Name: Viabilité de Bioprinted cellulaires constructions Utilisation dune imprimante cartésienne Distributeur Trois (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-22T16:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Découvrez la bioprinting de cellules stromales du tissu adipeux humain avec bio-encre d'alginate RGD conjugué. Cette méthode permet un placement précis des cellules pour l'ingénierie tissulaire et améliore la viabilité cellulaire.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par le support de gouvernement en vertu de la concession numéro EPS-0903795 attribués par la National Science Foundation, NIH NIDCR R01-DE019355 (MJY PI), et Grant 8P20 GM103444 (YM PI).

1. Préparation de gélatine substrat contenant pour Three-Dimensional Bioprinting d&#39;alginate hydrogels <ol><li> Préparer le substrat calcium / gélatine selon la méthode de substrat calcium / gélatine décrite par Pataky et al 11 pour éviter viabilité réduite associée à une teneur élevée. La méthode de substrat calcium / gélatine est listé ci-dessous. <ol><li> Moissonneuse chlorure de calcium dihydraté (1,5% en poids), du chlorure de sodium (0,9% en poids), et de la gélatine porcine (2% en poids) dans de l&#39;eau distillée et porter à ébullition pendant 2 min à créer une solution de gélatine à 100 mM. </li></ol></li><li> Verser 5 ml de la solution de gélatine / calcium dans 100 mm boîtes de Pétri standard, tourbillonner la solution autour de lui pour un revêtement uniforme sur la surface, et le placer sur une surface plane dans le réfrigérateur pour gel O / N (permet de gélifier au moins 8 h avant utilisation). </li><li> Pour augmenter l&#39;opacité de la surface du substrat, ajouter le dioxyde de titane (0,3% en poids) à la / CaCl 2 une solution de gélatine. Agiter pendant 10 min. Autoclave la solution de gélatine / TiO 2 sur le cycle de liquides pendant 30 min à stériliser. <ol><li> Ajouter 3 ml de la / TiO 2 de solution de gélatine à la surface des plaques de gélatine préparés précédemment. Agiter le mélange pour assurer qu&#39;elle est répartie uniformément sur la surface. Laisser gel dans le réfrigérateur à 4 ° C O / N (laisser gélifier au moins 8 heures avant utilisation). Les supports doivent être utilisés dans les 3 jours. </li></ol></li></ol> 2. Alginate oxydation <ol><li> Oxyder le bioink d&#39;alginate de sodium suivant le procédé de l&#39;alginate partiellement oxydé par Bouhadir et al 30 décrit ci-dessous. <ol><li> Pour faire une solution d&#39;alginate oxydé 5%, dissoudre 1 g d&#39;alginate de sodium dans 100 ml d&#39;eau distillée. Ajouter une solution aqueuse de periodate de sodium (0,25 M, 0,25 mmol), de l&#39;agent oxydant, pour produire une solution d&#39;oxydation de 5%. Agiter pendant 19 heures à température ambiante. Ajouter 40 ml d&#39;éthylène glycol à la solution après 24 h pour terminer la reaction. </li><li> Dissoudre 2,5 g de chlorure de sodium dans la solution. Ajouter une quantité en excès de l&#39;alcool d&#39;éthyle (2: 1 ratio) pour précipiter les alginates oxydés. Centrifuger à 1000 xg pour recueillir les précipités et re-les dissoudre dans de l&#39;eau distillée. Répétez le lavage à l&#39;éthanol. </li><li> Lyophiliser les pastilles d&#39;alginate oxydés et conserver à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li></ol></li><li> Déterminer le degré d&#39;oxydation en mesurant le pourcentage de periodate de sodium avant d&#39;être consommé par la terminaison de l&#39;éthylène glycol. <ol><li> Préparer une solution d&#39;iodure de potassium (20% p / v, pH 7,0 tampon de phosphate de sodium) et une solution de thyodene (10% p / v, pH 7,0 tampon de phosphate de sodium). Mélanger les deux solutions avec l&#39;alginate oxydé à température ambiante. </li><li> Peu à peu tomber la solution de periodate d&#39;alginate de sodium et réagi dans le mélange de solutions d&#39;iodure de potassium et theodyne. Mesurer l&#39;absorbance du mélange par spectrophotométrie à 426 nm. Lorsque celui-ci atteint unmaximal, enregistrer le volume utilisé de solution de periodate alginate de sodium et que V 1. </li><li> La réaction est <img alt="Equation 1" fo:content-width="0.8in" src="/files/ftp_upload/53156/53156eq1.jpg" width="120" /> . La quantité de periodate de sodium qui n&#39;a pas réagi est <img alt="Équation 1.5" fo:content-width="1.2in" src="/files/ftp_upload/53156/53156eq1.5.jpg" width="150" /></li><li> Soustraire le montant de periodate de sodium qui n&#39;a pas réagi de la concentration initiale pour déterminer la quantité de sodium consommée periodate. En utilisant la formule précédente, déterminer le degré d&#39;oxydation finale de l&#39;alginate. </li></ol></li></ol> 3. Alginate Peptide Conjugaison <ol><li> Ligands conjugués avec une séquence arginine-glycine-aspartate exposée (peptide) dans l&#39;alginate oxydé préalablement préparé en suivant le procédé de conjugaison de l&#39;alginate de RGD Rowley et al 31 décrit ci-dessous, de promouvoir la fixation des cellules et la diffusion. </li><li> Utilisez carbod aqueusechimie iimide avec G 4 RGDSPto conjugué 31. </li><li> Dissoudre 1 g de 5% d&#39;alginate oxydé en un acide éthanesulfonique 0,1 M 2- (N-morpholino) (MES), pH = 4. Ajouter 1-éthyl- (diméthylaminopropyl) carbodiimide (EDC, 0,54 mmol) et de N-hydroxysuccinimide ( NHS, 0,27 mmol) à 2: 1 pour former l&#39;amide intermédiaire. </li><li> Ajouter 0,28 mmol peptide, un couplage à la chaîne principale du polymère d&#39;alginate par l&#39;intermédiaire de l&#39;aminé terminale. Agiter à RT O / N. </li><li> Arrêter la réaction de couplage en ajoutant 2,5 g de chlorure de sodium à la solution. Ajouter une quantité en excès de l&#39;alcool d&#39;éthyle (2: 1 ratio) pour précipiter les alginates oxydés. Centrifuger le mélange à 4000 xg pendant 5 minutes pour recueillir les précipités. Aspirer les médias dans la hotte de culture cellulaire et re-dissoudre les précipités dans de l&#39;eau distillée. Répétez le lavage à l&#39;éthanol. </li><li> Lyophiliser les précipités jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit complètement séché (apparaîtra comme une substance poudreuse blanche) et de les stocker dans le réfrigérateur à -20 ° C pour plus tardutiliser. </li></ol> 4. adipeux humain cellules stromales de Tissue Culture cellulaire (de hADSC) <ol><li> Cellules de stroma de tissu adipeux humain de culture (de hADSC) dans 75 cm traitées flacons de culture cellulaire (flacons T75), recouvert de 15 ml bas DMEM en glucose avec 10% de sérum bovin fœtal et 1% de pénicilline-streptomycine, 1% de glutamine et 1% antimycine. Changer les médias, dans la hotte de culture de cellules, tous les deux jours jusqu&#39;à ce qu&#39;ils aient atteint la confluence (80-90%). </li><li> Une fois confluentes, transférer les flacons T75 à la hotte de culture cellulaire et de la suspension de hADSC en utilisant le procédé de digestion enzymatique de la trypsine. <ol><li> Dans la hotte, aspirer la totalité du milieu de culture cellulaire hors des cellules. Rincer avec 5 ml de solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco avec calcium et de magnésium (DPBS ++). Aspirer le DPBS ++ hors des cellules. </li><li> Alors que dans le capot, faire une solution de trypsine et DPBS ++ en mélangeant 1 ml de trypsine et 4 ml DPBS ++. Chaque flacon nécessite 5 ml de la solution, alors assurez le volume approprié pour le nombre de flacons confluentes. Ajouter 5 ml de la trypsine / DPBS ++ à chaque ballon et les mettre dans l&#39;incubateur pendant 2 min. </li><li> Après 2 min, retirer les flacons et tapoter sur les côtés de leur desserrer les cellules des fonds. Regardez chaque ballon sous un microscope pour assurer que les cellules sont suspendues. Placez les flacons de retour dans la hotte de culture cellulaire et ajouter 3 ml de milieux de culture cellulaire appropriée à chaque flacon. Ceci met fin à la réaction de la trypsine. </li><li> Transférer le milieu cellulaire chargé dans chaque flacon et mis dans un 50 ml conique. Centrifuger eux à 1000 g pendant 5 min. Les cellules doivent apparaître comme une petite pastille blanche dans le fond du cône. Transfert retour à la hotte de culture cellulaire et aspirer les médias. Remettre en suspension les cellules dans 2 ml de milieu de culture cellulaire. </li><li> Compter les cellules à l&#39;aide d&#39;un hémocytomètre sous un microscope. Une fois que les cellules ont été comptés, dans la hotte de culture, aliquote la quantité de support contenant ~ 1,3 million cellules et le transfert de 15 ml conique. Centrifuger la conique de 15 ml contenant les cellules à nouveau pendant 5 min à 1000 x g. </li><li> Dans la hotte de culture, les cellules restantes réensemencer dans plusieurs flacons T-75, en ajoutant une concentration de 350.000 cellules ~ à chaque flacon. Ajouter 15 ml de milieu DMEM et revenir à l&#39;incubateur jusqu&#39;à confluence à nouveau. </li><li> Une fois le cycle de centrifugation est terminée, le retour 15 ml conique de la culture cellulaire. Aspirer le support du culot de cellules et remettre en suspension les cellules dans une solution d&#39;alginate aqueuse à une concentration de 1,3 millions de cellules par millilitre de bioink, terteriating la solution souvent il n&#39;y a donc une répartition homogène des cellules dans tout le bioink. Chargez la solution de cellules chargées dans une seringue de 3 ml d&#39;imprimante compatible stérile et visser le 22 G embout en plastique stérile. </li></ol></li></ol> 5. Bioprinter Setup <ol><li> Allumer le bioprinter, chacun des ordinateurs de distributeur, et le recirculating bain d&#39;eau. <ol><li> Régler manuellement la température du bain d&#39;eau de recirculation pour le mécanisme de gélification. </li><li> Définir manuellement les paramètres d&#39;impression pour chaque distributeur sur l&#39;ordinateur corrélation de distributeur. Réglez le volume de distribution à 230 nl, nombre de backsteps à 0, et le taux de distribution de 10 ul -sec. </li></ol></li><li> Ouvrez le logiciel de conception et le programme pour visualiser l&#39;écran de la caméra USB sur l&#39;ordinateur. <ol><li> En utilisant le logiciel, saisir manuellement les coordonnées d&#39;un réseau de 5 x 5 points avec 2.4 mm espacement entre les gouttes. </li><li> Définissez les paramètres d&#39;impression d&#39;être: distance entre extrémité de pointe et la surface de substrat = 0,1 mm; hauteur seringue est levé entre les dépôts = 20 mm; la quantité de temps par dépôt = 1 sec. </li><li> Enregistrez le programme et l&#39;envoyer au robot. </li></ol></li><li> Placer le plat de gélatine / TiO 2 contenant Petri sur la scène de l&#39;imprimante C à 4 ° C. Fermez et verrouillez la porte de la chambre. </li><li> Utilisez le PLC surInItialize les sources de lumière ultraviolette, et la stérilisation de la chambre pendant 90 secondes. </li><li> Une fois la stérilisation est terminée, ouvrez la chambre et charger la seringue contenant en suspension dans alginate dans Gun 1. Fermer de hADSC et verrouiller la porte de la chambre. </li><li> Utilisez le PLC pour activer le système de ventilation, attendre 30 secondes pour la pression interne de l&#39;équilibre. </li><li> Sur l&#39;ordinateur, exécutez le programme contenant les paramètres de la voie et d&#39;impression géométriques. </li><li> Tout au long du processus d&#39;impression, regarder l&#39;affichage de la caméra USB sur l&#39;ordinateur pour confirmer l&#39;impression précise et uniforme. </li><li> Une fois l&#39;impression terminée, permettre les constructions à du gel pendant 40 min. </li></ol> 6. évaluation de la viabilité cellulaire <ol><li> Couvrir les constructions qui ne vont pas à imager immédiatement post-impression dans DMEM et de stocker dans l&#39;incubateur jusqu&#39;à ce que le temps de l&#39;imagerie. </li><li> Pour quantifier la viabilité des constructions, les teindre en utilisant un test de viabilité / cytotoxicité fluorescente à base, une image en utilisant la microscopie confocale. <ol><li> En suivant les instructions du kit, préparer une solution de coloration contenant la calcéine AM et éthidium homodimère-1. Pour 10 ml de solution de coloration, ajouter 20 ul de l&#39;éthidium homodimère-1 et 5 ul de la calcéine heures à 10 ml de solution stérile, tampon phosphate salin (+ magnésium + calcium; DPBS ++) de culture de tissus de qualité Dulbecco. </li><li> Plonger les constructions bioprinted dans la solution de tache pendant 15 minutes dans l&#39;obscurité. </li><li> Image les constructions colorées en utilisant un système de microscope confocal aux jours 0 et 8. prendre plusieurs photos de chaque construction bioprinted, en utilisant des paramètres Z-stack de 30 tranches optiques sur une profondeur de 300 um, et de compter manuellement les cellules. Si les cellules semblent jaune ou verte comptent eux aussi vivant, et si rouge, les compter comme morts. </li></ol></li><li> Calculer le pourcentage de viabilité cellulaire comme le nombre de cellules vivantes divisé par le nombre total de cellules dans la construction; La viabilité cellulaire = nombre decellules vivantes (vert + jaune) / nombre de cellules totales (vert + jaune + rouge) x 100%. </li><li> Calculer la quantité de prolifération de cellules pour chaque échantillon comme le nombre de cellules de 8 jours, divisé par le nombre de cellules au jour 0; La prolifération cellulaire = nombre de cellules vivantes au jour 8 / cellules vivantes compte au jour 0 x 100%. </li></ol> 7. RGD peptide Conjugaison Analyse <ol><li> Pour analyser le succès de RGD peptide conjugaison sur l&#39;alginate, l&#39;alginate de comparer RGD-conjugué et alginate non-conjugué. Pour cela, l&#39;image des constructions imprimés faire en utilisant (4 &#39;, 6-diamidino-2-phénylindole, dichlorhydrate) (DAPI) et phalloidin taches. <ol><li> Faire les phalloidins solution de travail en diluant 5 ul de la solution mère méthanolique avec 200 ul de DPBS ++. Conserver à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li><li> Faire une solution stock de 300 um de la tache DAPI suivant l&#39;équation: (0,10509 g / L) / (350,3 g / mol) = 3 × 10 -4 M = 0,0003 = 0,300 M mm = 300 um. Assurez-èmesolution e DAPI de travail en diluant la solution de stock 1: 100 dans du DPBS ++ pour obtenir 3uM solution. Conserver à -20 ° C jusqu&#39;à utilisation. </li></ol></li><li> Immerger complètement l&#39;échantillon dans 4% de paraformaldehyde. Incuber pendant 1 heure à température ambiante. Laver trois fois avec du DPBS ++, laissant la solution reposer pendant 5 min à chaque lavage. Transférer l&#39;échantillon de gel du bien à une lame de verre, en feuilletant le gel au cours du processus. Immerger le gel dans 0,1% de Triton X-100 (0,1 g / 100 ml) dans du DPBS ++ pendant 10 min. Laver trois fois avec du DPBS ++, permettant 5 min pour chaque lavage. </li><li> Colorer les constructions avec la phalloïdine imprimés en les immergeant dans la solution de travail. Couvrir de papier aluminium et laisser incuber pendant 4 heures. Enlever la tache de phalloïdine et laver trois fois avec DPBS ++. Le premier lavage doit être rapide, les derniers lavages devraient s&#39;asseoir pendant 5 minutes chacun. </li><li> Colorer les constructions imprimés avec DAPI en les immergeant dans la solution de travail DAPI. Couvrir de papier aluminium et laisser incuber à température ambiante pendant 30 min. lavagetrois fois avec DPBS ++, permettant à chaque lavage pour reposer pendant 5 min. Observer et l&#39;image les échantillons sur un système de microscope confocal. </li></ol>

<ol><li>Langer, R., Vacanti, J. P. Tissue Engineering. Science. 260 (5110), 920-926 (1993).</li>
<li>Derby, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review%3A+Printing+and+Prototyping+of+Tissues+and+Scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Review: Printing and Prototyping of Tissues and Scaffolds.</a> Science. 338 (6109), 921-926 (2012).</li>
<li>Kachurin, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct-Write+Construction+of+Tissue-Engineered+Scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22Mat.+Res.+Soc.+Symp.+Proc%22%5BJournal%5D)">Direct-Write Construction of Tissue-Engineered Scaffolds.</a> Mat. Res. Soc. Symp. Proc. 698, 10-1557 (2002).</li>
<li>Sachlos, E., Czernuszka, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+Tissue+Engineering+Scaffolds+Work.+Review+on+the+Application+of+Solid+Freeform+Fabrication+Technology+to+the+Production+of+Tissue+Engineering+Scaffolds%5BTitle%5D)+AND+%22European+Cells+and+Materials%22%5BJournal%5D)">Making Tissue Engineering Scaffolds Work. Review on the Application of Solid Freeform Fabrication Technology to the Production of Tissue Engineering Scaffolds.</a> European Cells and Materials. 5, 29-40 (2003).</li>
<li>Yeong, W. Y., Chua, C. K., Leong, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+Prototyping+in+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Challenges+and+Potential.+Trends+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rapid Prototyping in Tissue Engineering.</a> Challenges and Potential. Trends Biotechnol. 22 (12), 643-652 (2004).</li>
<li>Landers, R., Pfister, A., Hubner, U., John, H., Schmelzeisen, R., Mulhaupt, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+Soft+Tissue+Engineering+Scaffolds+by+means+of+Rapid+Prototyping+Techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Science%22%5BJournal%5D)">Fabrication of Soft Tissue Engineering Scaffolds by means of Rapid Prototyping Techniques.</a> Journal of Materials Science. 37 (15), 3107-3116 (2002).</li>
<li>Murphy, S. V., Skardal, A., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Hydrogels+for+Bio%E2%80%93Printing+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+Part+A%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Hydrogels for Bio–Printing Applications.</a> Journal of Biomedical Materials Research Part A. 101A (1), 272-284 (2013).</li>
<li>Burg, K. J. L., Boland, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+Invasive+Tissue+Engineering+Composites+and+Cell+Printing%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Eng+Med+Biol+Mag%22%5BJournal%5D)">Minimally Invasive Tissue Engineering Composites and Cell Printing.</a> IEEE Eng Med Biol Mag. 22 (5), 84-91 (2003).</li>
<li>Billiet, T., Vandenhaute, M., Schelfhout, J., Van Vlierberghe, S., Dubruel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Review+of+Trends+and+Limitations+in+Hydrogel-Rapid+Prototyping+for+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A Review of Trends and Limitations in Hydrogel-Rapid Prototyping for Tissue Engineering.</a> Biomaterials. 33 (26), 6020-6041 (2012).</li>
<li>Khalil, S., Nam, J., Sun, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi%E2%80%93Nozzle+Deposition+for+Construction+of+3D%5BTitle%5D)+AND+%22Biopolymer+Tissue+Scaffolds.+Rapid+Prototyping+Journal%22%5BJournal%5D)">Multi–Nozzle Deposition for Construction of 3D.</a> Biopolymer Tissue Scaffolds. Rapid Prototyping Journal. 11 (1), 9-17 (2005).</li>
<li>Pataky, K., Braschler, T., Negro, A., Renaud, P., Lutolf, M. P., Brugger, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microdrop+Printing+of+Hydrogel+Bioinks+into+Three%E2%80%93Dimensional+Tissue%E2%80%93Like+Geometries%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Microdrop Printing of Hydrogel Bioinks into Three–Dimensional Tissue–Like Geometries.</a> Adv Mater. 24 (3), 391-396 (2011).</li>
<li>Pati, F., Shim, J. H., Lee, J. S., Cho, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-Dimensional+Printing+of+Cell%E2%80%93Laden+Constructs+for+Heterogeneous+Tissue+Regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Manufacturing+Letters%22%5BJournal%5D)">Three-Dimensional Printing of Cell–Laden Constructs for Heterogeneous Tissue Regeneration.</a> Manufacturing Letters. 1 (1), 49-53 (2013).</li>
<li>Gruene, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+Printing+of+Three%E2%80%93Dimensional+Multicellular+Arrays+for+Studies+of+Cell%E2%80%93Cell+and+Cell%E2%80%93Environment+Interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Laser Printing of Three–Dimensional Multicellular Arrays for Studies of Cell–Cell and Cell–Environment Interactions.</a> Tissue Eng. 17 (10), 973-982 (2011).</li>
<li>Khalil, S., Sun, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioprinting+Endothelial+Cells+With+Alginate+for+3D+Tissue+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Bioprinting Endothelial Cells With Alginate for 3D Tissue Constructs.</a> J Biomed Eng. 131 (11), 1-8 (2009).</li>
<li>Xu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+Printing+of+Mechanically+and+Biologically+Improved+Constructs+for+Cartilage+Tissue+Engineering+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">Hybrid Printing of Mechanically and Biologically Improved Constructs for Cartilage Tissue Engineering Applications.</a> Biofabrication. 5 (1), 1-10 (2012).</li>
<li>Zhang, T., Yan, K. C., Ouyang, L., Sun, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+Characterization+of+Bioprinted+in+vitro+Soft+Tissue+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">Mechanical Characterization of Bioprinted in vitro Soft Tissue Models.</a> Biofabrication. 5 (4), 1-10 (2013).</li>
<li>Chung, J. H. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bio%E2%80%93ink+Properties+and+Printability+for+Extrusion+Printing+Living+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Biomater.+Sci.%2C+Polym.+Ed%22%5BJournal%5D)">Bio–ink Properties and Printability for Extrusion Printing Living Cells.</a> J. Biomater. Sci., Polym. Ed. 1 (7), 763-773 (2013).</li>
<li>Yang, S., Leong, K. F., Du, Z., Chua, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Design+of+Scaffolds+for+Use+in+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Part+II.+Rapid+Prototyping+Techniques.+Tissue+Engineering%22%5BJournal%5D)">The Design of Scaffolds for Use in Tissue Engineering.</a> Part II. Rapid Prototyping Techniques. Tissue Engineering. 8 (1), 1-11 (2002).</li>
<li>Ferris, C. J., Gilmore, K. G., Wallace, G. G., Panhuis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biofabrication%3A+An+Overview+of+the+Approaches+Used+for+Printing+of+Living+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Biofabrication: An Overview of the Approaches Used for Printing of Living Cells.</a> Appl. Microbiol. Biotechnol. 97 (10), 4243-4258 (2013).</li>
<li>Lu, L., Mikos, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Importance+of+New+Processing+Techniques+in+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22MRS+Bull%22%5BJournal%5D)">The Importance of New Processing Techniques in Tissue Engineering.</a> MRS Bull. 21 (11), 28-32 (1996).</li>
<li>Wake, M. C., Gupta, P. K., Mikos, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+pliable+biodegradable+polymer+foams+to+engineer+soft+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplant%22%5BJournal%5D)">Fabrication of pliable biodegradable polymer foams to engineer soft tissues.</a> Cell Transplant. 5, 465-473 (1996).</li>
<li>Mironov, V., Visconti, R. P., Kasyanov, V., Forgacs, G., Drake, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+Printing%3A+Tissue+Spheroids+as+Building+Blocks%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Organ Printing: Tissue Spheroids as Building Blocks.</a> Biomaterials. 30 (12), 2164-2174 (2009).</li>
<li>Norotte, C., Marga, F. S., Niklason, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaffold%E2%80%93free+Vascular+Tissue+Engineering+Using+Bioprinting%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Scaffold–free Vascular Tissue Engineering Using Bioprinting.</a> Biomaterials. 30 (30), 5910-5917 (2009).</li>
<li>Devillard, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+Patterning+by+Laser%E2%80%93Assisted+Bioprinting%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell Patterning by Laser–Assisted Bioprinting.</a> Methods Cell Biol. 119, 159-174 (2014).</li>
<li>Binder, K. W., Allen, A. J., Yoo, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drop%E2%80%93on%E2%80%93Demand+Inkjet+Bioprinting%3A+a+Primer%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther+Reg%22%5BJournal%5D)">Drop–on–Demand Inkjet Bioprinting: a Primer.</a> Gene Ther Reg. 6 (1), 33(2011).</li>
<li>Xu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viability+and+Electrophysiology+of+Neural+Cell+Structures+Generated+by+the+Inkjet+Printing+Method%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Viability and Electrophysiology of Neural Cell Structures Generated by the Inkjet Printing Method.</a> Biomaterials. 27 (19), 3580-3588 (2006).</li>
<li>Calvert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inkjet+Printing+for+Materials+and+Devices%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Mater%22%5BJournal%5D)">Inkjet Printing for Materials and Devices.</a> Chem Mater. 13 (10), 3299-3305 (2001).</li>
<li>Chang, C. C., Boland, E. D., Williams, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct%E2%80%93Write+Bioprinting+Three%E2%80%93Dimensional+Biohybrid+Systems+for+Future+Regenerative+Therapies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+B+Appl+Biomater%22%5BJournal%5D)">Direct–Write Bioprinting Three–Dimensional Biohybrid Systems for Future Regenerative Therapies.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 98 (1), 160-170 (2011).</li>
<li>Li, M. G., Tian, X. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Brief+Review+of+Dispensing%E2%80%93Based+Rapid+Prototyping+Techniques+in+Tissue+Scaffold+Fabrication%3A+Role+of+Modeling+on+Scaffold+Properties+Prediction%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">A Brief Review of Dispensing–Based Rapid Prototyping Techniques in Tissue Scaffold Fabrication: Role of Modeling on Scaffold Properties Prediction.</a> Biofabrication. 1 (3), 1-10 (2009).</li>
<li>Bouhadir, K. H., Lee, K. Y., Alsberg, E., Damm, K. L., Anderson, K. W., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Degradation+of+Partially+Oxidized+Alginate+and+its+Potential+Application+for+Tissue+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnol+Prog%22%5BJournal%5D)">Degradation of Partially Oxidized Alginate and its Potential Application for Tissue Engineering.</a> Biotechnol Prog. 17 (5), 945-950 (2001).</li>
<li>Rowley, J. A., Madlambaya, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alginate+Hydrogels+as+Synthetic+Extracellular+Matrix+Materials%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Alginate Hydrogels as Synthetic Extracellular Matrix Materials.</a> Biomaterials. 20 (1), 45-53 (1999).</li>
<li>Smith, C. M., Christian, J. J., Warren, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterizing+Environmental+Factors+that+Impact+Viability+of+Tissue%E2%80%93Engineered+Constructs+Fabricated+by+a+Direct%E2%80%93Write+Bioassembly+Tool%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering%22%5BJournal%5D)">Characterizing Environmental Factors that Impact Viability of Tissue–Engineered Constructs Fabricated by a Direct–Write Bioassembly Tool.</a> Tissue Engineering. 13 (2), 373-383 (2007).</li>
<li>Ozbolat, I., Yu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioprinting+Towards+Organ+Fabrication%3A+Challenges+and+Future+Trends%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Bioprinting Towards Organ Fabrication: Challenges and Future Trends.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 60 (3), 691-699 (2012).</li>
<li>Peltola, S. M., Melchels, F. P., Grijpma, D. W., Kellomaki, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Review+of+Rapid+Prototyping+Techniques+for+Tissue+Engineering+Purposes%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">A Review of Rapid Prototyping Techniques for Tissue Engineering Purposes.</a> Annals of Medicine. 40 (4), 268-280 (2008).</li>
<li>Malda, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((25th+Anniversary+Article%3A+Engineering+Hydrogels+for+Biofabrication%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mat%22%5BJournal%5D)">25th Anniversary Article: Engineering Hydrogels for Biofabrication.</a> Adv Mat. 25 (36), 5011-5028 (2013).</li>
<li>Murphy, S. V., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+Bioprinting+of+Tissues+and+Organs%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotech%22%5BJournal%5D)">3D Bioprinting of Tissues and Organs.</a> Nat Biotech. 32 (8), 773-785 (2014).</li>
<li>Jia, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+Alginate+as+Bioink+for+Bioprinting%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomaterialia%22%5BJournal%5D)">Engineering Alginate as Bioink for Bioprinting.</a> Acta Biomaterialia. 10 (10), 4323-4331 (2014).</li>
<li>Forty, R. A., Steinberg, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Differential+Adhesion+Hypothesis%3A+a+Direct+Evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">The Differential Adhesion Hypothesis: a Direct Evaluation.</a> Developmental Biology. 278 (1), 255-263 (2005).</li>
<li>Wang, L., Shansky, J., Borselli, C., Mooney, D., Vandenburgh, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+Fabrication+of+a+Biodegradable%2C+Covalently+Crosslinked+Shape%E2%80%93Memory+Alginate+Scaffold+for+Cell+and+Growth+Factor+Delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Tis+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Design and Fabrication of a Biodegradable, Covalently Crosslinked Shape–Memory Alginate Scaffold for Cell and Growth Factor Delivery.</a> Tis Eng Part A. 18 (19-20), 2000-2007 (2012).</li>
<li>El–Sherbiny, I. M., Yacoub, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogel+Scaffolds+for+Tissue+Engineering%3A+Progress+and+Challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Cardiology+Science%2C+%26+Practice%22%5BJournal%5D)">Hydrogel Scaffolds for Tissue Engineering: Progress and Challenges.</a> Global Cardiology Science, & Practice. 3 (38), 316-342 (2013).</li>
<li>Smith, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three%E2%80%93Dimensional+BioAssembly+Tool+for+Generating+Viable+Tissue-Engineered+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering%22%5BJournal%5D)">Three–Dimensional BioAssembly Tool for Generating Viable Tissue-Engineered Constructs.</a> Tissue Engineering. 10 (9–10), 1566-1576 (2004).</li>
<li>Ozbolat, I. T., Chen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+%E2%80%98Multi-arm+Bioprinter%E2%80%99+for+Hybrid+Fabrication+of+Tissue+Engineering+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Robotics+and+Computer%E2%80%93Integrated+Manufacturing%22%5BJournal%5D)">Development of a ‘Multi-arm Bioprinter’ for Hybrid Fabrication of Tissue Engineering Constructs.</a> Robotics and Computer–Integrated Manufacturing. 30 (3), 295-304 (2014).</li>
<li>Kolesky, D. B., Truby, R. L., Gladman, A. S., Busbee, T. A., Homan, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-Dimensional+Bioprinting+of+Vascularized%2C+Heterogeneous+Cell%E2%80%93Laden+Tissue+Constructs.+Adv+Mater.+X%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Mater%22%5BJournal%5D)">Three-Dimensional Bioprinting of Vascularized, Heterogeneous Cell–Laden Tissue Constructs. Adv Mater. X.</a> Adv Mater. X, x-y (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L&#39;objectif principal de l&#39;ingénierie tissulaire est de combler le fossé entre la pénurie d&#39;organes et les besoins de transplantation en développant des substituts biologiques capables de restaurer, maintenir ou améliorer functio de tissu natif. Cela a conduit à la fabrication directe d&#39;échafaudages avec un complexe, géométrie externe anatomiquement correcte, et un contrôle précis sur la geometr interne. Bioprinting en trois dimensions est une méthode utilisée pour générer des constructions tridimensionne...

L&#39;ingénierie tissulaire utilise les principes de la biologie et de l&#39;ingénierie dans le développement de substituts fonctionnels pour maintenir, restaurer ou améliorer tissu natif et. La capacité de générer des constructions biomimétiques en trois dimensions à la demande serait de faciliter les progrès scientifiques et technologiques dans l&#39;ingénierie tissulaire, ainsi que dans les capteurs à base de cellules, médicaments / dépistage de la toxicité, modèles de tissus ou une tumeur, et d&#39;autres. L&#39;organisation tridimensionnelle des constructions de génie tissulaire est une composante fondamentale de la méthode de fabrication, car il doit étroitement imiter l&#39;interaction hautement organisé des cellules et la matrice extracellulaire dans le tissu natif. Échafaudages biodégradables en trois dimensions et la forme de formation sont des facteurs critiques dans la génération de nouvelles constructions de tissu parce que les cellules migrent pour former une couche à deux dimensions de cellules, mais pas la capacité de croître en trois dimensions désirée. L&#39;échafaudage sert de base temporaire pour cellulairel&#39;attachement et la prolifération, de sorte qu&#39;il doit être construit à partir de matériaux à porosité et la biodégradabilité contrôlable et integrit mécanique suffisante. Les matériaux d&#39;échafaudage ne doivent pas être cytotoxiques ou une réponse indésirable créer à partir de l&#39;hôte. Les hydrogels ont été couramment utilisé dans les techniques d&#39;ingénierie tissulaire, et en raison de leur caractère hydrophile, les hydrogels permettre l&#39;échange de fluide et de gaz à travers le structur. En combinant différents hydrogels, les propriétés de l&#39;hydrogel synthétisé sont modifiables à répondre à l&#39;exigence d&#39;application distincte. L&#39;approche de l&#39;ingénierie tissulaire classique implique la création d&#39;échafaudages sacrificielles poreuses acellulaire qui sont ensemencés avec des cellules post-fabricatio. De nombreuses techniques ont été employées, telles que le collage de la fibre, coulée au solvant, moulage et faire fondre, mais avérée peu efficace pour les applications d&#39;ingénierie tissulaire. Des méthodes de liaison des fibres des fibres permettent à être alignés dans des formes spécifiques, mais ils ne sont capables de production échafaudage très mince. Méthodes de coulée de solvant produites constructions très poreuses, cependant la membrane plus grand produit était seulement 3 mm thic. Par conséquent, la création de constructions à trois dimensions est impossible en utilisant ces techniques. Techniques de moulage par fusion prouvé réussi à produire des échafaudages tridimensionnels, mais de telles températures élevées sont nécessaires que les matériaux biologiques ne peuvent être incorporés pendant le procès de production. Les échafaudages ensemencés post-fabrication sont limitées dans leur capacité à répondre aux exigences de l&#39;ingénierie tissulaire pour produire des échafaudages tridimensionnels avec microstructures prédéfinis ou contrôlables et. Un autre problème majeur avec les technologies échafaudage de semis solides est l&#39;insuffisance de vascularisation et une mauvaise mécanique. Bioprinting a depuis été étendue à trois dimensions à l&#39;aide de gels, non toxiques, biodégradables thermo-réversible à remédier aux inconvénients de classique. Quelques-uns du solide freeform fabrication techniques actuellement employées sont bioprinting impression jet d&#39;encre et laser assistée. Techniques de bioprinting assistée par laser utilisent une source laser pulsée, une plaque de cible, et un substrat de réception afin de générer trois dimensions. Cependant, cette technique est limitée en raison du faible débit, la faible viabilité des cellules, et ne peut que produire régime limité de structures fabriquées car seuls photoréticulables prépolymères peuvent être utilisés pour former un hydrogel réticulé. Impression jet d&#39;encre a été développé comme une méthode non-contact qui reproduit les données d&#39;images numériques sur un substrat par dépôt d&#39;encre picolitres. Toutefois, l&#39;impression à jet d&#39;encre ne produit pas une haute résolution construction, construit expérience rapide dénaturation des protéines, et la plupart des cellules sont lysées pendant le dépôt. Actuellement, de nouvelles méthodes de fabrication de bioprinting additif ont été développés. Dans ces systèmes, des cellules, des protéines, des facteurs de croissance, et biomimétiques hydrogels sont généralement intégrés dans la matrice-mèreEIAA au cours du processus de fabrication et en même temps déposé utilisation de servomoteurs commandés par ordinateur pour générer des constructions cellulaires chargé base échafaudage en trois dimensions qui imitent la microarchitecture du natif. Les hydrogels chargés de cellules constituent le bioink, qui peut être hétérogène, constitué de plusieurs types de cellules ou homogène. Systèmes de fabrication additive dépôt bioink goutte-à-goutte ou de la couche par couche par l&#39;intermédiaire de seringues et embouts jetables sur une scène capable de se déplacer dans les x, y et z contrôlé par ordinateur. Grâce à un logiciel informatique, l&#39;architecture d&#39;échafaudages imprimés peut être facilement manipulé en fonction des besoins de l&#39;application. Contrairement aux techniques classiques, les technologies médicales tridimensionnelles (imagerie par résonance magnétique, tomographie par ordinateur) peuvent être incorporés dans les dessins, générant construction spécifique au patient. Ces méthodes permettent également la possibilité de produire des constructions en raison des remplacements vascularisés sont produites avec un l ultérieuredensité cellulaire Ocal, permettant des interactions cellule-cellule et l&#39;amélioration de la probabilité de post-implantation Surviva. L&#39;imprimante Palmetto est un système multi-distributeur en trois dimensions sur mesure qui utilise des méthodes de fabrication de robots programmables pour générer constructions de tissu hétérogènes tridimensionnels (Figure 1). Il permet l&#39;utilisation d&#39;une pluralité de matériaux dans des combinaisons uniques de réaliser des structures hétérogènes. L&#39;initialisation de la bioprinter est l&#39;une des étapes les plus importantes dans bioprinting car il vous permet de définir une série de paramètres pour optimiser l&#39;imprimabilité des constructions bioprinted. Le bioprinter comprend un procédé de type discontinu avec démarrage, fonctionnement séquences d&#39;arrêt et contrôlées par un contrôleur logique programmable (PLC), que l&#39;utilisateur opère par le biais d&#39;un panneau de commande à écran tactile interactif (figure 1, A). Pour éviter la contamination des biomatériaux logiques du bioprinter est enfermé dans un poly-pression positive (méthacrylate de méthyle) (PMMA) chambre avec un arrestance de particules à haute efficacité (HEPA) -filtered système de circulation d&#39;air (Figure 1, B, C). L&#39;intérieur de l&#39;imprimante peut être stérilisé en utilisant des sources de lumière ultraviolette intégrées (Figure 1, D). La composante centrale de la bioprinter est un robot de positionnement entièrement programmable qui peut reproductible placer un embout de distribution avec une précision de 10 microns (Figure 1, E). Il existe trois distributeurs qui sont capables de déposer des volumes aussi petits que 230 nl aide d&#39;une vis rotative (Figure 1, F). Ils sont indépendamment programmable à l&#39;aide des ordinateurs distincts qui régissent les paramètres d&#39;impression pour chaque distributeur (figure 1, G). Rotary-vis de distribution utilise la rotation d&#39;une vis motorisé pour se déplacer vers le bas bioink une seringue et sur l&#39;embout de la seringue. Ces distributeurs sont montés sur un pneumatiqueOutil Nest ment contrôlée (figure 2A, B), ce qui permet au robot de passer distributeur monté sur le bras robotisé de l&#39;axe Z sous contrôle programmé (Figure 1, H). Le robot XYZ reçoit des instructions d&#39;impression à partir d&#39;un logiciel de conception ordinateur exécutant (Figure 1, I). Chaque programme contient les emplacements de distribution, les routines de calibrage, et des protocoles de distribution changeante. La conception de constructions générées compose essentiellement de la coordonnées XYZ où chaque distributeur se déposer de la matière. Le bioprinter comprend deux capteurs de lumière optiques (figure 2C) qui déterminent les coordonnées XYZ de l&#39;extrémité de pointe de la seringue. Ces capteurs envoient des informations de coordonnées de robot, qui les utilise pour calculer les positions des extrémités de pointe de distribution. Il est un laser de déplacement supplémentaire (figure 2D) qui projette un 633 nm diode rouge faisceau laser de la taille du spot 30 x 100 micromètres pour mesurer la distance avec un accuracy de 0,1 micromètre. Lorsque le faisceau est fortement axé le robot détermine la distance en Z de la surface d&#39;impression. Cette mesure, et l&#39;optique de mesure de l&#39;extrémité de pointe en Z des capteurs de lumière, permet le calcul de Z coordonnées exactes utilisé pour placer la pointe du distributeur par rapport à la surface d&#39;impression. Les pointes de distribution se déplacent latéralement et verticalement à travers le capteur de lumière optique X-axe orienté de trouver les centres Y et Z, et latéralement à travers un capteur d&#39;axe Y pour trouver le centre de l&#39;axe-X. La surface d&#39;impression est mappé en utilisant la formule pour une surface plane dans l&#39;espace xyz: ax + by + cz = D pour déterminer où la surface est par rapport à la position de l&#39;extrémité de la pointe de distribution. L&#39;étape d&#39;impression (Figure 1, J) occupe une boîte de Petri de l&#39;échantillon de 80 mm de diamètre et utilise un bain d&#39;eau de remise en circulation pour maintenir la température de consigne (Figure 1, K). Température de l&#39;étage peut être réglée dans une plage de -20 et reste stable au sein. Il ya une caméra USB montésur le robot à bras en Z pour fournir une vue agrandie de l&#39;embout de distribution au cours du processus d&#39;impression (Figure 1, L). Il y a une seconde caméra montée vers le haut de l&#39;intérieur de la chambre qui fournit une représentation complète de la bioprinter pendant le processus d&#39;impression (figure 1, L). Un logiciel de dessin de conception assistée par ordinateur détermine le motif de dépôt et permet à l&#39;utilisateur de générer des gouttelettes espacées de façon incrémentielle et des structures complexes (figure 3). Voies en trois dimensions peuvent être codées manuellement dans le logiciel de conception imprimante compatible ou importées à partir d&#39;un logiciel séparé assistée par ordinateur dessin de conception (figure 4, tableau 1). Le logiciel d&#39;impression compatible permet variations des paramètres d&#39;impression tels que le procédé de dépôt (dépôt de gouttelettes unique ou dépôt en continu de la voie), de la géométrie en trois dimensions des voies, la vitesse de dépôt, la distance entre l&#39;extrémité d&#39;embout de seringue et substTaux surface d&#39;impression, la quantité de temps pour déposer une goutte individuelle, et la hauteur et la vitesse de la seringue est levée entre le dépôt des gouttes. Chaque programme contient XYZ lieux de distribution, les routines de calibrage de pointe, et des protocoles de distribution changeante de fournir un environnement stérile, sans intervention de l&#39;opérateur, lors de l&#39;impression. Le contrôleur logique programmable (PLC) du robot reçoit des instructions de l&#39;ordinateur exécutant le logiciel de conception et de contrôle le calendrier des événements à partir des contrôleurs externes (par exemple, les distributeurs). Pour ce faire, l&#39;automate utilise un mécanisme de bouclage pour contrôler les distributeurs , dispositif de positionnement robotique, et les facteurs environnementaux. Trois dimensions bioprinting écriture directe utilisant un système de distribution de liquide rotatif-vis permet le processus de dépôt de cellules pour être plus efficace, plus précis et plus facile que les méthodes précédentes. Cette étude montre l&#39;bioprinter construit sur mesure est capable de générer des CEhydrogel constructions de LL-chargé avec la viabilité cellulaire élevée.

<table><tbody><tr><td>Robot de positionnement (JR2000 XYZ)</td><td>Janome&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Distributeurs : Entraînement linéaire SDAV SmartDispensers</td><td>Fishman Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capteurs de lumière optique :&nbsp ;</td><td>Keyensce</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laser à déplacement : OD Mini</td><td>SICK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bain d’eau à recirculation : Polystat</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-12122-02</td><td></td></tr><tr><td>Caméras USB : Dino-Lite Premier 5MP</td><td>AnMo Electrionics/YSC Technologies</td><td>AD7013MT</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel de conception informatique compatible avec l’imprimante : JR-C Points</td><td>Janome</td><td></td><td>Livré avec l’achat du robot Janome</td></tr><tr><td>Logiciel de dessin de conception assistée par ordinateur : Visual PathBuilder</td><td>RatioServ</td><td></td><td>Peut être téléchargé à l’adresse suivante : www.ratioserv.com/index.php/downloads</td></tr><tr><td>Imprimante 3 cc Seringues :&nbsp ;</td><td>Fishman Corporation</td><td>122051</td><td></td></tr><tr><td>22 g Distributeurs d’embouts</td><td>Fishman Corporation</td><td>Z520122&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10035-04-8</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure</td><td>de sodium Sigma-Aldrich</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>Gélatine porcine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9000-70-8</td><td></td></tr><tr><td>Dioxyde de titane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13462-67-7</td><td></td></tr><tr><td>Alginate protanal LF 20/40 (alginate de sodium)</td><td>FMC BioPolymer</td><td>9005-38-3</td><td></td></tr><tr><td>Acide chlorhydrique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Éthylène glycol</td><td>Mallinckrodt Baker, Inc</td><td>9300-01</td><td></td></tr><tr><td>Periodate de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7790-28-5</td><td></td></tr><tr><td>hADSC</td><td>Lonza</td><td>PT-5006</td><td>Conserver dans des flacons dans de l’azote liquide jusqu’à utilisation.</td></tr><tr><td>Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium</td><td>Gibco Life Technologies</td><td>11965-092</td><td>Chaud en 37 &deg ; C avant utilisation.</td></tr><tr><td>Trypsine/EDTA</td><td>Lonza</td><td>CC-5012</td><td>Chaud en 37 &deg ; C avant utilisation.</td></tr><tr><td>Calcein AM</td><td>Gibco Life Technologies</td><td>C3100MP</td><td>Stocker dans l’obscurité à -80 &deg ; C jusqu’à l’utilisation.</td></tr><tr><td>Kit d’analyse de viabilité des mammifères vivants/morts</td><td>Invitrogen Life Technologies</td><td>L-3224</td><td>Stocker dans l’obscurité à -80 &deg ; C jusqu’à l’utilisation.</td></tr><tr><td>MES Hydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2933</td><td></td></tr><tr><td>N-Hydroxysuccinimide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>130672</td><td></td></tr><tr><td>1-éthyl-(diméthylaminopropyl) carbodiimide (EDC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E1769&nbsp ;</td><td>10 grammes</td></tr><tr>Les <td>technologies de vie</td> <td>salines tamponnées au phosphate, + calcium, + magnésium de Dulbecco</td><td>14040133</td><td>chaud en 37 &deg ; C avant utilisation.</td></tr>Les <tr><td>technologies de vie</td> <td>saline, -calcium, -magnésium tamponnées au phosphate de Dulbecco</td><td>14190144</td><td>chaudes en 37 &deg ; C avant utilisation.</td></tr><tr><td>RGD Peptides</td><td>International Peptides</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 546 Phalloidin Stain</td><td>Invitrogen Life Technologies</td><td>A22283</td><td>Magasinez à -20 &deg ; C jusqu’à l’utilisation</td></tr><tr><td>(4', 6-Diamidino-2-Phénylindole, Dichlorhydrate) (DAPI) Stain</td><td>Life Technologies</td><td>R37606</td><td>Conserver à -20 &deg ; C jusqu’à l’utilisation</td></tr></tbody></table>

viabilité de bioprinted cellulaires constructions utilisation d&#39;une imprimante cartésienne distributeur trois

Viability of Bioprinted Cellular Constructs Using a Three Dispenser Cartesian Printer

L’ingénierie tissulaire s’est concentrée sur la construction de remplacements pour les tissus non fonctionnels ou endommagés. L’utilisation de la bio-impression tridimensionnelle dans l’ingénierie tissulaire a généré de nouvelles méthodes d’impression de cellules et de matrices pour fabriquer des constructions tissulaires biomimétiques. La méthode de fabrication solide de forme libre (SFF) développée pour la bio-impression tridimensionnelle utilise une approche de fabrication additive en déposant des gouttelettes de cellules et d’hydrogels couche par couche. La fabrication de la bio-impression dépend du placement spécifique des matériaux biologiques dans des architectures tridimensionnelles, et les constructions imprimées doivent imiter étroitement l’organisation complexe des cellules et des matrices extracellulaires dans les tissus natifs. Cet article met en évidence l’utilisation de l’imprimante Palmetto, une bio-imprimante cartésienne, ainsi que le processus de production de constructions viables organisées dans l’espace tout en permettant le contrôle des facteurs environnementaux. Cette méthodologie utilise la conception et la fabrication assistées par ordinateur pour produire ces géométries spécifiques et complexes. Enfin, cette approche permet la production reproductible de constructions fabriquées optimisées par des paramètres d’impression contrôlables.

Les résultats démontrent la bioprinter est capable de déposer des cellules hydrogels chargés dans des emplacements spécifiques en trois dimensions précise et cohérente en utilisant le logiciel assisté par ordinateur. Ces logiciels de déterminer l&#39;emplacement de chaque gouttelette et le contrôle de nombreux paramètres de distribution (figure 3,4). La répétabilité de la bioprinter à déposer de manière appropriée biomatériaux est essentielle à sa réussite dans les applications d&#39;ingénierie tissulai...

Une bio-imprimante cartésienne a été conçue et fabriquée pour permettre le dépôt de plusieurs matériaux dans des géométries précises et reproductibles, tout en permettant le contrôle des facteurs environnementaux. À l’aide de la bio-imprimante tridimensionnelle, des constructions complexes et viables peuvent être imprimées et facilement reproduites.

Viabilité de Bioprinted cellulaires constructions Utilisation d&#39;une imprimante cartésienne Distributeur Trois

Tissue engineering has centralized its focus on the construction of replacements for non-functional or damaged tissue. The utilization of ...

L'objectif général de cette procédure est de générer des constructions viables chargées de cellules et présentant une géométrie complexe à l'aide d'une imprimante 3D biologique. Cela est réalisé en isolant d'abord des cellules souches mésenchymateuses humaines issues du tissu adipeux en culture. Ensuite, les cellules sont mélangées à un bio-encre d'alginate fraîchement préparée, oxydée et conjuguée au peptide RGD.Dans la dernière étape, la cellule LA dans le biomatériau est extrudée par bioprinting. Enfin, la microscopie confocale est utilisée pour analyser la viabilité, la prolifération et la migration des cellules imprimées. Le principal avantage de cette procédure par rapport aux procédures existantes, telles que la formation de supports et l'ensemencement cellulaire, est qu'avec notre méthode, vous pouvez placer directement les cellules et les agrégats cellulaires exactement là où ils doivent être pour former le tissu.La procédure sera démontrée aujourd'hui par Sarah Grace Dennis, étudiante diplômée de mon laboratoire. Commencez par ensemencer 350 000 cellules stromales de tissu adipeux humain dans un flacon T75 traité contenant 15 millilitres de TMEM à faible teneur en glucose, afin de les amplifier dans une incubateur de culture cellulaire. Lorsque la culture atteint 80 % de confluence, retirez le milieu et rincez les cellules avec cinq millilitres de DPBS sans calcium ni magnésium.Ensuite, incuber les cellules dans cinq millilitres de trypsine et de DPBS pendant deux minutes à 37 degrés Celsius ; lorsque les cellules se sont détachées, arrêter la réaction enzymatique avec trois millilitres de milieu de culture cellulaire et transférer les cellules dans un tube conique de 50 millilitres. Puis, centrifuger les cellules et resuspendre le culot dans deux millilitres de milieu de culture cellulaire. Ensuite, compter les cellules, transférer un aliquot de 1,3 × 10⁶ cellules dans un tube conique de 15 millilitres et centrifuger à nouveau les cellules.Suspendre le culot dans un millilitre d’encre biologique fraîchement préparée, en veillant à répartir de manière homogène les cellules dans la solution aqueuse d’alginate. Ensuite, charger les cellules dans une seringue stérile compatible imprimante de trois millilitres et visser une pointe plastique stérile de calibre 22. Allumer maintenant l’imprimante biologique, chacun des ordinateurs de distribution et le bain d’eau à circulation. Régler manuellement la température du bain à quatre degrés Celsius pour le mécanisme d'aspiration et les paramètres d'impression pour chaque distributeur sur l'ordinateur correspondant au distributeur. Régler le volume de distribution à 230 nanolitres, le nombre d'étapes arrière à zéro et la vitesse de distribution à 10 microlitres par seconde. Ensuite, ouvrir le logiciel de conception et le programme permettant de visualiser l'affichage de la caméra USB sur l'ordinateur.Ensuite, saisissez manuellement les coordonnées d'un réseau de cinq par cinq points avec un espacement de 2,4 millimètres entre les gouttes. Enregistrez le programme et envoyez-le au robot. Puis placez une boîte de Pétri contenant de la gélatine et du dioxyde de titane sur le plateau d'impression à quatre degrés Celsius et fermez puis verrouillez la porte de la chambre.À l'aide du contrôleur logique programmable, initialiser les sources de lumière ultraviolette afin de stériliser la chambre. Après 90 secondes, ouvrir la chambre et charger la seringue contenant la suspension de cellules souches mésenchymateuses issues du tissu adipeux humain dans le pistolet n°1, fermer et verrouiller la porte de la chambre, puis utiliser le contrôleur logique programmable pour activer le système de ventilation. Attendre 30 secondes afin que la pression interne s'équilibre, puis exécuter le programme contenant le trajet géométrique et les paramètres d'impression tout au long du processus d'impression.Surveillez l'affichage de la caméra USB sur l'ordinateur pour confirmer une impression précise et uniforme. Pour quantifier la viabilité des constructions bioprintées, immergez-les dans une solution colorante fraîchement préparée. Ensuite, placez les constructions au réfrigérateur pendant 15 minutes à l'abri de la lumière afin de laisser le colorant fixer.Ensuite, à l’aide d’une image au microscope confocal, si les cellules apparaissent jaunes ou vertes, classer les constructions marquées comme vivantes ; si elles sont rouges, les cellules sont mortes. Comme le montrent ces résultats, l’impression biologique facilite le dépôt précis et reproductible d’aides cellulaires et d’hydrogels à des emplacements tridimensionnels spécifiques à l’aide d’un logiciel informatisé. Le logiciel détermine la position de chaque goutte et contrôle de nombreux paramètres de distribution.Une des exigences d'une technique de bioprinting réussie est que les cellules restent viables ici. Les cellules imprimées dans de l'encre bio-alginique comme vient de l'être ont été analysées une heure et huit jours après l'impression, avec 98 % des cellules apparaissant vertes et viables au jour zéro et 95 % au jour huit. Comme la coloration rouge l'indique, peu de cellules mortes ont été observées à l'un ou l'autre des points temporels, confirmant ainsi l'adéquation de l'encre alternative pour la bioprinting.En outre, l'encre d'alginate conjuguée au RGD améliore l'attachement des cellules aux structures imprimées, ce qui entraîne une meilleure dispersion et prolifération cellulaires, comme quantifié dans trois zones distinctes de l'hydrogel au jour zéro et au jour huit. Ici, la qualité de la conjugaison du peptide RGD sur l'encre bio Ginnet a été comparée à celle de l'utilisation de l'encre bio Ginnet seule au jour huit. La dispersion cellulaire observée dans l'échantillon coloré avec le Ginnet conjugué au RGD indiquait une incorporation réussie du peptide sur le Ginnet, un phénomène clairement absent dans les échantillons d'impression biologique non conjugués après leur développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine du génie tissulaire pour explorer la fabrication additive comme moyen d'assembler des constructions vivantes conçues.

viability-bioprinted-cellular-constructs-using-three-dispenser

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Les méthodes décrites dans le présent document montrent comment convertir une imprimante à jet d'encre commerciale dans un bioprinter la polymérisation UV simultanée. L'imprimante est capable de construire une structure de tissu 3D avec des cellules et des biomatériaux. L'étude a démontré ici construit une néocartilage 3D.

Fabrication de tissus de cartilage humain en utilisant trois dimensions jet d&#39;encre Technologie d&#39;impression

Nous décrivons un ensemble de protocoles qui fournissent ensemble un hydrogel bioink de tissus imitant avec lesquels des constructions fonctionnelles et viables 3-D tissus peuvent être bioprinted pour une utilisation dans des applications in vitro de dépistage.

Bioprinting cellularisées Constructs Utilisation d&#39;un spécifique de tissu Hydrogel Bioink

Ce protocole décrit une méthodologie de bio-impression utilisant un système de dépôt robotisé automatisé qui intègre des indices de guidage topographique gravés avec le dépôt précis d’une bio-encre en hydrogel portant des cellules. Les cellules imprimées sont directement livrées aux éléments gravés et sont capables de détecter et de s’orienter avec eux.

Automated Robotic Dispensing Technique d&#39;orientation de surface et Bioprinting de cellules

Ce protocole décrit la bioprinture 3D du tissu cardiaque sans l'utilisation de biomatériaux. Les plaques cardiovasculaires bioprinées 3D présentent une intégration mécanique des sphéroïdes constitutifs et sont très prometteuses dans la régénération des tissus cardiaques et comme modèles 3D de maladies cardiaques.

Création d&#39;un tissu cardiaque exposant l&#39;intégration mécanique des sphéroïdes à l&#39;aide de la bioprinterie 3D

Nous fournissons un protocole généralisé basé sur une stratégie de bioprinting microfluidiques pour génie un lit vasculaire microfibreux, où un type de cellule secondaire pourrait être encore semé dans l’espace interstitiel de cette structure microfibreux pour générer des organoids et des tissus vascularisés.

Microfluidique Bioprinting génie vascularisé tissus et organoïdes

Cartilage et peau analogues ont été bioprinted à l’aide d’un bioink de nanocellulose-alginate basé. Les bioinks ont été cellularized avant l’impression via une unité de mixage passive seule étape. Les constructions ont été démontrées pour être uniformément cellularized, ont la grande viabilité et présentent des marqueurs de différenciation favorables.

Bioprinting du Cartilage et peau tissus analogues utilisant un roman passif unité Technique de mélange pour Bioink Precellularization

Nous avons développé un modèle de cancer du sein hétérogènes constituées de cellules immortalisées de tumeur et fibroblastes incorporés dans un bioink d’alginate/gélatine bioprintable. Le modèle récapitule le microenvironnement de tumeurs in vivo et facilite la formation des sphéroïdes multicellulaires de tumeur, ce qui donne à comprendre les mécanismes conduisant la tumorigenèse.

Bioprintable Alginate/gélatine Hydrogel 3D In Vitro systèmes modèles induisent la Formation de sphéroïde de cellule

Les volets d’ingénierie nécessitent un réseau vasculaire fonctionnel intégré. Dans ce protocole, nous présentons une méthode de fabrication d’un lambeau de tissu imprimé en 3D contenant un réseau vasculaire hiérarchique et ses anastomoses microchirurgicales directes à l’artère fémorale du rat.

Fabrication de volets vasculaires artificiels à l’aide de technologies d’impression 3D

Le traitement par cisaillement pendant la formation d’hydrogel entraîne la production de suspensions de microgel qui cisaillent mais se restructurent rapidement après l’élimination des forces de cisaillement. Ces matériaux ont été utilisés comme matrice de support pour la bio-impression de structures complexes chargées de cellules. Ici, les méthodes utilisées pour fabriquer le lit de support et les bio-encres compatibles sont décrites.

Gels fluides d’agarose formés par traitement de cisaillement pendant la gélification pour la bio-impression 3D en suspension

Cette étude présente un nouveau bain suspendu sous-microgel κ-carraghénane, présentant des propriétés de transition réversibles remarquables de brouillage-déblocage. Ces attributs contribuent à la construction de tissus et d’organes biomimétiques dans la bio-impression 3D intégrée. L’impression réussie de tissus de type cœur/œsophage avec une résolution élevée et une croissance cellulaire démontre des applications de bio-impression et d’ingénierie tissulaire de haute qualité.

Bio-impression intégrée de structures tissulaires à l’aide d’un milieu sous-microgel κ-carraghénane

Les extraits solubles de membrane basale sont les matrices biologiques les plus largement utilisées dans la recherche sur le cancer, mais leur comportement rhéologique complexe rend leur bio-impression difficile avec les systèmes de bio-impression disponibles dans le commerce. Ce travail présente une stratégie de bio-impression personnalisée pour produire des constructions matricielles pures avec une bonne fidélité de forme en couches simples et multiples.

Conception et validation d’une bio-imprimante à extrusion volumétrique pour la bio-impression d’extrait soluble de membrane basale pour la recherche translationnelle

Découvrez la bioprinting de cellules stromales du tissu adipeux humain avec bio-encre d'alginate RGD conjugué. Cette méthode permet un placement précis des cellules pour l'ingénierie tissulaire et améliore la viabilité cellulaire.

Viabilité de Bioprinted cellulaires constructions Utilisation d'une imprimante cartésienne Distributeur Trois

Explorer plus de vidéos