CCD&nbsp ;</td><td>Roper Scientific</td><td></td><td>Photometrics Cascade 512B</td></tr><tr><td>Régulateur de température</td><td>Pecon</td><td></td><td>Tempcontrol 37-2 logiciel</td></tr><tr><td>numérique ImageJ</td><td>NIH, États-Unis</td><td></td><td>http://rsbweb.nih.gov/ij</td></tr><tr><td>logiciel u-track</td><td>Laboratoire de biologie cellulaire computationnelle, Département de biologie cellulaire, Harvard Medical School, États-Unis</td><td></td><td>http://lccb.hms.harvard.edu/software.html</td></tr><tr><td>Matlab software</td><td>The MathWorks, États-Unis</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

haute résolution spatio-temporelle d&#39;analyse de la dynamique des récepteurs par simple molécule microscopie de fluorescence

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Microscopie de molécule unique est en train de devenir une approche puissante pour analyser le comportement de molécules de signalisation, en particulier concernant les aspects (par exemple., La cinétique, la coexistence de différents états et des populations, des interactions transitoires), qui sont généralement cachés dans des mesures d&#39;ensemble, tels que celles obtenues avec des procédés biochimiques ou microscopie standard. Ainsi, les événements dynamiques, tels que les interactions récepteur-récepteur, peuvent être suivies en temps réel dans une cellule vivante avec une résolution spatio-temporelle élevée. Ce protocole décrit une méthode basée sur l&#39;étiquetage de petites et lumineuses fluorophores organiques et totale de fluorescence à réflexion interne (FRBR) de microscopie pour visualiser directement les récepteurs simples sur la surface de cellules vivantes. Cette approche permet de localiser précisément des récepteurs, de mesurer la taille de complexes de récepteurs, et capturer les événements dynamiques tels que les interactions récepteur-récepteur transitoire. Le protocole fournit une description détaillée de la façon de perform une expérience unique molécule, y compris la préparation de l&#39;échantillon, l&#39;acquisition de l&#39;image et l&#39;analyse d&#39;image. A titre d&#39;exemple, l&#39;application de cette méthode pour analyser deux G-récepteurs couplés aux protéines, c&#39;est à dire., Β 2-adrénergiques et γ-aminobutyrique de type acide B (GABA B) récepteur, est rapporté. Le protocole peut être adapté à d&#39;autres protéines de membrane et des modèles de cellules différentes, les méthodes de transfection et les stratégies de marquage.

Le protocole décrit peut être appliqué à une variété de différentes protéines membranaires. A titre d'exemple, des résultats représentatifs obtenus avec β 2-adrénergiques et GABA B sont rapportés 10. Comme les signaux fluorescents à partir de molécules simples sont faibles, la minimisation de la fluorescence de fond est la première étape clé de bons résultats. Ainsi, il est important d'utiliser des lamelles couvre largement nettoyées (Figure 2A), ainsi que pour réduire a...

Ce protocole décrit comment utiliser la microscopie à fluorescence à réflexion interne totale pour visualiser et suivre des récepteurs uniques à la surface de cellules vivantes et ainsi analyser la mobilité latérale des récepteurs, la taille des complexes récepteurs, ainsi que pour visualiser les interactions transitoires récepteur-récepteur. Ce protocole peut être étendu à d’autres protéines membranaires.

Haute résolution spatio-temporelle d&#39;analyse de la dynamique des récepteurs par simple molécule microscopie de fluorescence

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

L’objectif général de l’expérience suivante est de visualiser des récepteurs uniques à la surface de cellules vivantes et d’analyser leur emplacement, leur mouvement et leur association dynamique en complexes supramoléculaires. Ceci est réalisé en exprimant des récepteurs marqués snap à de très faibles niveaux à la surface des cellules vivantes et en les marquant avec des fluorophores organiques brillants pour permettre la détection d’une seule molécule. Dans un deuxième temps, les cellules sont visualisées par microscopie à fluorescence à réflexion interne totale, ce qui permet d’acquérir une séquence d’image rapide des particules réceptrices individuelles se déplaçant à la surface de la cellule.Ensuite, des algorithmes automatisés de détection et de suivi sont appliqués à la séquence d’images afin d’obtenir la position et l’intensité de chaque particule réceptrice au fil du temps. On obtient des résultats qui montrent une analyse précise de la taille des complexes récepteurs, dans cet exemple, des récepteurs bêta deux adrénergiques basés sur un ajustement gaussien mixte de la distribution d’intensité des particules au début de la séquence d’images. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie cellulaire, telles que la façon dont nos récepteurs s’organisent dans certains domaines de la surface des cellules vivantes.Comment interagissent-ils les uns avec les autres pour former des dimères et des oligomères, et comment se déroulent réellement les événements dynamiques à la base de la signalisation des récepteurs. Le principal avantage de cette technique par rapport aux méthodes biochimiques et de microscopie standard est qu’elle étudie le comportement de récepteurs uniques dans l’environnement naturel, ce qui nous permet d’étudier des aspects importants qui sont généralement cachés dans les mesures d’ensemble. Les lamelles de recouvrement des échantillons doivent être nettoyées en profondeur pour minimiser la fluorescence de fond. Pendant l’imagerie, utilisez une pince à épiler propre pour placer un diamètre de 24 millimètres.Le couvercle en verre se glisse dans un porte-couvercle qui sépare les différents couvercles. Mettez le support avec les lamelles dans un bécher et ajoutez du chloroforme jusqu’à ce que les lamelles soient couvertes. Couvrez le bécher avec du papier d’aluminium pour réduire l’évaporation et sonicate dans un bain.Sonicate pendant une heure à température ambiante. Au bout d’une heure, sortez le porte-couvercle du bécher et laissez sécher les lamelles. Ensuite, placez le support avec les lamelles dans un autre bécher et ajoutez une solution d’hydroxyde de sodium à cinq molaires jusqu’à ce que les lamelles soient recouvertes.Comme précédemment, couvrez le bécher d’une feuille d’aluminium et d’un sonicate pendant une heure à température ambiante, transférez le porte-couvercle dans un nouveau bécher et lavez-le trois fois à l’eau distillée. Enfin, placez les lamelles nettoyées dans une boîte de culture cellulaire en verre remplie d’éthanol à 100 %. On voit ici des lamelles de recouvrement avant et après le nettoyage, imagées par fluorescence à réflexion interne totale ou microscopie sur gazon.Les échantillons d’étalonnage Cal sont utilisés pour estimer l’intensité des molécules fluorescentes uniques pendant la microscopie du gazon. Pour préparer les échantillons, dissolvez le colorant fluorescent dans le solvant approprié. Préparez une dilution en série d’une à 10 du colorant fluorescent allant d’une molaire picamolaire à une molaire ano.Dans l’eau stérilisée par filtre. Lavez les lamelles préalablement nettoyées en les transférant dans une boîte de culture cellulaire remplie d’eau stérilisée par filtre. Après cela, placez chaque lamelle dans un puits d’une plaque de culture cellulaire à six puits et attendez qu’ils placent à sec 20 microlitres de chaque dilution de colorant fluorescent sur une lamelle distincte nettoyée.Laissez la housse sécher sous une hotte stérile. Protégez les lamelles de la lumière et de la poussière jusqu’à leur utilisation avant la transfection. Préparez une plaque de culture cellulaire à six puits Lavez les lamelles nettoyées avec du PBS stérile et placez une lamelle dans chaque puits de la plaque de culture cellulaire à six puits.Les cellules CHO à transfecter pour cette étude sont cultivées à 37 degrés Celsius dans 5 % de CO2 dans un mélange de nutriments ECCO modifié Eagle Medium F 12 complété par 10 % de sérum bovin fœtal, de pénicilline et de streptomycine après trypsine et en comptant les cellules selon les méthodes standard, ensemencer à une densité de trois fois 10 à la cinquième cellule par puits. Dans la plaque de culture cellulaire du sixième puits contenant les lamelles de couverture, laissez les cellules se développer dans un incubateur pendant 24 heures afin d’atteindre une fluidité d’environ 80 %, ce qui correspond à la densité cellulaire optimale. Pour la transfection.L’aspect le plus difficile de ce protocole est d’obtenir un niveau d’expression extrêmement faible des récepteurs membranaires à la surface de la cellule pour assurer le succès. La condition de transfection. Par exemple, la quantité de médias positifs NA et le temps après la transfection doivent être optimisés le jour de la transfection.Préparez les réactifs de transfection pour chaque volonté de diluer deux microgrammes de l’ADN plaid souhaité dans 500 microlitres de milieu optimal dans un autre tube. Pour chaque puits, diluez six microlitres de Lipectomy 2000 dans 500 microlitres de milieu Optum. Incuber les deux tubes à température ambiante pendant cinq minutes.Après cinq minutes, combinez les deux solutions dans un seul tube et mélangez pour obtenir un mélange de transfection. Incuber le mélange de transfection à température ambiante pendant 20 minutes. Pendant ce temps, préparez les cellules CHO.Après le deuxième lavage, remplacez le PBS par un millilitre par puits de milieu D-M-E-M-F 12 sans rouge de phénol complété par 10 % de FBS, mais sans antibiotiques. Ajoutez un millilitre du mélange de transfection, goutte à goutte dans chaque puits et balancez doucement la plaque d’avant en arrière pour assurer un mélange complet. Incuber à 37 degrés Celsius dans 5 %CO2 pendant deux à quatre heures avant de procéder immédiatement au marquage des protéines.Pour commencer cette procédure, diluez un microlitre du dérivé conjugué de benzo guine fluoro quatre ou de la solution mère de fluoro four BG dans un millilitre de milieu D-M-E-M-F 12 complété par 10 % de FBS pour obtenir une concentration finale d’une micromolaire. Récupérez les cellules transfectées de l’incubateur et lavez-les deux fois avec du PBS préchauffé. Remplacez le PBS par un millilitre d’une solution micromolaire de fluoro quatre BG et incubez à 37 degrés Celsius dans 5 % de CO2 pendant 20 minutes.Ensuite, lavez les cellules trois fois avec du milieu D-M-E-M-F 12 complété par 10 % de FBS à chaque fois, suivi d’une incubation de cinq minutes à 37 degrés Celsius. Pince à épiler utilisée pour transférer des lamelles de recouvrement avec des cellules étiquetées dans une chambre d’imagerie. Laver deux fois avec 300 microlitres de tampon d’imagerie.Ajoutez 300 microlitres de tampon d’imagerie frais et procédez immédiatement à l’acquisition des images d’imagerie. À l’aide d’un microscope sur gazon équipé d’un objectif à immersion dans l’huile, d’un objectif à haute ouverture numérique, de lasers appropriés, d’un dispositif couplé à la charge multiplicatrice d’électrons, d’une caméra et d’un incubateur, et d’un contrôle de la température. Réglez les paramètres de microscope souhaités, c’est-à-dire la ligne laser, le gazon, l’angle, la durée d’exposition, la fréquence d’images et le nombre d’images par film.Mettez une goutte d’huile d’immersion sur l’objectif 100 x du microscope. Placez la chambre d’imagerie avec les cellules marquées sur le porte-échantillon du microscope et faites la mise au point sur les cellules. Utilisation de l’éclairage en fond clair.Passez à l’éclairage du gazon. Maintenez la puissance laser aussi faible que possible pour permettre la recherche de la cellule souhaitée, tout en minimisant le blanchiment photo. Sélectionnez la cellule souhaitée et affinez.Ajustez la mise au point. Augmentez la puissance du laser à un niveau qui permet de visualiser les quatre flores uniques. Acquérez une séquence d’images et enregistrez-la sous forme de fichier tiff pour l’étalonnage.Assemblez chaque échantillon d’étalonnage dans la chambre d’imagerie et placez-le sur le microscope. Choisissez un échantillon contenant une diffraction bien séparée. Des taches limitées qui blanchissent en une seule étape.Les séquences d’images de gazon sont ensuite acquises de la même manière que celle démontrée pour les cellules marquées. Pour préparer une séquence d’images, utilisez un logiciel de traitement d’images tel que Image J pour recadrer les images. Enregistrez les images individuelles en tant qu’images TIFF distinctes dans un nouveau dossier indiquant le numéro d’image sur chaque image.La détection et le suivi des particules sont effectués à l’aide d’un logiciel non commercial tel que U Track dans un environnement MATLAB. À partir de l’invite de commande MATLAB, tapez movie selector, GUI. Pour ouvrir l’interface de sélection de films, suivez les instructions pour créer une nouvelle base de données de films à partir des images séparées précédemment enregistrées.Indiquez la taille des pixels en nanomètres, l’intervalle de temps en secondes, l’ouverture numérique, la profondeur de bits de la caméra et la longueur d’onde d’émission du fluorophore nécessaires à la détection et au suivi des particules. Enregistrez la base de données de films à partir de l’interface de sélection de films. Exécutez l’analyse en choisissant des particules uniques comme type d’objet.Exécutez l’algorithme de détection, puis exécutez l’algorithme de suivi. Utilisez la routine de visionneuse de films contenue dans le package URAC pour visualiser les traces et vérifier la qualité de la détection et du suivi. Ouvrez le fichier de points MAT pour voir la position et l’amplitude des particules suivies à chaque image.La taille des particules peut également être calculée à partir des données acquises. Voici la première image d’une séquence d’images typique d’une cellule transfectée avec des récepteurs bêta-deux adrénergiques marqués par enclenchement et marquée avec un dérivé de benzylguine conjugué à quatre fluoros. Les taches représentent des récepteurs uniques ou des complexes de récepteurs.Un algorithme de détection est appliqué à la même séquence d’images et chaque particule détectée est indiquée par l’application d’un cercle bleu d’un algorithme de suivi. La même séquence d’images donne les trajectoires des particules individuelles indiquées en bleu. Les segments verts représentent les événements de fusion et les segments rouges représentent les événements de division.Cette méthode capture également les événements dynamiques. Dans cet exemple, deux particules subissent une interaction transitoire, se déplacent ensemble sur plusieurs images et se divisent à nouveau. Les trajectoires des particules individuelles sont utilisées pour calculer leurs coefficients de diffusion.Ce résultat représentatif montre que le récepteur bêta-deux adrénergique a une grande mobilité. Bien que le récepteur gaba B ait une mobilité limitée, la taille des complexes récepteurs peut être estimée avec précision en ajustant les distributions des intensités de particules avec un modèle gaussien mixte. Cette analyse peut également révéler la coexistence de monomères et de dimères.Voici des exemples de blanchiment de particules de récepteur monomère en une étape et de blanchiment de particules de récepteur diamétralement en deux étapes. Ces procédures peuvent être étendues et adaptées pour fonctionner avec d’autres protéines de surface cellulaire, méthodes de nivellement et modèles cellulaires. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de produire un sommeil propre, comment obtenir de faibles niveaux d’expression et un marquage efficace avec des fluoros organiques brillants, ainsi que comment acquérir et analyser des images de gazon, qui représentent toutes les étapes clés pour une molécule unique réussie.

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