Name: Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Découvrez le modèle d'interposition veineuse chez le rat pour étudier la perméabilité des greffons de pontage et l'hyperplasie myointimale. Cette technique chirurgicale rapide permet d'évaluer les processus biologiques lors de l'occlusion.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs remercient Christiane Pahrmann pour son assistance technique. Cette étude a été financée par la Deutsche Stiftung fuer Herzforschung (F / 28/14). DW a été soutenu par le prix du Voyage de l&#39;International Society for Heart and Lung Transplantation. TD a reçu le Else Kröner Excellence Stipend du Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS a reçu des subventions de recherche de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD et SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Les animaux ont reçu des soins humains en conformité avec le Guide des Principes des animaux de laboratoire, préparé par l&#39;Institut des ressources animales de laboratoire et publiées par les National Institutes of Health. Tous les protocoles d&#39;animaux ont été approuvés par l&#39;autorité locale responsable ( &quot;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Bureau de la santé et de la protection des consommateurs) de Hambourg&quot;). 1. Animal Care <ol><li> Obtenir des rats Lewis (LEW / Crl) rats et ROSA / rats transgéniques luciférase-LEW pesant 300-350 g de l&#39;Institut des animaux de laboratoire. </li><li> Gardez les rats dans des conditions classiques dans des armoires ventilées et de les nourrir chow de rat standard et autoclavé de l&#39;eau ad libitum. </li><li> Effectuer une transplantation de greffe en utilisant les ROSA / luciférase-LEW rats transgéniques que les donateurs et les rats syngéniques LEW / Crl que les destinataires. </li></ol> 2. Préparation du Rat des donateurs <ol><li> Utilisez un introducteurchambre ionique pour anesthésier un rat avec de l&#39;isoflurane (2,5-3%). </li><li> Placez le rat sur son dos et de maintenir l&#39;anesthésie avec un masque couvrant la bouche et le nez. Vérifiez la profondeur suffisante de l&#39;anesthésie en pinçant les pattes arrière et de vérifier l&#39;absence de réflexes. Appliquer un peu de vétérinaire onguent pour les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. </li><li> Répartir les pattes arrière et fixer leur position à l&#39;aide du ruban adhésif. </li><li> Raser les cheveux inguinale avec une coupe de cheveux et de désinfecter l&#39;ensemble de la zone en utilisant povidone-iode suivi par 80% d&#39;éthanol. Répéter deux fois l&#39;étape de désinfection. NOTE: La zone chirurgicale, de la gaze, et les instruments chirurgicaux doivent être stérilisés. Maintenir un champ stérile tout au long de la procédure et à l&#39;usure à usage unique, gants chirurgicaux stériles, masques et chapeaux. </li><li> Sous un microscope, effectuer une incision verticale le long des inguinalis linea. Utilisez deux pinces pour séparer délicatement les tissus sous-cutanés et d&#39;exposer la veine épigastrique superficielle de son origin sur la veine fémorale. isoler soigneusement la veine épigastrique superficielle des tissus environnants. </li><li> Arrêter l&#39;écoulement du sang dans la veine épigastrique superficielle en utilisant deux micro pinces. </li><li> La récolte d&#39;un segment environ 0,5 à 1 cm de la veine en soulevant avec précaution la veine isolé avec une pince et coupe à travers le récipient avec microciseaux. Laissez les micro pinces sur le moignon du navire pour empêcher la perte de sang. Placez le morceau retiré de la veine sur une gaze stérile. Placez délicatement une aiguille de 30 G à l&#39;intérieur d&#39;une extrémité de la veine récoltée et rincer la cuve avec de l&#39;héparine (50 unités / ml). REMARQUE: Manipulez la veine avec soin et éviter tout dommage pendant le levage, la coupe, et le rinçage. Assurez-vous de rincer la greffe avec la bonne quantité d&#39;héparine. </li><li> Maintenir le segment de vaisseau à 1% de lidocaïne sur la glace jusqu&#39;à leur transplantation dans le rat receveur pour prévenir un spasme du vaisseau. </li><li> Euthanasier le rat donneur en augmentant l&#39;anesthésie à 5% d&#39;isoflurane. Après 2-3 min, open l&#39;abdomen le long de la ligne blanche, couper à travers le diaphragme, et retirer le coeur pour arrêter la circulation. </li></ol> 3. Préparation du Rat du bénéficiaire <ol><li> Anesthetize et fixer le rat receveur de la même manière que le rat donneur. </li><li> Raser la face interne des pattes avec une tondeuse pour poils longs et désinfecter à trois reprises à l&#39;aide povidone-iode et 80% d&#39;éthanol. </li><li> Surveiller la profondeur de l&#39;anesthésie et de veiller à ce qu&#39;elle est suffisante en vérifiant l&#39;absence de réflexes quand pincer les pattes de derrière. </li><li> Effectuer une incision médiane fémoral du genou au pli inguinal. Sous un microscope, utilisez 2 pinces pour séparer l&#39;artère fémorale de son environnement. </li><li> Utilisez micro pinces pour arrêter l&#39;écoulement du sang. Placer la pince proximale en premier, suivie par la pince distale. </li><li> Découpez un court segment de l&#39;artère fémorale serrée avec microciseaux et jetez-le. Raccourcir le moignon artériel restant avec microciseaux, créant un espace qui est1-2 mm de plus que la greffe de veine. Rincer la souche artérielle avec de l&#39;héparine en utilisant une aiguille 30 G. NOTE: Si l&#39;adventice dépasse légèrement le moignon du vaisseau, utilisez une pince pour tirer légèrement sur l&#39;extrémité de la cuve et enlever un morceau. </li><li> Placez la veine récoltées à partir de l&#39;étape 2.8 entre les souches artérielles et d&#39;ajuster la longueur afin qu&#39;il tienne convenablement dans l&#39;intervalle. Notez la direction de la veine. </li><li> Effectuez l&#39;anastomose proximale d&#39;abord en utilisant un fil de suture 10-0 de prolene. Mener des points simples dans l&#39;ordre indiqué (figure 1D). Commencer avec un fil de suture sur chaque côté latéral avant d&#39;ajouter plus de trois points de suture sur la face ventrale. Par la suite, placer trois points de suture sur la face dorsale du récipient pour compléter l&#39;anastomose. </li><li> Raccorder les vaisseaux distaux avec le greffon en utilisant la même technique que pour l&#39;anastomose proximale décrit à l&#39;étape 3.8. Encore une fois, commencer par une suture sur chaque côté latéral, puis placez trois sutures sur le sid ventrale et la face dorsale. </li><li> Chargez deux seringues de 1 mL avec le composant de colle de fibrine 1 et 2. Soulevez délicatement la greffe avec une pince et déposer environ 100 pi de fibrine composant de la colle 1 sous la greffe, suivie par la composante 2. REMARQUE: Assurez-vous que les composants 1 et 2 sont appliqués dans un rapport 1: 1. </li><li> Placez le greffon dans sa position et déposer un 100 pi supplémentaires des composants 1 et 2 sur le dessus de la greffe. Assurez-vous que la colle couvre à la fois la greffe et l&#39;anastomose afin de prévenir l&#39;insuffisance anastomotique et sur-distension du greffon veineux. </li><li> Ouvrez soigneusement la pince distale, suivie par la partie proximale. </li><li> Confirmer une chirurgie réussie en vérifiant une impulsion visible dans la veine et l&#39;artère transplanté distale de la greffe. </li><li> Retirer la colle excessive, ce qui empêche la fermeture de la peau. Utilisez une pince pour soulever la colle durcie et enlever l&#39;excédent avec microciseaux. Fermez les couches de la peau avec 5-0 sutures prolène. </li><li> Injecter 4-5 mg / kg carprofène sous-cutanée avant de permettre au rat de se réveiller. Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Gardez l&#39;animal dans une seule cage jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit complètement rétabli. </li><li> Ajouter Metamizole à l&#39;eau potable (50 mg Metamizole par 100 ml) comme médicament de la douleur pour les 3 jours suivants et surveiller l&#39;animal par jour. </li></ol> 4. Duplex Sonography REMARQUE: Utilisez sonographie duxplex pour visualiser le flux sanguin non invasive chez les rats 14. <ol><li> Anesthésier un rat dans une chambre d&#39;induction (isoflurane 2%). Placez le rat sur son dos et maintenir une anesthésie avec un masque couvrant le nez. </li><li> Utilisez les tondeuses et la crème d&#39;épilation pour enlever les poils autour de la zone de la cuisse. </li><li> Appliquer le gel échographique à la cuisse. Assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas de bulles d&#39;air. Acquérir les images de l&#39;échographie duplex utilisant un transducteur 400 MS (fréquence centrale: 30 MHz) avec un taux de 230-400 images / sec de cadre. </li></ol> 5. histopathologie NOTE: Récolte et tacher le navire avec trichrome coloration de Masson pour l&#39; analyse morphométrique 15. <ol><li> Fixer le navire récolté dans 4% de paraformaldehyde pendant la nuit et le déshydrater à des concentrations croissantes d&#39;éthanol. Incluez l&#39;échantillon dans de la paraffine et le couper en 5 um tranches épaisses à l&#39;aide d&#39;un microtome. NOTE: Le paraformaldéhyde est toxique et doit être manipulé avec un soin particulier. </li><li> Déparaffiner les lames avant de les colorer avec trichrome solution de coloration. Déshydrater les lames colorées, les effacer avec du xylène, et les monter dans un milieu de montage. Après séchage, les diapositives, afficher les échantillons avec un microscope. </li></ol> 6. bioluminescence Imaging (BLI) NOTE: La greffe post - opératoire a été suivi au fil du temps in vivo en mesurant le signal bioluminescent 16. <ol><li> Dissoudre 1 g de D-luciférine sel de potassium dans 22 ml de PBS et de l&#39;injecter par voie intraperitoneale dans les rats (375 mg / kg de poids corporel). Attendre 15 min pour la luciférine de circuler dans l&#39;animal. </li><li> Placer le rat dans un système de dosage par bioluminescence en temps réel et d&#39;accéder au signal de bioluminescence. </li></ol>

<ol><li>Sabik, J. F., 3rd, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+saphenous+vein+graft+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Understanding saphenous vein graft patency.</a> Circulation. 124, 273-275 (2011).</li>
<li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> J Am Coll Cardiol. 44, 2149-2156 (2004).</li>
<li>Fitzgibbon, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+bypass+graft+fate+and+patient+outcome%3A+angiographic+follow-up+of+5%2C065+grafts+related+to+survival+and+reoperation+in+1%2C388+patients+during+25+years%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Coronary bypass graft fate and patient outcome: angiographic follow-up of 5,065 grafts related to survival and reoperation in 1,388 patients during 25 years.</a> J Am Coll Cardiol. 28, 616-626 (1996).</li>
<li>O'Brien, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+around+and+within+saphenous+vein+bypass+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Wound healing around and within saphenous vein bypass grafts.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 114, 38-45 (1997).</li>
<li>El-Kurdi, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ovine+femoral+artery+bypass+grafting+using+saphenous+vein%3A+a+new+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Ovine femoral artery bypass grafting using saphenous vein: a new model.</a> J Surg Res. 193, 458-469 (2015).</li>
<li>Yuda, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+receptor+antagonist%2C+L-158%2C809%2C+prevents+intimal+hyperplasia+in+dog+grafted+veins%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II receptor antagonist, L-158,809, prevents intimal hyperplasia in dog grafted veins.</a> Life Sci. 68, 41-48 (2000).</li>
<li>McCann, R. L., Hagen, P. O., Fuchs, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aspirin+and+dipyridamole+decrease+intimal+hyperplasia+in+experimental+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Aspirin and dipyridamole decrease intimal hyperplasia in experimental vein grafts.</a> Ann Surg. 191, 238-243 (1980).</li>
<li>Thomas, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+studying+vein+graft+failure+and+therapeutic+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal models for studying vein graft failure and therapeutic interventions.</a> Curr Opin Pharmacol. 12, 121-126 (2012).</li>
<li>Hu, Y., Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+mouse+model+of+vein+bypass+graft+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Lung+Circ%22%5BJournal%5D)">New mouse model of vein bypass graft atherosclerosis.</a> Heart Lung Circ. 11, 182-188 (2002).</li>
<li>Salzberg, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+neointimal+formation+after+surgical+vein+grafting+in+a+murine+model+of+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Increased neointimal formation after surgical vein grafting in a murine model of type 2 diabetes.</a> Circulation. 114, I302-I307 (2006).</li>
<li>Abbott, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animals%3A+the+Renaissance+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Laboratory animals: the Renaissance rat.</a> Nature. 428, 464-466 (2004).</li>
<li>Lindblad-Toh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+sequencing%3A+three%27s+company%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome sequencing: three's company.</a> Nature. 428, 475-476 (2004).</li>
<li>Yu, P., Nguyen, B. T., Tao, M., Campagna, C., Ozaki, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rationale+and+practical+techniques+for+mouse+models+of+early+vein+graft+adaptations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Rationale and practical techniques for mouse models of early vein graft adaptations.</a> Journal of vascular surgery. 52, 444-452 (2010).</li>
<li>Olver, D. T., Lacefield, J. C., Shoemaker, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+bidirectional+flow+in+the+sciatic+vasa+nervorum%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+research%22%5BJournal%5D)">Evidence of bidirectional flow in the sciatic vasa nervorum.</a> Microvascular research. 94, 103-105 (2014).</li>
<li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice%3A+an+introduction+of+two+valid+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2014).</li>
<li>Conradi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+of+fibrin-based+engineered+heart+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+cells+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Immunobiology of fibrin-based engineered heart tissue.</a> Stem cells translational medicine. 4, 625-631 (2015).</li>
<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette vidéo montre une veine modèle d&#39;interposition de rat pour étudier la veine perte du greffon et de permettre l&#39;exploration des processus pathologiques sous-jacents et les tests de nouveaux médicaments ou des options thérapeutiques. L&#39;anesthésie est un aspect crucial des procédures chirurgicales. Un système d&#39;anesthésie par inhalation continue est recommandée, car cela est une méthode sûre et facile, surtout au cours des opérations prolongées. Ceci peut être d&#39;une gra...

maladies des artères coronaires et leurs complications sont parmi les principales causes de décès dans le monde. Les stratégies thérapeutiques actuelles se concentrent sur le rétablissement de la circulation sanguine, soit en dilatant le vaisseau rétréci ou en créant une dérivation. Le pontage coronarien coronarien (PAC) en utilisant des autogreffes veineuses a été décrite pour la première en 1968 et a été affinée au fil des ans. En dehors de la revascularisation de l&#39;artère descendante antérieure gauche coronaire, conduits de veine saphène sont les plus couramment utilisés 1. Cependant, la perméabilité du greffon reste le talon d&#39;Achille des greffes de veine saphène (SVG). Un an après la chirurgie, la perméabilité du greffon est de 85%, passant à 61% après dix ans 2,3. Dévoiler les mécanismes physiopathologiques et les causes de la perte de SVG patence est donc une tâche importante. Cette vidéo montre une veine modèle d&#39;interposition de rat pour étudier la veine perte du greffon. Les objectifs généraux de cette méthode sont à explorer le pathobiologique sous-jacenteet les processus -physiological pendant la progression de la maladie et de développer un modèle approprié pour la drogue ou l&#39;essai d&#39;option thérapeutique. En transplantant la veine épigastrique superficielle dans le système artériel, ce modèle imite étroitement le cadre clinique de pontage coronarien greffage. Un traumatisme chirurgical, l&#39;ischémie, et le stress de la paroi sont des déclencheurs importants de changements vasculaires pathologiques et sont imités dans le modèle décrit. Différents modèles et espèces sont disponibles pour enquêter sur la greffe de veine perte de perméabilité. Des modèles animaux grands, tels que les porcs, les moutons 4 5 6, les chiens et les singes 7, ressemblent à des navires et des structures anatomiques humaines et permettent ainsi des stratégies thérapeutiques complexes, tels que la pose de stent de dérivation ou de nouvelles techniques chirurgicales, à tester 8. Cependant, spécial logement, l&#39;équipement et le personnel sont nécessaires. En outre, les coûts élevés et la nécessité d&#39;un anesthésiste supplémentaire au cours de la chirurgie entravent leur application plus large. Smtous les animaux, y compris les rats, sont faciles à manipuler, ne nécessitent pas de logement spécial, et ont des coûts gérables. Par rapport aux modèles de souris 9,10, des modèles de rats ont l&#39;avantage d&#39; une meilleure capacité de fonctionnement et par conséquent moins de variabilité dans les résultats. Les rats sont physiologiquement et génétiquement plus semblables aux humains que les souris 11,12. En outre, la plupart des souris de type sauvage ne se développent myointima limitée 13, qui font des modèles de souris sujettes à des erreurs de type II. L&#39;histologie des nervures principales de la souris, telles que la veine cave inférieure, ne se compose que de quelques couches de cellules et rend difficile l&#39; évaluation précoce 13. Un autre inconvénient est la faible quantité de tissu disponible pour une analyse subséquente après la récupération de la greffe. Le modèle décrit dans cette vidéo est reproductible, peu coûteuse et facile à réaliser, et il peut être mis en place rapidement et de manière fiable. Il est particulièrement adapté à l&#39;évaluation d&#39;agents thérapeutiques coûteux expérimentaux, tels que les vecteurs virauxpour la thérapie génique, d&#39;une manière économique.

<table><tbody><tr><td>Rat LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Numéro de stock 004</td><td></td></tr><tr><td>Rat LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Institut des animaux de laboratoire, Université de Kyoto, Japon</td><td>N° de rat NBPR 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4 %</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>#157135S</td><td>20 %</td></tr><tr><td>tondeuse à cheveux</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr. : B506</td><td>Isoflurane</td></tr> pince <tr><td>microchirurgicale</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4 mm</td></tr><tr><td>clamp applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>épilation crème</td><td>Rufin cosmetic</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-Ide</td><td>Bétadine Purdue Pharma</td><td>NDC :67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Suture éthilon</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Suture prolène</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofène</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Métamizole</td></tr><tr><td>Héparine</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN : 3862340</td><td>25.000 E.I./ ml</td></tr><tr><td>Xylocaïne 1 %</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN : 1137907</td><td>Lidocain</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 N° d’art. :EVK01DE</td><td>colle de fibrine</td></tr><tr><td>NaCl 0,9 %</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 N° d’art. : 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 haute résolution in vivo système de micro-imagerie</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>échographie duplex</td></tr><tr><td>Ecogel 100 gel à ultrasons</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Firefly, sel de potassium</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>bioluminescence imagerie</td></tr><tr><td>Weigerts fer hématoxyline Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Résorcine-Fuchsine Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Acid Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Ponceau S solution</td><td>Serva Électrophorèse</td><td>33427</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Azophloxine</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Hydrate d’acide molybdatophosphorique</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Vert clair SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Coloration trichrome</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Acide acétique glacial</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37 % HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xylène</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine</td><td>Leica biosystems</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolu</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 96 %</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 70 %</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Plat de coloration</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Pommade pour les yeux et le nez</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Pommade pour les yeux</td></tr></tbody></table>

vein interposition modèle: un modèle approprié pour étudier bypass graft patency

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Le pontage est une méthode de traitement établie pour les maladies coronariennes. La perméabilité du greffon continue d’être le talon d’Achille des greffes de veine saphène. Les modèles de recherche sur l’échec du pontage sont essentiels pour une meilleure compréhension des processus pathobiologiques et physiopathologiques lors de la perte de perméabilité du greffon. Les grands modèles d’animaux, tels que les porcs ou les moutons, ressemblent aux structures anatomiques humaines mais nécessitent des installations et des équipements spéciaux. Cette vidéo décrit un modèle d’interposition de veine chez le rat pour étudier la perte de perméabilité du greffon veineux. Les rats sont peu coûteux et faciles à manipuler. Par rapport aux modèles murins, la taille pratique des rats permet une meilleure opérabilité et permet d’obtenir une quantité suffisante de matériel pour une analyse plus diversifiée. En bref, la veine épigastrique inférieure d’un rat donneur est prélevée et utilisée pour remplacer un segment de l’artère fémorale. L’anastomose est réalisée par des points simples et scellée avec de la colle de fibrine. La perméabilité du greffon peut être surveillée de manière non invasive à l’aide de l’échographie duplex. L’hyperplasie myointimale, qui est la principale cause de perte de perméabilité du greffon, se développe progressivement au fil du temps et peut être calculée à partir de coupes efficaces histologiques.

Le modèle d'interposition de la veine de rat est adapté pour étudier le développement de l'hyperplasie myointima et échec de la greffe de veine. Les animaux se rétablissent bien de la chirurgie et présentent une excellente post-opération de condition physique. La figure 1 montre les étapes clés chirurgicales. Après l'incision de la peau le long des inguinalis linea, la veine superficielle épigastrique et l' artère fémorale sont identifiés (figure 1A). La récolte de la greffe doit être r...

Cette vidéo présente un modèle pour étudier le développement de l’hyperplasie myointimale après une chirurgie d’interposition veineuse chez le rat.

Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

L’objectif global de cette procédure est d’étudier la perméabilité du greffon de pontage dans un modèle d’interposition de veine de rat. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la chirurgie de pontage, telles que le chemin sous-jacent des processus biologiques et physiologiques lors de l’occlusion du pontage. Le principal avantage de cette technique est que l’intervention chirurgicale est facile et rapide, ce qui peut être utilisé pour étudier de nouvelles thérapies et voies respiratoires in vivo.La démonstration de la technique sera assurée par Grigol Tediashvili, un microchirurgien de notre laboratoire. Avant l’opération, vérifiez la profondeur suffisante de l’anesthésie en pinçant les pattes arrière du rat et en vérifiant l’absence de réflexes. Ensuite, appliquez un peu de pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.Ensuite, écartez les pattes arrière et fixez leur position à l’aide de ruban adhésif. Ensuite, rasez les poils inguinaux avec une tondeuse à cheveux, puis désinfectez largement la zone avec de la povidone iodée suivie de 80 % d’alcool. Répétez ces gommages alternés trois fois au total.Maintenant, au microscope, effectuez une incision verticale le long de la linea inguinalis. Ensuite, à l’aide de deux pinces, séparez doucement les tissus sous-cutanés et exposez la veine épigastrique superficielle jusqu’à son origine sur la veine fémorale. Faites-le très soigneusement, car la veine est fragile.Ensuite, arrêtez le flux sanguin dans la veine épigastrique superficielle à l’aide de deux pinces. Maintenant, récoltez un segment de la veine. Soulevez délicatement la veine isolée et coupez le vaisseau à l’aide de micro-ciseaux.Ensuite, placez le segment de veine sur de la gaze stérile. Là, glissez soigneusement une aiguille de calibre 30 dans une extrémité et rincez la veine avec de l’héparine. Ensuite, transférez la veine dans 1 % de lidocaïne et gardez-la sur de la glace pour éviter les spasmes.Maintenant, euthanasiez le rat donneur en augmentant l’anesthésie à 5 % d’isoflurane. Ensuite, en préparation des anastamoses, préparez le rat receveur de la même manière que le rat donneur jusqu’à l’étape de rasage. Après deux à trois minutes d’isoflurane à 5 %, ouvrez l’abdomen du rat donneur le long de la linea alba, coupez à travers le diaphragme et retirez le cœur pour arrêter la circulation.Continuez à préparer le rat receveur pour la chirurgie. Rasez le côté médial des jambes avec une tondeuse à cheveux et désinfectez la peau avec trois gommages alternés de povidone iodé et d’éthanol à 80 %. Avant de poursuivre, effectuez un autre pincement des orteils pour surveiller l’anesthésie.Maintenant, effectuez une incision fémorale médiane du genou au pli inguinal. Au microscope, à l’aide de deux pinces, séparez l’artère fémorale de son environnement. Ensuite, utilisez deux micro-pinces pour arrêter le flux sanguin, en plaçant la pince proximale en premier.Ensuite, découpez un court segment de l’artère fémorale clampée et jetez-le. Raccourcissez le moignon artériel restant pour laisser un espace d’un à deux millimètres plus grand que la greffe veineuse. Ensuite, rincez le moignon artériel avec de l’héparine à l’aide d’une aiguille de calibre 30.Si l’adventice dépasse légèrement de la souche du vaisseau, utilisez une pince pour tirer légèrement l’adventice sur l’extrémité du vaisseau, puis retirez un morceau d’adventice. Maintenant, placez le segment de veine récolté entre les moignons artériels dans la bonne orientation et ajustez la taille de l’espace pour un bon ajustement. Maintenant, effectuez d’abord l’anastomose proximale à l’aide d’une suture prolène 10-0.Commencez par suturer chaque côté latéral, puis ajoutez trois autres sutures sur le côté ventral. Terminez par trois points de suture sur le côté dorsal. Ensuite, connectez les vaisseaux distaux à l’aide de la même technique, en commençant par une suture sur chaque côté latéral, suivie de trois sutures sur le côté ventral, puis en terminant sur le côté dorsal.Une fois les anastomoses terminées, chargez deux seringues d’un millilitre avec les composants de la colle de fibrine. Ensuite, soulevez soigneusement le greffon avec une pince et appliquez environ 100 microlitres du composant un sous le greffon, suivis de 100 microlitres du composant deux. Les deux composants doivent toujours être ajoutés dans les mêmes volumes.Maintenant, remettez le greffon dans sa position et appliquez 100 microlitres de chaque composant sur le greffon pour couvrir complètement le greffon et l’anastomose. Cela permet d’éviter l’insuffisance anastomotique et la distension excessive de la greffe veineuse. Maintenant, ouvrez soigneusement les pinces en commençant par la pince distale.Ensuite, confirmez la réussite de l’intervention chirurgicale en vérifiant la présence d’un pouls visible dans la veine transplantée et l’artère distale du greffon. Avant de fermer la peau, retirez tout excès de colle qui pourrait entraver la fermeture. Ensuite, fermez les couches de la peau à l’aide de sutures prolènes 5-0.Avant que le rat ne se réveille, injectez quatre à cinq milligrammes de carprofène par kilogramme par voie sous-cutanée. Gardez un œil sur l’animal jusqu’à ce qu’il ait repris une conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ensuite, donnez au rat une cage domestique sans autres animaux.Pendant les trois prochains jours, fournissez du métamizole dans l’eau de boisson et vérifiez quotidiennement le rétablissement du rat. Une fois complètement rétabli, le rat peut être hébergé avec d’autres rats. Les animaux se remettent bien de l’opération et ont montré une excellente condition physique après l’opération.L’intégration réussie de la veine dans l’artère fémorale et la perméabilité du greffon après la transplantation ont été confirmées de manière non invasive à l’aide de l’échographie duplex. En transplantant la veine d’un rat tiède positif à un rat tiède négatif, l’imagerie par bioluminescence a été utilisée pour surveiller la présence du greffon. Il a été constaté que l’hyperplasie myointimale se développe progressivement dans le greffon au fil du temps.La coloration histologique au trichrome de Masson met en évidence la formation de myointimales à l’intérieur de la lame élastique interne. Pour confirmer que le modèle reproduit la dynamique de l’hyperplasie myointimale, l’oblitération luminale a été mesurée. Une perte progressive de perméabilité du greffon a été notée de sept à 28 jours après la chirurgie, ce qui correspond bien au modèle.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 20 minutes si elle est exécutée correctement. Merci d’avoir regardé, et bonne chance dans vos expériences.

vein-interposition-model-suitable-model-to-study-bypass-graft

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Hyperplasie néo-intimale est la principale cause de la sténose des veines artérialisée. Nous proposons un nouveau protocole selon lequel le droit veine jugulaire externe est greffé en utilisant la technique brassard sur l'artère carotide commune des rats Sprague-Dawley. Le taux de survie a été de 100% à l'instant du sacrifice.

Former une technique microchirurgicale sophistiquée: Interposition de greffe veine jugulaire externe dans l&#39;artère carotide commune chez les rats

Cette vidéo démontre l’interposition de l’artère carotide du lapin avec la veine jugulaire pour induire une hyperplasie intimale veineuse en soumettant les veines à une pression artérielle. Ce modèle aidera à étudier les interventions moléculaires et génétiques visant à atténuer la progression de l’hyperplasie intimale après des chirurgies de revascularisation.

Interposition de l’artère carotide et de la veine jugulaire : une technique pour induire l’hyperplasie intimale veineuse dans un modèle de lapin

Vascularisé composite allotransplantations (VCA) sont devenus une réalité clinique. Cependant, une large application clinique de VCA est limitée par l'immunosuppression chronique multi-drogue. Les auteurs présentent un modèle animal grand fiable et reproductible de traduire de nouvelles stratégies immunomodulateurs qui peuvent réduire ou potentiellement éliminer le besoin de l'immunosuppression en VCA.

Un Heterotopic porcine Hind Membre Transplant modèle modifié translationnelle vascularisé composite Allotransplantation (VCA) de recherche

Pour améliorer notre connaissance de la formation néo-tissu cellulaire et moléculaire, un modèle murin de la TEVG a été récemment mis au point. Les greffons ont été implantés en sous-rénaux des greffes de la veine cave d'interposition de souris C57BL / 6. Ce modèle permet d'obtenir des résultats similaires à ceux obtenus dans notre étude clinique, mais sur un temps bien sûr beaucoup plus courte.

Implantation de veine cave inférieure interposition de greffe en modèle de souris

Les mécanismes conduisant au développement de l'hyperplasie intimale (IH) et la veine échec de la greffe sont encore mal compris. Cette étude décrit un système ex vivo pour perfuser les veines humaines sous écoulement et pression contrôlée. En outre, l'efficacité de renforcement de maille externe pour limiter le développement d'IH a été évaluée.

Procédure pour saphènes humaines veines Ex Vivo Perfusion et renforcement externe

Cette méthode décrit le placement des greffes de veine d’interposition chez le lapin, la transduction des greffons et la réalisation d’expression du transgène durables. Cela permet à l’enquête des rôles physiologiques et pathologiques des transgènes et leurs produits protéiques dans les veines greffées et essais de thérapies géniques pour veine du greffon.

Un modèle de lapin d’Expression du transgène durables dans la veine jugulaire à des greffes d’Interposition artère carotide commune

Le protocole actuel vise à créer expérimentalement l’hyperplasie intimale veineuse en soumettant les veines à la tension artérielle pour développer des stratégies pour atténuer l’hyperplasie intimale veineuse après la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine.

Un modèle d’interposition veineuse de lapin imitant la chirurgie de revascularisation utilisant des greffes de veine pour évaluer l’hyperplasie intimale sous la tension artérielle

Dans ce protocole, un nouveau pontage veineux de porc a été effectué par une petite incision dans la paroi thoracique gauche sans pontage cardiopulmonaire. Une étude de pathologie postopératoire a été réalisée, qui a montré un épaississement intimal.

Établissement et évaluation d’un modèle de maladie du greffon de veine porcine

Ce protocole permet la quantification in vivo de la compliance veineuse et de la distensibilité à l’aide du cathétérisme et de l’angiographie 3D comme procédure de survie, permettant une variété d’applications potentielles.

Quantification de la compliance et de la distensibilité de la veine cave inférieure dans un modèle ovin in vivo à l’aide de l’angiographie 3D

Cette étude présente un modèle porcin pour l’évaluation des greffons de petit diamètre dans les artères fémorales. Le modèle imite la dynamique vasculaire humaine et évalue de manière exhaustive la perméabilité du greffon, l’hémodynamique et le remodelage vasculaire. Il offre une plate-forme précieuse pour tester les greffes vasculaires et les surveiller avec l’échographie Doppler et l’angiographie.

Implantation d’une greffe vasculaire fémorale dans un modèle porcin pour tester des greffes vasculaires de petit diamètre

Découvrez le modèle d'interposition veineuse chez le rat pour étudier la perméabilité des greffons de pontage et l'hyperplasie myointimale. Cette technique chirurgicale rapide permet d'évaluer les processus biologiques lors de l'occlusion.

Vein Interposition Modèle: un modèle approprié pour étudier Bypass Graft Patency

Explorer plus de vidéos