Suivi et quantification des processus de développement des

L'objectif général de l'utilisation de logiciels d'analyse d'image en biologie du développement est d'obtenir des données quantitatives pour des modèles mécanistiques des processus biologiques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en biologie du développement, telles que : comment analyser quantitativement les phénotypes de mutants ? Le principal avantage de cette méthodologie est qu'elle permet aux chercheurs d'identifier des altérations dans les processus biologiques et les phénomènes développementaux de manière impartiale.

Bien que cette méthode puisse être utilisée pour étudier le développement et la morphogenèse de Sea elegance, elle peut également s'appliquer à d'autres organismes modèles tels que Josepha. La reconstruction de la forme cellulaire à l'aide de l'IOD sera démontrée par Cina Leman, étudiante au doctorat dans mon laboratoire. Après avoir installé le programme IM MOD, ouvrez le terminal eunuch et saisissez « Im mod » dans la fenêtre IM mod. Sélectionnez le fichier contenant les données brutes appropriées afin de générer un modèle 3D, puis utilisez la fenêtre d'information pour localiser la partie inférieure et supérieure des objets dans la fenêtre zap.

Dans la fenêtre d'information, tracez à nouveau les contours des cellules en créant le premier contour au plan supérieur de chaque cellule, en prenant soin de créer un nouvel objet pour chaque cellule. Ensuite, faites défiler vers le bas en Z et créez un nouveau contour pour chaque plan Z, puis créez successivement un nouvel objet pour chaque cellule. Après avoir délimité autant de cellules que nécessaire pour le modèle, ouvrez la fenêtre de vue du modèle pour examiner les objets et leurs contours.

Ensuite, dans la barre d'outils de la vue du modèle, sélectionnez modification et objets. La fenêtre d'édition respective s'ouvrira pour modéliser toutes les cellules comme des objets pleins et fermés. Choisissez maillage comme type de données de dessin et remplissage comme style de dessin.

Cliquez sur maillage et cochez l'option bouchon. Ensuite, sélectionnez autant d'objets que nécessaire et cliquez sur mailler. Le programme générera des objets pleins à partir des piles de contours.

Modifier l'échelle Z dans la fenêtre de visualisation pour ajuster le facteur d'échantillonnage Z selon les besoins. Ensuite, dans le menu édition, sélectionner l'option d'affichage pour faire pivoter les objets en 3D, enregistrer des captures d'écran ou des vidéos des cellules selon les besoins afin de suivre les objets issus des enregistrements fluorescents en laps de temps. En utilisant d'abord NDR, convertir les données brutes en un fichier TIFF.

Ensuite, ouvrez le fichier. En fin de goutte, sélectionnez l'icône du visualiseur 2D et cliquez sur l'icône d'ajustement de la plage pour régler l'histogramme dans le menu des données.

Sélectionnez le fichier, le nom, l'image, le jeu, le canal, définissez la résolution X, Y, Z et saisissez les valeurs X, Y et Z. Pour annoter les noyaux, accédez au plan d'intérêt et sélectionnez à nouveau le visualiseur 2D. Ensuite, sélectionnez lignée dans le menu déroulant et choisissez nouvelle lignée.

Cliquez et faites glisser sur le noyau d'intérêt à marquer. Ensuite, cliquez avec le bouton droit sur le noyau et choisissez « Renommer la particule ». Dans le menu déroulant, saisissez un nom pour la particule, puis faites glisser l'icône fléchée pour modifier le diamètre du cercle.

Ensuite, cliquez sur l'icône de droite pour marquer le plan central du noyau. Puis, pour avancer dans le temps et selon le plan, sélectionnez les options d'image et de Z dans la barre d'outils inférieure et ajustez la position ou la taille du cercle qui marque le noyau en conséquence, jusqu'à ce que la cellule suivie se divise. Lorsqu'une division cellulaire est observée, marquez les noyaux des cellules filles et cliquez sur l'icône fenêtre pour passer à la lignée.

Le visionneur marque simultanément les trois noyaux et sélectionne « associer au parent » dans l'option lignée. Ensuite, lorsque toutes les cellules ont été suivies, cliquez sur le nom du fichier et passez au canal. Marquez le résidu de division cellulaire pour analyser quantitativement l'écoulement cortical à l'aide d'un logiciel de symétrie de vélocité par images de particules.

Chargez les nouveaux fichiers d'image dans pif lab et sélectionnez le style de séquençage. 1, 2, 2, 3. Ensuite, accédez au répertoire contenant la séquence d'images souhaitée.

Sélectionnez les images et cliquez sur ajouter pour importer les images. Ensuite, dans les paramètres d'analyse, sélectionnez les exclusions. Masque de la zone d'intérêt et utilisez le bouton.

Dessinez des masques pour l’image actuelle afin de désactiver la partie indésirable des images dans les paramètres d’analyse. Sélectionnez à nouveau les paramètres PIF et choisissez la déformation de fenêtre par transformation de Fourier rapide comme algorithme PIF souhaité. Pour le premier passage, saisissez une valeur de zone d’interrogation de 64 pixels avec un pas de 32 pour le deuxième passage.

Saisissez une valeur de zone d'interrogation de 32 pixels avec un pas de 16. Ensuite, sélectionnez « linéaire » dans le menu déroulant de déformation de fenêtre et choisissez la méthode gaussienne deux par trois points pour l'estimation du déplacement sous-pixélisé. Sélectionnez maintenant « analyser » dans le menu d'analyse et choisissez « analyser toutes les images » dans le post-traitement, sélectionnez la validation des vecteurs dans le menu de post-traitement et appliquez un seuil de filtre d'écart type de sept à toutes les images depuis le menu de tracé.

Sélectionnez les paramètres dérivés. Modifiez les données suivies par les vecteurs, les pixels par image, puis ajustez la fluidité des vecteurs et le filtre passe-haut. Après avoir appliqué ces réglages à toutes les images, définissez le nombre d'images utilisées sur un pour terminer.

Cliquez enfin sur le bouton « calculer les vecteurs moyens » pour mesurer les vecteurs moyens de toutes les images, en se concentrant sur la rotation du gonade d'adultes de type sauvage de C. elegans, comme vient d'être démontré. Un modèle 3D des cellules germinales est généré à partir des données de microscopie, permettant d'analyser les changements de taille cellulaire qui se produisent lorsque les cellules passent du bras distal au bras proximal du tube germinatif, à l'aide d'une microscopie temporelle en deux couleurs. Les modèles obtenus par fusion de protéines d'histone linéaires et de myosine non musculaire dans l'ARN illustrent le schéma stéréotypé d'héritage des vestiges de division cellulaire.

En outre, à partir des données linéaires, les trajectoires de chaque cellule L et de chaque résidu de division cellulaire, ainsi que leur corrélation avec le moment de la division cellulaire, peuvent être obtenues dans cette expérience. Une microscopie en laps de temps à court terme avec une résolution temporelle élevée de la myosine non musculaire corticale de type deux a été réalisée afin d'évaluer les différences dans la dynamique du flux cortical polarisant entre des embryons de type sauvage et des embryons privés de la protéine RGA trois activant la GTPase ROW, comme prévu. Le flux observé dans les embryons de type sauvage était principalement orienté selon l'axe longitudinal de l'embryon.

Bien que le flux dans l'embryon soumis à une interférence ARN par RGA soit orthogonal à cet axe, comme le montre clairement l'analyse PIP. Une fois maîtrisée, la segmentation manuelle d'objets complexes et le suivi cellulaire au cours du développement embryonnaire peuvent être réalisés en quelques heures, à condition de procéder correctement au suivi des cellules et des objets. Il est important de veiller à définir une résolution temporelle appropriée afin de ne pas perdre l'objet durant l'analyse en utilisant les trois outils décrits ici.

Une analyse statistique peut également être effectuée pour répondre à des questions concernant la variabilité ou simplement pour comparer différents embryons. La mise en œuvre de logiciels d'analyse d'images quantitative nous permet, ainsi qu'à d'autres biologistes du développement comme nous, d'explorer les mécanismes morphogénétiques du développement à un niveau de détail sans précédent. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'utiliser un ensemble varié d'outils logiciels pour réaliser une analyse quantitative d'images.