Name: Intra-iliaque Artère injection pour la modélisation efficace et sélective des métastases osseuses Microscopique (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Découvrez l'injection intra-iliaque pour modéliser les métastases osseuses microscopiques chez la souris. Cette technique permet d'étudier les interactions entre cellules cancéreuses du sein et microenvironnement osseux avec un taux de réussite élevé.

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La recherche dans le laboratoire de Zhang a été soutenue par X. H.-F. Le NCI CA151293, CA183878, Breast Cancer Research Foundation, U.S. Department of Defense DAMD W81XWH-13-1-0195, un Pilot Award of CA149196-04, McNair Medical Institute et par H.W.'s U.S. Department of Defense DAMD W81XWH-13-1-0296.

Tous les travaux de l&#39;animal a été fait conformément aux directives de protection des animaux du Baylor College of Medicine. 1. Préparation des cellules Remarque: Les différentes lignées de cellules cancéreuses peuvent être utilisés pour l&#39;injection en fonction AII fins de recherche. Nous avons utilisé des lignées de cellules de cancer du sein MCF7, 4T1, 4T07, MDA-MB-361, MDA-MB-231, MDA-MB-436 et la lignée cellulaire de cancer de la prostate C4-2 dans notre recherche. Nous utilisons généralement à la fois GFP et luciole cellules cancéreuses luciférase marqué pour notre étude et nous montrons quelques données ici à partir de la lignée cellulaire MCF7 GFP-luciférase marqué. <ol><li> Maintenir les cellules dans du DMEM contenant 10% de FBS et 0,1 mg / ml de pénicilline-streptomycine à 37 ° C dans 5% de CO2. </li><li> Avant injection IIA, trypsiniser cellules à 80 - 90% de confluence avec 0,25% de solution / EDTA trypsine. Utilisez PBS froide pour laver les cellules deux fois, et remettre en suspension les cellules dans 10 ml de PBS pour le comptage des cellules. Pour supprimer PBS, les cellules de centrifugation à 800 g pendant 5 min. </li><li> cellules Re-suspendreà une concentration de 5 x 10 6 cellules / ml dans du PBS glacé. </li><li> Utilisez 100 GFP pi et les cellules cancéreuses luciole luciférase marqué pour l&#39;injection IIA d&#39;une souris. Remarque:. Par conséquent, le nombre de cellules reçues par chaque animal est de 5 x 10 5 Ce nombre peut être nécessaire de modifier en fonction de l&#39;agressivité des lignées cellulaires. </li><li> Gardez des suspensions de cellules sur la glace. Note: Les vibrations peuvent être nécessaires pour empêcher l&#39;agrégation des cellules toutes les quelques minutes jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit prêt pour l&#39;injection. Pour certaines lignées de cellules (comme MDA-MB-231), des procédures plus strictes (par exemple, en passant par 45 um tamis cellulaire) peuvent être nécessaires pour empêcher l&#39; agrégation. S&#39;il vous plaît noter que le sabot des navires peut provoquer une nécrose des tissus, et donc confondre les expériences. </li></ol> 2. Préparation des animaux <ol><li> Pour la gestion de la douleur animale, donner 5 mg / kg / jour carprofène (ou un autre analgésique) avec supplément alimentaire pour les souris pas moins de 24 heures avant la chirurgie. Administrerune dose de 0,1 mg / ml de buprénorphine sous-cutanée 60 minutes avant l&#39;intervention chirurgicale. Remarque: une procédure facultative consiste à implanter estradiol palette dans le dos des animaux pour fournir estradiol supplémentaire. Cela permettra d&#39; accélérer le grossissement des cellules ER + cancer (par exemple, cellules MCF-7) 9. </li><li> Anesthésier a 4 - souris âgées de 6 semaines (environ 20 g) avec de la kétamine (80 - 100 mg / kg) et de xylazine (10 -12,5 mg / ml) par injection intrapéritonéale. </li><li> Confirmer le niveau approprié de la sédation d&#39;une souris de 20 g par pincement de l&#39; orteil et l&#39;observation d&#39;une réduction de 50% de la fréquence respiratoire et rose des muqueuses (par exemple, la peau de l&#39; oreille de la souris et de la peau de la patte). Gardez le contrôle de ces signes vitaux toutes les 15 min pendant la chirurgie. Remarque: Aucun mouvement de l&#39;animal indique que l&#39;animal est suffisamment anesthésié et prêt pour la chirurgie. </li><li> Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse. </li><li> Rasez la souris sur le bas-ventre, en particulier la région de l&#39;aine droite où la chirurgie et l&#39;injection seraprend place. Note: Ceci est pas nécessaire si la souris nude athymiques sont utilisés. </li><li> Placez la souris sur le dos, les jambes se propager dans leurs positions naturelles et de coller les orteils au carton de dissection mobile avec du ruban adhésif. </li><li> Essuyez la région de l&#39;aine droite avec 70% d&#39;éthanol isopropylique imbibés des cotons-tiges stériles, puis avec de la bétadine récurer chirurgicale plusieurs fois. </li></ol> 3. La Veine iliaque commune et Artère Lieu et séparation <ol><li> Faire une incision de la peau de 1,0 - 1,2 cm de long entre le 4 e et 5 e mamelons dans l&#39;abdomen inférieur droit, en utilisant # 10 carbone lames de scalpels en acier stériles maintenues dans une poignée n ° 3. Ensuite, utilisez un drap chirurgical stérile pour couvrir le corps de l&#39;animal à l&#39;exception du site d&#39;incision. </li><li> Déplacer l&#39;animal à banc norme top dissection microscope. Utilisez un grossissement de 4X pour injection. </li><li> 4X sous grossissement du microscope à dissection, insérer une pince de séparation entre émoussées le tissu adipeux et le peritoneum, et pousser les tissus vers l&#39; extérieur sur les deux côtés pour exposer les vaisseaux iliaques et des nerfs (voir Figure 1). Remarque: L&#39;artère entre l&#39;aorte de la ligne médiane et la partie inférieure des branches de l&#39;artère est appelée artère iliaque commune. Ceci est le lieu de l&#39;injection. </li><li> Utilisez une paire de pinces fines droites pour briser le tissu conjonctif (comme une membrane) entre les navires et le nerf, plus près des vaisseaux. </li><li> Mettez les pinces fines droites à la main gauche. Prenez une paire de pinces fines à angle en utilisant la main droite. Insérez la pince de la main droite en même position où les tissus conjonctifs ont été brisées. Et puis coller la pince de la main droite à travers, sous les navires. </li><li> Dans le même temps, insérez la pince de la main gauche dans les tissus conjonctifs sur le côté gauche des vaisseaux pour guider la pince de la main droite en passant par. </li><li> Une fois que la pince de la main droite obtient sous les vaisseaux, essayer de séparer les vaisseaux de la ti environnantessu un peu plus, puis les garder au-dessus de la pince de la main droite. </li><li> Utilisez une pince de la main gauche pour délivrer la pointe d&#39;une suture 4-0 en soie à la pince de la main droite, puis tirez la suture doucement et lentement à travers sous les vaisseaux. Note: Maintenant , les deux navires de la veine et l&#39; artère communes sont soulevées par la suture (voir la figure 2). </li></ol> 4. Injection et post-injection de soins <ol><li> Préparer les cellules pour l&#39;injection dans un 31 G seringue à insuline. Utiliser 100 ul de suspension cellulaire dans du PBS par injection. Assurez-vous de la pipette de haut en bas plusieurs fois pour séparer les cellules et éviter l&#39;agrégation de telle sorte que les cellules injectées ne seront pas obstruer et bloquer le flux sanguin. </li><li> Avec la pince à angle dans la main gauche, placez la pince sous les navires le long de la direction de la suture, puis ouvrez les deux bras de la pince, ayant les navires détenus doucement sur la pince. Remarque: L&#39;intervalle entre les deux branches de la pince sera l&#39;iSite njection. </li><li> Tenez le G aiguille 31 avec 100 suspensions cellulaires ul dans la main droite, avec le biseau de l&#39;aiguille vers le haut, prêt pour l&#39;injection. </li><li> Insérez l&#39;aiguille dans la lumière de l&#39;artère (sang entrera dans la pointe de l&#39;aiguille). Poussez ensuite la suspension cellulaire lentement pour injecter les cellules. La suspension cellulaire va repousser le sang rouge dans le récipient. Essayez de ne pas briser les vaisseaux ou d&#39;une fuite de la suspension cellulaire sur. </li><li> Lorsque l&#39;injection est terminée, tirez doucement l&#39;aiguille et maintenez les vaisseaux sur la pince de la main gauche pour arrêter le saignement. Puis arracher la suture. </li><li> Retirez les pinces de la main gauche, et d&#39;utiliser rapidement un coton-tige pour presser la zone d&#39;incision de l&#39;artère pour arrêter le saignement. Remarque: En général, 5-10 min pression continue est suffisante pour arrêter le saignement. </li><li> Lorsque le saignement arrête, utiliser la colle de peau pour fermer les bords de la peau de la zone de la chirurgie. Faire une marque auriculaire, et vérifier la signalisation pour examiner la répartition des cellules injectées bioluminescence. &lt;br /&gt; Note: Une injection réussie se traduira par une image similaire à la figure 3. <ol><li> Vérifiez la signalisation bioluminescence par injection de 100 pi de 15 mg / ml de luciférine dans du PBS à 75 mg / concentration kg souris via le sinus intra-orbitaire. <ol><li> Pour l&#39;injection intra-orbitaire, mettre les doigts des deux côtés de l&#39;oeil de la souris, utiliser la pression pour faire boule d&#39;oeil légèrement pop hors du cadre de l&#39;oeil, insérez 28 G aiguilles insuline de seringues entre boule d&#39;oeil et le nez, puis pousser lentement seringue pour injecter luciférine . Remarque: À la bonne position, l&#39;aiguille doit être en mesure d&#39;atteindre une profondeur de 2 - 3 mm avant de frapper les tissus durs (os). </li><li> Placer la souris dans le système d&#39;imagerie pour l&#39;imagerie in vivo de l&#39; animal entier pendant 10-60 secondes à 5 min (voir la figure 3). Note: Une procédure facultative est d&#39;implanter estradiol pellet dans le dos des animaux pour fournir estradiol supplémentaire. Cela permettra d&#39; accélérer la croissance des cellules ER + cancer (par exemple, MCF-7cellules) 15. </li></ol></li></ol></li><li> Laissez la souris sur un coussin chauffant au chaud jusqu&#39;à ce qu&#39;il se réveille. Surveiller le saignement, un gonflement, des signes de déhiscence et de la douleur au cours de la période post-chirurgicale. Mettez les souris dos à la cage avec une couverture analgésique (complément alimentaire carprofin suggéré) donnée pour la gestion de la douleur jusqu&#39;à ce que aucun signe de douleur. Portez une attention particulière et des soins aux animaux pendant 7 jours après la chirurgie. </li></ol> 5. Suivi de croissance métastatique <ol><li> histomorphométrie: <ol><li> Récolte portant une tumeur des tissus osseux, fixer les os dans 4% de paraformaldehyde pendant 24 heures, puis décalcifier les pH 7,0 solution d&#39;EDTA 14% pour les 3 - 5 jours et les soumettre à l&#39; inclusion en paraffine comme décrit précédemment 14. </li><li> Section Les tissus osseux paraffine intégrer à l&#39;épaisseur de 3 um et effectuer la méthode histologique standard d&#39;hématoxyline / éosine comme décrit précédemment 14. </li></ol></li><li> ImmunohistochemisEssai: <ol><li> Objet portant une tumeur osseuse dans la paraffine coulisse pour coloration immunohistochimique à diverses fins 14 comme décrit précédemment. En bref, MCF7 immunocoloration des cellules cancéreuses par des anticorps anti-GFP et les cellules ostéogéniques immunocoloration (pré-ostéoblastes et les ostéoblastes) par les anticorps anti-Osterix et l&#39;anti-phosphatase alcaline (ALP) des anticorps, respectivement. </li></ol></li></ol>

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Bien que l&#39;artère iliaque est la cible d&#39;injection pour les cellules cancéreuses, nous recommandons la séparation des deux veine iliaque et l&#39;artère à partir de tissus environnants, et les élevons ensemble comme un paquet. En effet, la veine et l&#39;artère contacter intensivement les uns avec les autres, et la paroi du vaisseau veineux est mince et est facile à briser. Par conséquent, pour une injection réussie, il fait gagner du temps et des efforts pour maintenir les deux navires ensemble, bien que les ce...

Métastases représentent plus de 90% des décès causés par des tumeurs solides. L&#39;os est l&#39;organe le plus commun affecté par des métastases de divers types de cancer, notamment les cancers du sein et de la prostate. Lorsqu&#39;elle est diagnostiquée dans la clinique, les métastases osseuses habituellement sont déjà entrés dans les stades avancés avec soit ostéolytiques ou ostéoblastiques altérations osseuses, souvent accompagnées de symptômes neurologiques. Des études antérieures principalement axées sur les manifestes des métastases osseuses ostéolytiques 1-3, mais nous avons actuellement compréhension des micrométastases dans les os limité avant le début du processus d&#39;ostéolyse. Ceci est au moins en partie à cause du manque de modèles et approches expérimentales appropriées. Des modèles de souris transgéniques de cancer du sein métastasent souvent aux poumons, mais beaucoup moins efficacement aux os 4. De même, les tumeurs orthotopiquement transplantées développent rarement des métastases osseuses spontanées, avec une certaine 4T1 carcinom mammaire d&#39;os-tropicalun sous-clones et MSP surexprimés modèle de souris transgénique PyMT comme des exceptions 5-7. Perçage intra-tibial peut fournir les cellules cancéreuses à l&#39;os 8-10, mais il encourt également des dommages et de l&#39; inflammation dans les tissus locaux. Actuellement injection intra-cardiaque de lignées de cellules de cancer du sein a été la principale approche pour étudier la colonisation osseuse 11-13. Cependant, après que les cellules cancéreuses sont introduits dans le ventricule gauche seulement une proportion limitée sera finalement atteindre l&#39;os et la moelle osseuse, ce qui rend difficile le suivi des métastases microscopiques d&#39;une manière quantifiable. Dans cette étude, nous établissons une technique, à savoir l&#39; artère intra-iliaque (IIA) injection 14, pour délivrer sélectivement les cellules cancéreuses dans les tissus des membres postérieurs, enrichissant ainsi les cellules cancéreuses dans les os et la moelle osseuse sans causer de dommages aux tissus locaux. En raison de la spécificité de l&#39;os, cette approche permet également de suffisamment de temps pour les cellules cancéreuses indolents pour coloniser finalement avant unimals succombent à des tumeurs primaires ou de métastases dans d&#39;autres organes vitaux. Lorsqu&#39;il est combiné avec une variété d&#39;autres techniques, telles que l&#39;imagerie par bioluminescence, immunofluorescence et histomorphométrie osseuse, l&#39;injection IIA est potentiellement utile pour un large éventail d&#39;objectifs de recherche liés à des métastases osseuses, en particulier pour suivre la progression des cellules cancéreuses individuelles à multi-cellulaire micrométastases. En particulier, nous avons démontré que l&#39;injection II nous permet de visualiser les interactions entre les cellules cancéreuses et les différents types de cellules dans le microenvironnement entourant l&#39;os.

<table><tbody><tr><td>Materials</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>HyClone</td><td>SH30022.01</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>16000</td><td></td></tr><tr><td>Pen/Strep Amphatéricin B</td><td>Lonza Biowhittaker</td><td>17-745E</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Lonza Biowhittaker</td><td>17-516F</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine/EDTA solution</td><td>HyClone</td><td>SH30042.01</td><td></td></tr><tr><td>45 &mu ; Filtre à cellules M</td><td>VWR International Laboratory</td><td>195-2545</td><td></td></tr><tr><td>MediGel CPF avec carprofène&nbsp ;</td><td>Article contrôlé des soins vétérinaires à BCM</td><td></td><td>Pour la gestion de la douleur</td></tr><tr><td>Buprénorphine&nbsp ;</td><td>Article contrôlé des soins vétérinaires dans le BCM</td><td></td><td>Pour la gestion de</td></tr><tr><td>la douleur Pastille d’œstradiol</td><td>Recherche innovante d’Amérique</td><td>SE-121</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine et xylazine</td><td>Article contrôlé des soins vétérinaires dans le BCM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pommade vétérinaire</td><td>Article contrôlé des soins vétérinaires dans le BCM</td><td></td><td>Eviter la sécheresse oculaire</td></tr><tr><td>Rasoir</td><td>Oster</td><td>78005-050</td><td>Pour souris à fourrure</td></tr><tr><td>Isopropyléthanol</td><td>ACROS</td><td>67-63-0</td><td></td></tr><tr><td>Gommage chirurgical à la bétadine</td><td>Article contrôlé des soins vétérinaires dans</td> les lames de scalpel BCM<td></td><td></td></tr><tr><td>#10</td><td>Ted Pella, Inc</td><td>549-3CS-10</td> Poignée <td>multiple</td></tr><tr><td>n° 3</td><td>Ted Pella, Inc</td><td>541-31</td><td>Besoin d’être autoclavé</td></tr><tr><td>Champ chirurgical stérile</td><td>Technologie</td> <td>d’infusion SaiPSS-SD1</td><td></td></tr><tr><td>Pince droite&nbsp ;</td><td>Instrument chirurgical Roboz</td><td>RS-5132</td><td>Besoin d’être autoclavé</td></tr><tr><td>Pince fine droite</td><td>Outils de science fine</td><td>11253-20</td><td>Besoin d’être autoclavé</td></tr><tr><td>Pince fine tranchante</td><td>Outils de science fine</td><td>11253-25</td><td>Besoin d’être autoclavé</td></tr><tr><td>4-0 Suture en soie Vicryl</td><td>Johnson & Johnson Health Care</td><td>J214H</td><td></td></tr><tr><td>31 G Seringues insuline</td><td>BD</td><td>328418</td><td>Plusieurs</td></tr><tr><td>cotons-tiges Q-tips (stériles)</td><td>VWR International Laboratory</td><td>89031-272</td><td></td></tr><tr><td>Colle pour la peau</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>31477</td><td>Pour la fermeture de la peau du site chirurgical</td></tr><tr><td>Applicateur d’étiquettes d’oreille</td><td>Outils de science fine</td><td>24220-00</td><td></td></tr><tr><td>Étiquettes d’oreille</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>24220-50</td><td></td></tr><tr><td>D-luciferin</td><td>Gold Biotechnology</td><td>LUCK</td><td>Évitez la lumière et mettez sur de la glace</td></tr><tr><td>Seringues d’insuline 28 G</td><td>BD</td><td>329410</td><td>Pour l’injection intra-orbitaire</td></tr><tr><td>Paraformadehyde</td><td>Alfa Aesar</td><td>30525-89-4</td><td>Pour la fixation tissulaire</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>OmniPur</td><td>4050</td><td>Pour la décalcication du tissu osseux</td></tr><tr><td>Nom</td><td>Entreprise</td><td>Numéro de catalogue</td><td>Comments</td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>Leica Leica</td><td>Leica S6E stereo</td><td></td></tr><tr><td>IVIS Lumina II système d’imagerie</td><td>Advanced Molecular Vision</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Name</td><td>Company</strong</td><td>>Catalog Number</td><td>Comments</strong</td></tr><tr><td>>Antibodies</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Antibodies anti-GFP (JL-8)</td><td>Clontech</td><td>632381</td><td></td></tr><tr><td>Anti-ALP antibodies</td><td>Abcam</td><td>ab108337</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Osterix anticorps</td><td>Abcam</td><td>ab22552</td><td></td></tr></tbody></table>

intra-iliaque artère injection pour la modélisation efficace et sélective des métastases osseuses microscopique

Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

L’injection intra-iliaque (IIA) est une approche efficace pour introduire des lésions métastatiques de diverses cellules cancéreuses chez les animaux. Par rapport aux injections intra-cardiaques et intra-tibiales largement utilisées, l’injection IIA apporte plusieurs avantages. Tout d’abord, il peut délivrer une grande quantité de cellules cancéreuses spécifiquement aux os des membres postérieurs, fournissant ainsi des événements de colonisation précoce synchronisés spatio-temporellement et permettant une quantification robuste et une détection rapide des cellules tumorales disséminées. Deuxièmement, il injecte des cellules cancéreuses dans la circulation sans endommager les tissus locaux, évitant ainsi les processus inflammatoires et de cicatrisation des plaies qui perturbent le processus de colonisation osseuse. Troisièmement, l’injection d’IIA provoque une croissance métastatique très faible dans les organes non osseux, empêchant ainsi les animaux de succomber à d’autres métastases vitales et permettant une surveillance continue des lésions osseuses indolentes. Ces avantages sont particulièrement utiles pour l’inspection de la progression des cellules cancéreuses uniques vers les micrométastases multicellulaires, qui a été largement insaisissable dans le passé. Lorsqu’elle est combinée à des approches de pointe de l’imagerie biologique et de l’histologie osseuse, l’injection d’IIA peut être appliquée à diverses fins de recherche liées aux métastases osseuses.

La figure 1 illustre la localisation anatomique et la relation de l&#39; artère iliaque commune (rouge) et la veine (bleu). La figure 2 montre la position relative des vaisseaux iliaques et les nerfs en microscopie de dissection. Comme le montre la figure 2A, les vaisseaux et les nerfs sont juste en dessous de la paroi péritonéale et peuvent être révélées après l&#39;incision ...

Ce manuscrit présente en détail la procédure d’injection intra-iliaque dans l’artère iliaque (AII), une technique permettant d’administrer des cellules cancéreuses spécifiquement aux tissus des membres postérieurs, y compris les os, afin d’établir des métastases osseuses expérimentales. Bien qu’initialement établi avec des modèles de tumeurs mammaires, ce protocole peut être facilement étendu à d’autres types de cancer.

Intra-iliaque Artère injection pour la modélisation efficace et sélective des métastases osseuses Microscopique

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

L'objectif général de cette procédure est d'établir une métastase osseuse expérimentale en administrant directement des cellules cancéreuses à des tissus des membres postérieurs, y compris les os, par injection intra-artérielle iliaque. Cette méthode nous permet donc de répondre à des questions clés concernant la colonisation osseuse par le cancer du sein, notamment lors de la phase initiale de ce processus, et à la manière dont les cellules cancéreuses du sein interagissent avec les cellules de l'environnement micro-environnemental osseux. Nous avons réalisé une injection dans l'artère iliaque aujourd'hui.Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet d'établir de manière efficace et sélective un modèle expérimental de métastase osseuse microscopique pour divers types de cancer, sans provoquer de lésion tissulaire locale. En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés, car il peut falloir s'entraîner pour localiser avec précision la position d'injection dans l'artère iliaque au microscope, afin d'atteindre un taux de réussite supérieur à quatre-vingt-dix pour cent. Commencez par vérifier le niveau approprié de sédation par une pressio

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Dans la pathogénie des métastases osseuses, l'angiogenèse est un processus crucial et représente donc une cible pour l'imagerie et la thérapie. Ici, nous présentons un modèle de rat spécifique au site des métastases osseuses du cancer du sein et de décrire les stratégies à l'angiogenèse image...

Multi-modale d&#39;imagerie de l&#39;angiogenèse dans un modèle de rat nu des métastases osseuses du cancer du sein par imagerie par résonance magnétique, la tomodensitométrie et volumétrique ultrasons

Les modèles animaux sont fréquemment utilisés pour étudier la métastase du cancer de l'os. Dans ce protocole, nous allons décrire deux méthodes courantes de inoculation de la tumeur pour les études de métastases osseuses et décrire brièvement quelques-unes des analyses utilisés pour surveiller et quantifier ces modèles.

Modèles de métastases osseuses

Source : Lim, M.,  et al. Modélisation des métastases cérébrales par injection de cellules cancéreuses dans l’artère carotide interne. J. Vis. Exp. (2022)Dans cette vidéo, une souris anesthésiée subit une intervention chirurgicale au cours de laquelle des cellules cancéreuses sont injectées dans l’artère carotide commune (ACC) pour faciliter l’administration ciblée au cerveau. La procédure implique une suture précise et une manipulation des artères carotides pour diriger les cellules injectées...

Modélisation des métastases tumorales cérébrales par injection interne de cellules cancéreuses dans l’artère carotide

Implantation de greffons osseux autologues et allogéniques constituent accepté approches pour traiter importante perte osseuse cranio-facial. Pourtant, l'effet de la composition de greffe sur l'interaction entre la néovascularisation, la différenciation cellulaire et la formation osseuse est claire. Nous présentons un protocole d'imagerie multimodale visant à élucider l'interdépendance angiogenèse ostéogenèse à la proximité de la greffe.

Tomodensitométrie et l&#39;imagerie optique du couplage de l&#39;ostéogenèse-angiogenèse à évaluer l&#39;intégration des crâniens autogreffes et allogreffes

Une procédure chirurgicale a été mise au point pour délivrer des cellules tumorales mammaires au foie murin par injection dans la veine porte. Ce modèle permet d’étudier les stades tardifs des métastases hépatiques chez un hôte entièrement immunisé, y compris l’extravasation des cellules tumorales, l’ensemencement, la survie et la croissance métastatique dans le foie.

Une injection Modèle Portal Vein pour étudier le foie Métastases du cancer du sein

La modélisation intracrânienne de métastase de cerveau est compliquée par une incapacité de surveiller la taille et la réponse de tumeur au traitement avec des méthodes précises et opportunes. La méthodologie présentée couple l’injection intracrânienne de tumeur avec l’analyse de formation image de résonance magnétique, qui une fois combinée, cultive des injections précises et cohérentes, la surveillance accrue d’animal, et les mesures précises de volume de tumeur.

Modélisation des métastases cérébrales par injection intracrânienne et imagerie par résonance magnétique

Les modèles de métastases osseuses ne développent pas de métastases uniformément ou avec une incidence de 100%. L’injection directe de cellules tumorales intra-osseuses peut entraîner une embolisation du poumon. Nous présentons notre technique de modélisation des tumeurs osseuses primaires et des métastases osseuses en utilisant l’implantation d’une greffe de tumeur solide dans l’os, conduisant à une greffe et une croissance reproductibles.

Modélisation des tumeurs osseuses primaires et des métastases osseuses avec implantation d’une greffe de tumeur solide dans l’os

Nous décrivons un modèle murin xénogreffé de métastases cérébrales du cancer du sein générées par injection veineuse de la queue d’une lignée cellulaire de cancer inflammatoire du sein amplifiée par HER2 de manière endogène.

Modélisation des métastases cérébrales par injection veineuse de cellules inflammatoires du cancer du sein

Ici, nous présentons un protocole pour l’injection intra-cardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine afin de générer un modèle murin avec des lésions de métastases osseuses.

Injection intracardiaque de cellules cancéreuses de la prostate humaine pour créer un modèle murin de xénogreffe de métastases osseuses

La technique d’injection intracrânienne stéréotaxique permet une implantation précise et localisée de cellules tumorales dans le cortex de la souris, ce qui en fait un modèle puissant pour étudier la colonisation métastatique du cerveau.

Modélisation des métastases cérébrales : analyse standardisée de la colonisation métastatique et des schémas de croissance histologiques par injection intracorticale stéréotaxique

Découvrez l'injection intra-iliaque pour modéliser les métastases osseuses microscopiques chez la souris. Cette technique permet d'étudier les interactions entre cellules cancéreuses du sein et microenvironnement osseux avec un taux de réussite élevé.

Intra-iliaque Artère injection pour la modélisation efficace et sélective des métastases osseuses Microscopique

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