Name: Ablation stereotactically guidée du Rat Cortex auditif et localisation de la lésion dans le cerveau (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-11T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Découvrez l'ablation stéréotaxique guidée du cortex auditif chez le rat avec localisation précise de la lésion. Cette méthode permet d'étudier le rôle cortical dans la perception sonore et s'adapte à d'autres systèmes sensoriels.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Cette recherche a été financée par une subvention par le ministère de l’économie et la compétitivité (MINECO) du gouvernement de l’Espagne, SAF2016-78898-C2-2-R.

cette étude a été réalisée en stricte conformité avec les deux règlements espagnols (Décret Royal 53/2013 - loi 32/2007) et les lignes directrices de l’Union européenne (Directive 2010/63/UE) sur le soin et l’utilisation des animaux en recherche biomédicale.
 1. Préparation du Rat Remarque : nous avons effectué des expériences chez le rat mâle afin d’éviter tout changement hormonal.
<ol><li>Anesthésier l’animal à l’aide d’un mélange de chlorhydrate de kétamine (30 mg/kg) et de xylazine (5 mg/kg) injecté par voie intramusculaire ; avec cette dose, le rat devrait être profondément anesthésié pour environ 1 h.</li>
	<li>Pincer le rat &#39; orteil s ; absence de retrait réflexe indique que l’animal soit complètement inconscient. Si le rat réagit à la pincée, anesthésie supplémentaire de donner à un tiers de la dose initiale.</li>
	<li>Raser le cuir chevelu et désinfecter la zone chirurgicale avec la povidone-iode.</li>
	<li>Placer l’animal sur un coussin chauffant pour maintenir une température de 38 ° C et stabiliser l’animal &#39; s la tête dans un cadre stéréotaxique à l’aide de deux barres d’oreilles et d’un bar de la morsure. Soyez prudent afin d’éviter la perforation de la membrane tympanique avec les barres d’oreilles.</li>
	<li>Protection des yeux en appliquant une goutte de gel ophtalmique ou une solution saline de sérum à chaque oeil.</li>
</ol> 2. Emplacement de l’AC dans l’OS Temporal du Rat <ol><li>à l’aide d’un scalpel, faites une incision le long de la ligne médiane pour exposer le crâne et rétracter le périoste recouvrant la surface du crâne.</li>
	<li>Utiliser un embout de coton stérile pour retirer délicatement le sang qui recouvre la surface du crâne de visualiser bregma, lambda et interaural 0 selon l’atlas Paxinos et Watson le cerveau de rat 22.</li>
	<li>Faites une incision dans le muscle temporal près de son insertion dorsale sur le crâne avec un scalpel. Tirer sur le muscle à l’aide d’un matériau de l’aiguille et la suture et fixer le matériel de suture au cadre stéréotaxique ; Ceci exposera l’OS temporal. Si le saignement se produit, rincer avec du sérum physiologique stérile froid.</li>
	<li>Placer une aiguille stérile de droite dans le micromanipulateur stéréotaxique, en vous assurant qu’il est entièrement garanti.</li>
	<li>Abaisser lentement l’aiguille jusqu'à ce qu’il est juste au-dessus de la surface du crâne, de sorte que la pointe de l’aiguille est définie sur 0 interaural. Définir ce point comme un zéro et déterminer les coordonnées de ce point.</li>
	<li>Selon la région du cerveau qui intéresse, varier les coordonnées stéréotaxiques. Déterminer ces coordonnées en utilisant l’atlas Paxinos et Watson le cerveau de rat 22. Une fois les coordonnées déterminées, déplacer l’aiguille en fonction de ces coordonnées.</li>
	<li>Cibler l’AC en utilisant les coordonnées des quatre points suivants : a : A / P =-5,80 mm, M/L = +/-6,4 mm ; B: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-6,4 mm ; C: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-mm 8,67 ; D: A/P = -5,8 mm, M/L = +/-8,67 mm. abaisser l’aiguille à droite au-dessus de l’OS temporal de visualiser chacun de ces quatre points. À l’aide d’un marqueur, marquer les points sur l’OS temporal et les visser afin de dessiner un rectangle ; le rectangle sera un guide pour ouvrir une fenêtre dans l’OS ( Figure 1).</li>
</ol> 3. Exposition chirurgicale de l’AC <ol><li>ouvrir la fenêtre à l’aide d’une perceuse électrique et un petit foret Foret (Ø 0,6 mm). Percer le périmètre du rectangle à 8 000 tr/min jusqu'à ce que l’OS trahit. Refroidir la surface de forage en rinçant avec du sérum physiologique stérile froid pour ne pas endommager les structures sous-corticales. Lorsque l’OS cède la place, une baisse de résistance peut être détectée. Veillez à ne pas percer le cerveau.</li>
	<li>Quand les frontières sont lâches, tirer vers le haut de l’os de revêtement avec une pince fine et stockez-le dans une solution saline stérile froide.</li>
</ol> 4. Ablation de l’AC <ol><li>à l’aide d’un microscope chirurgical (10 X), délicatement coupé les méninges avec un couteau microchirurgie et supprimez-les à l’aide de deux pinces fine pointes. Si le saignement se produit, rincer avec du sérum physiologique stérile froid.</li>
	<li>Aspirer doucement l’AC à l’aide d’un dispositif d’aspiration chirurgical (bar de pression -0,24) couplé à une aiguille stérile de pointe émoussée 20 G. Ce point est essentiel et doit être effectuée avec beaucoup d’attention : aspirer uniquement les six couches corticales et non la substance blanche sous-jacente.</li>
	<li>Aspirer jusqu'à ce que les artères perforantes arrêter le saignement.</li>
	<li>Lorsque l’aspiration est terminée, couvrir la zone lésée avec l’OS extrait et appliquer une gaze hémostatique résorbable.</li>
	<li>Laisser le muscle temporal récupérer sa position d’origine et puis de suture la peau à l’aide de clips de plaie (9 mm). Pommade antibiotique (voir la Table des matières). Continuer à appliquer la pommade sur la plaie deux fois par jour pendant trois jours. 
	Remarque : Chaque application se compose d’une fine couche appliquée sur la plaie.</li>
	<li>Buprénorphine injecter par voie sous-cutanée à l’arrière de la rat (0,05 mg/kg) comme un analgésique 1 h après la chirurgie et puis toutes les 8 h pendant 72 h.</li>
	<li>Garder l’animal sur le coussin chauffant jusqu'à ce qu’il se réveille et remettez-le dans sa cage de logement pour recouvrer.</li>
	<li>Maison des animaux individuellement pour empêcher des compagnons de cage de toucher la zone suturée et fournir certains éléments de l’enrichissement. Changer la sciure de bois tous les jours pour prévenir l’infection et vérifiez soigneusement que l’animal récupère correctement et ne montre aucun signe d’inconfort.</li>
</ol> 5. Collection de tissus attention : lors de la manipulation de paraformaldéhyde (PFA), solide et aqueux, porter l’équipement de protection individuelle (EPI) et utiliser un coffret de sûreté.
 Remarque : préparer 750 mL de solution de formaldéhyde en dissolvant 4 % (p/v) : PFA dans 1 x solution tamponnée au phosphate (PBS) à l’aide de la chaleur (55 ° C). Filtrer la solution de formaldéhyde avec du papier filtre. Préparer la sonnerie &#39; s Solution en dissolvant 8,5 g de NaCl, 0,25 g de KCl et 0,2 g de NaHCO 3 dans 1 000 mL d’eau (solution à pH = 6,9).
<ol><li>Laissez l’animal survivre tant qu’il est nécessaire pour l’étude. Une fois terminé des études réalisées avec le rat roussi AC, en phase terminale il anesthésier par injection intra péritonéale de 0,1 mL de pentobarbital de sodium (60 mg/kg). Évaluer la profondeur de l’anesthésie par le pincement de l’orteil et l’absence de réflexe de retrait.</li>
	<li>Lorsque l’animal est profondément anesthésié, effectuer une perfusion intracardiaque 23 de 125 mL de Ringer &#39; Solution s suivie de 750 mL de solution de formaldéhyde à l’aide d’une mesure d’aiguille de 1,8 mm de diamètre intérieur.</li>
	<li>Lorsque la perfusion est terminée, décapiter le rat à la première vertèbre cervicale.</li>
	<li>Utiliser des ciseaux pour enlever la peau et des muscles de la tête et exposer le crâne. Utiliser des ciseaux pour couper et ouvrir le trou occipital et enlever l’arrière du crâne.</li>
	<li>Faire la découpe transversale coupée dans l’OS orbital à l’aide de ciseaux Spencer et utiliser des pinces-gouges pour couper le long des bords supérieurs du crâne pour exposer le cerveau. Veillez à ne pas endommager le cerveau à.</li>
	<li>Une fois que le cerveau est exposé, retirer délicatement la dure-mère avec une pincette de fine pointe. Utilisez un doigt pour doucement scoop sous et élever le cerveau. Augmenter le cerveau et réduire l’unt de nerfsil c’est gratuit. Immerger le cerveau dans une solution de formaldéhyde et de conserver à 4 ° C pendant 24 h.</li>
</ol> 6. Localisation des lésions AC <ol><li>après après fixation, placer soigneusement le cerveau en une matrice de cerveau de rat sagittale exposer la surface latérale du cerveau.</li>
	<li>Placer une caméra 21 cm au-dessus de la surface du cortex à l’aide d’un support de caméra, sélectionnez le &#34; super macrophotographie &#34; mode et prenez une photo de la surface du cerveau.</li>
	<li>Placer le cerveau dans une matrice de cerveau de rat coronale exposer la surface dorsale du cerveau et prendre une autre photo.</li>
	<li>à l’aide d’un éditeur logiciel, ouvrez les images et les réduire de 50 % pour le rendre plus facile de travailler avec eux. Identifier le bregma, lambda et interaural 0 Références sur l’image en fonction de coordonnées Paxinos et Watson 19 et marquer leur position dans les images ( Figure 2). Dessinez le contour de l’ablation sur l’image latérale du cerveau. Calculer le périmètre.</li>
	<li>Importation la coordonnée carte où les primaires (A1) et les régions secondaires (dorsale et ventrale cortex) des AC sont situés 18 vers le fichier du programme de l’éditeur où vous travaillez avec les photos. Cliquez sur la carte et faites-la glisser pour il superpose à la photographie latérale du cerveau roussi.
	<ol><li>Faire le bregma et références lambda de la feuille de coordonnées coïncident avec les références de bregma et lambda identifiés dans l’image du cerveau latéral.</li>
		<li>Utiliser la fissure rhinal comme référence pour ajuster l’image du cerveau à la carte et leur faire coïncider ( Figure 2 b).</li>
	</ol></li> <li>Calculer le pourcentage de la lésion par rapport à la zone occupée par l’AC</li></ol>

<ol><li>Talwar, S. K., Gerstein, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auditory+frequency+discrimination+in+the+white+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Auditory frequency discrimination in the white rat.</a> Hear Res. 126 (1-2), 135-150 (1999).</li>
<li>Heffner, H. E., Heffner, R. S., Contos, C., Ott, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Audiogram+of+the+hooded+Norway+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Audiogram of the hooded Norway rat.</a> Hear Res. 73 (2), 244-247 (1994).</li>
<li>Malmierca, M. S., Merchán, M. A. Auditory System. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/book/9780123742452">The Rat Nervous System</a>. , Academic Press. San Diego. 995-1080 (2004).</li>
<li>Delano, P. H., Elgoyhen, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Editorial%3A+Auditory+Efferent+System%3A+New+Insights+from+Cortex+to+Cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Syst+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Editorial: Auditory Efferent System: New Insights from Cortex to Cochlea.</a> Front Syst Neurosci. 10, 1-2 (2016).</li>
<li>Dinse, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sound+Case+for+Enrichment.+Focus+on+%22Environmental+Enrichment+Improves+Response+Strength%2C+Threshold%2C+Selectivity%2C+and+Latency+of+auditory+cortex+Neurons.%22%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Sound Case for Enrichment. Focus on "Environmental Enrichment Improves Response Strength, Threshold, Selectivity, and Latency of auditory cortex Neurons.".</a> J Neurophysiol. 92 (1), 36-37 (2004).</li>
<li>Polley, D. B., Heiser, M. A., Blake, D. T., Schreiner, C. E., Merzenich, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Associative+learning+shapes+the+neural+code+for+stimulus+magnitude+in+primary+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Associative learning shapes the neural code for stimulus magnitude in primary auditory cortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 101 (46), 16351-16356 (2004).</li>
<li>Kaur, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracortical+Pathways+Determine+Breadth+of+Subthreshold+Frequency+Receptive+Fields+in+Primary+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Intracortical Pathways Determine Breadth of Subthreshold Frequency Receptive Fields in Primary auditory cortex.</a> J Neurophysiol. 91 (6), 2551-2567 (2004).</li>
<li>Talwar, S. K., Musial, P. G., Gerstein, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+mammalian+auditory+cortex+in+the+perception+of+elementary+sound+properties%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Role of mammalian auditory cortex in the perception of elementary sound properties.</a> J Neurophysiol. 85 (6), 2350-2358 (2001).</li>
<li>Tan, A. Y. Y., Atencio, C. A., Polley, D. B., Merzenich, M. M., Schreiner, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unbalanced+synaptic+inhibition+can+create+intensity-tuned+auditory+cortex+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Unbalanced synaptic inhibition can create intensity-tuned auditory cortex neurons.</a> Neuroscience. 146 (1), 449-462 (2007).</li>
<li>León, A., Elgueda, D., Silva, M. A., Hamamé, C. M., Delano, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auditory+cortex+basal+activity+modulates+cochlear+responses+in+chinchillas%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Auditory cortex basal activity modulates cochlear responses in chinchillas.</a> PLOS ONE. 7 (4), e36203(2012).</li>
<li>Jager, K., Kossl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Corticofugal+Modulation+of+DPOAEs+in+Gerbils%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Corticofugal Modulation of DPOAEs in Gerbils.</a> Hear Res. 332, 61-72 (2016).</li>
<li>Dragicevic, C. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Olivocochlear+Reflex+Strength+and+Cochlear+Sensitivity+are+Independently+Modulated+by+auditory+cortex+Microstimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">The Olivocochlear Reflex Strength and Cochlear Sensitivity are Independently Modulated by auditory cortex Microstimulation.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 16 (2), 223-240 (2015).</li>
<li>Clarkson, C., Herrero-Turrión, M. J., Merchán, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+Auditory+Deafferentation+Induces+Long-Term+Plasticity+in+the+Inferior+Colliculus+of+Adult+Rats%3A+Microarray+and+qPCR+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Cortical Auditory Deafferentation Induces Long-Term Plasticity in the Inferior Colliculus of Adult Rats: Microarray and qPCR Analysis.</a> Front Neural Circuits. 6, 86(2012).</li>
<li>Clarkson, C., Juíz, J. M., Merch́an, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+regulation+in+calretinin+staining+in+the+rat+inferior+colliculus+after+unilateral+auditory+cortical+ablation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Long-term regulation in calretinin staining in the rat inferior colliculus after unilateral auditory cortical ablation.</a> J Comp Neurol. 518, 4261-4276 (2010).</li>
<li>Clarkson, C., Juíz, J. M., Merchán, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+down-regulation+of+sound-induced+c-Fos+protein+expression+in+the+inferior+colliculus+after+ablation+of+the+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neuroanat%22%5BJournal%5D)">Transient down-regulation of sound-induced c-Fos protein expression in the inferior colliculus after ablation of the auditory cortex.</a> Front Neuroanat. 4, 141(2010).</li>
<li>Hunter, K. P., Willott, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+bilateral+lesions+of+auditory+cortex+in+mice+on+the+acoustic+startle+response%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Effects of bilateral lesions of auditory cortex in mice on the acoustic startle response.</a> Physiol Behav. 54 (6), 1133-1139 (1993).</li>
<li>Lamas, V., Arevalo, J. C., Juiz, J. M., Merchán, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acoustic+input+and+efferent+activity+regulate+the+expression+of+molecules+involved+in+cochlear+micromechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Syst+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Acoustic input and efferent activity regulate the expression of molecules involved in cochlear micromechanics.</a> Front Syst Neurosci. 8, 253(2014).</li>
<li>Lamas, V., Alvarado, J. C., Carro, J., Merchán, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+evolution+of+brainstem+electrical+evoked+responses+to+sound+after+restricted+ablation+of+the+auditory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Long-term evolution of brainstem electrical evoked responses to sound after restricted ablation of the auditory cortex.</a> PLOS ONE. 8 (9), e73585(2013).</li>
<li>Lamas, V., Juiz, J. M., Merchán, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+the+auditory+cortex+results+in+changes+in+the+expression+of+neurotransmission-related+mRNAs+in+the+cochlea%5BTitle%5D)+AND+%22Hear+Res%22%5BJournal%5D)">Ablation of the auditory cortex results in changes in the expression of neurotransmission-related mRNAs in the cochlea.</a> Hear Res. 346, 71-80 (2017).</li>
<li>Doron, N. N., Ledoux, J. E., Semple, M. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Redefining+the+tonotopic+core+of+rat+auditory+cortex%3A+physiological+evidence+for+a+posterior+field%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Redefining the tonotopic core of rat auditory cortex: physiological evidence for a posterior field.</a> J Comp Neurol. 453 (4), 345-360 (2002).</li>
<li>Polley, D. B., Read, H. L., Storace, D. a, Merzenich, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiparametric+auditory+receptive+field+organization+across+five+cortical+fields+in+the+albino+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Multiparametric auditory receptive field organization across five cortical fields in the albino rat.</a> J Neurophysiol. 97 (5), 3621-3638 (2007).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Rat+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Academic Press. Sydney. (2005).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+Animal+Perfusion+Fixation+for+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents.</a> J Vis Exp. (65), e3564(2012).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent que la recherche a été effectuée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprété comme un conflit d’intérêts potentiel.

Une chirurgie du cerveau réussie dépend de deux facteurs : maintenir l’animal en vie pendant et après la procédure et de localiser avec précision la zone d’intérêt. Veiller à ce que le rat est profondément anesthésié au cours de la chirurgie (test du réflexe de retrait) et reçoit des analgésiques adéquates et antibiotiques non ototoxiques devraient contribuer à la survie. En outre, le rat doit être conservé sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu’il se réveille de l’anesthésie pour éviter l’hypothermie. Suture diminuera la sensibilité aux infections, et une bonne technique est vitale : animaux viendra chercher à leurs clips de plaie, donc ils doivent être implantés assez serré pour empêcher la suppression sans mettre trop de tension sur la plaie.
Pour localiser avec précision l’AC (ou toute autre zone corticale), il est important de déterminer la position du bregma, lambda et 0 interaural de les utiliser comme références pour calculer les limites de la région ciblée. Toute erreur dans le calcul des coordonnées entraînera l’ablation partielle de l’AC ou l’aspiration intempestif des autres régions avoisinantes. Ainsi, la pointe de l’aiguille devrait toucher uniquement l’os à 0 interaural et puis traduire les coordonnées antéro-postérieure et médiolatérales selon ce qui est décrit dans le présent protocole.
Dans ce manuscrit, nous avons également décrit comment chirurgicalement exposer et l’ablation de l’AC. Il y a trois étapes cruciales : le processus de forage, l’ouverture et l’élimination des méninges et l’ablation par aspiration. De forage doit être effectuée à basse vitesse avec une pression minimale, comme une vitesse de forage élevée génère de la chaleur qui peut affecter à proximité de structures sous-corticales. Cependant, maintenir une vitesse faible et le refroidissement de la zone de forage avec du sérum physiologique stérile froide devraient empêcher tout dommage. En outre, la pression minimale est indispensable pour éviter une rupture brutale du crâne et du préjudice en résultant pour le cortex sous-jacent. L’ouverture et le retrait des méninges qui couvrent l’AC doivent être effectuées avec précaution pour éviter d’interrompre les vaisseaux sanguins. Si le saignement se produit, le pronostic précoce et tardif est généralement défavorable et on peut se demander si un tel animal répond aux critères d’admissibilité pour une étude fiable. Nous vous recommandons dans ce cas d’euthanasie. Enfin, l’aspiration (sans doute l’aspect plus difficile en effectuant une lésion apparente), doit être limitée à la matière grise. Il y a deux indicateurs qui peuvent aider à détecter la présence de la substance blanche : (1) un changement dans le contraste des couleurs, comme la substance blanche est plus lumineux que la matière grise ; et (2) la cessation des saignements des artères perforantes.
Après que toute manipulation effectuée dans le cerveau, il est nécessaire de déterminer la localisation, la taille et l’extension de la procédure dans le cortex pour l’analyse ultérieure et la validation des données provenant de l’animal. Dans ce manuscrit, nous détaillons la localisation de l’ablation effectuée dans le cortex en utilisant une carte coordonnée précédemment décrite par notre groupe18. Cette carte a été dressée à l’aide de références anatomiques obtenus à partir des reconstructions de sections sériées de coupes histologiques, en corrélation avec l’atlas Paxinos et Watson le cerveau de rat22. En conséquence, le plan établit une distinction entre le primaire (A1) et le cortex secondaires (dorsale et ventrale) de l’AC. Le principal avantage de cette carte coordonnée est qu’il permet la localisation rapide de la lésion en superposant une photo prise sur la surface latérale du cerveau placé dans une matrice de cerveau sagittale. Un autre avantage est que les laboratoires ayant moins d’expérience en anatomie peuvent utiliser la carte en l’adaptant à leurs modèles animaux. Il suffit de régler l’écartement du bregma, lambda et interaural 0 références dans un cerveau contrôle perfusé et l’évolution de la carte vers le haut ou vers le bas en conséquence. Utilisez la Fissure Rhinal comme référence pour ajuster l’image du cerveau à la carte. Impossible de déterminer la profondeur de l’ablation dans cette carte coordonnée, donc il doit être déterminée dans les coupes histologiques de cerveau.
La combinaison de méthodes stéréotaxiques avec l’exposition chirurgicale de l’AC sont des méthodes de base qui pourraient être facilement adaptés par n’importe quel chercheur qui souhaite cibler l’AC chez le rat. C’est peut-être pour une expérience aiguë ou qui exige l’implantation des dispositifs permanents. Par ailleurs, l’ablation chirurgicale de l’AC a servi auparavant comme un modèle pour étudier les effets de la privation chronique corticale en audience. Ablations AC pourraient également être utilisées pour étudier les effets qu’exercent dans d’autres régions corticales unilatérale ablation AC, ou service de modèle de course. Ainsi, les conceptions expérimentales décrites ici sont des méthodes utiles qui peuvent être appliquées individuellement ou en association à un large éventail de modèles expérimentaux.

Le rat est un des modèles animaux plus couramment utilisés en neurosciences auditif. La robustesse de son comportement le rend capable de travailler pendant des centaines d’essais par jour. Sa sensibilité et son acuité spectrale pour audience1,2et l’Organisation anatomique et fonctionnelle de son système central, comparable aux autres mammifères3, faire le rat un modèle animal approprié permettant d’analyser un large éventail de thèmes de recherche en neurosciences auditif. Le cortex auditif de rat (AC), en particulier, a fait l’objet de plusieurs études anatomiques et physiologiques qui ont tenté de comprendre sa structure, organisation et rôle dans le traitement du son3. De nos jours, le commandant de bord est devenu populaire parmi neuroscientifiques intéressés de la plasticité de l’expérience-dépendance, perception auditive, les fondements synaptique de champ réceptif organisation et le contrôle cortical du traitement sonore dans le sous-corticale auditif noyaux4,5,6,7,8,9. Pour relever les défis que posent ces nouvelles approches, procédures qui peuvent localiser avec précision et chirurgicalement exposer l’AC accélérera les efforts de recherche. Stéréotaxiques techniques le rendent facile à localiser les régions spécifiques dans le cerveau sans essai de physiologie. Bien que la taille du cerveau varie légèrement entre les animaux, l’emplacement de n’importe quel secteur de cerveau peut être déterminé à l’aide de coordonnées stéréotaxiques, définir des points de repère sur le crâne, le cerveau de rat.
L’ablation restreinte du Comité d’audit est l’ablation chirurgicale de la région sensorielle du cortex plus directement liée à l’audience. Contrairement aux autres méthodes utilisées pour bloquer l’activité du Comité d’audit, telles que le refroidissement ou locale lidocaïne injections10,11,12, l’ablation chirurgicale des résultats AC la perte chronique de fonction. Ainsi, les ablations AC conviennent mieux pour étudier les effets à long terme de privation corticale, ainsi que les phénomènes ultérieurs de la plasticité de la lésion. La combinaison des méthodes stéréotaxiques avec ablation chirurgicale du Comité d’audit a été utilisée avec succès pour étudier les effets physiologiques, comportements et moléculaires du contrôle cortical privation13,14,15 ,16,17,18,19. Par exemple, un modèle de rat avec ablation bilatérale de AC a été utilisé pour étudier les effets de l’ablation corticale dans le réflexe de sursaut auditif et auditif du tronc cérébral (PEATC) les réponses16. Récemment, nous avons comparé les effets qu’unilatérales contre ablation bilatérale du rat AC produit dans les seuils de l’ABR, amplitudes et latences à des moments différents après la blessure de18. En outre, le modèle de rat de l’ablation AC restrictive a également servi à étudier les effets de la dégénérescence voie corticofugal dans les collicus inférieurs13,14,15 et l’oreille interne17 ,19. Après qu’une telle manipulation est effectuée dans le cerveau, il est nécessaire d’évaluer la localisation, la taille et l’extension des lésions dans le cortex. Bien que très utile, la principale limitation de cartes tonotopique issu des réponses neuronales20,21 sont les techniques électrophysiologiques nécessaires pour localiser les domaines auditifs dans le cerveau de rat. Pas tous les laboratoires ayant des équipements nécessaires ou des compétences pour faire ces enregistrements, nous avons construit une carte coordonnée fondée sur le transfert des limites cytoarchitecturaux du Comité d’audit à une image de la surface du cerveau18. Cette carte peut être très utile pour localiser l’AC sans essai de physiologie.
Le présent protocole décrit une méthode pour l’emplacement stereotactically guidée, exposition chirurgicale et ablation de l’AC chez les rats. Il décrit également comment utiliser nos coordonnées carte18 de localiser facilement l’extension de la lésion sur une image de la surface des cerveaux ramollis.

<table><tbody><tr><td>Cadre stéréotaxique</td><td>David Kopf Ins.</td><td>900</td><td></td></tr><tr><td>Microscope chirurgical</td><td>WILD M650 Heerbrugg</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>DAGA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromoteur dentaire</td><td>W& H elco</td><td>5118</td><td></td></tr><tr><td>Meule diamantée</td><td>B Braun</td><td>GD021R</td><td>0,6 mm</td></tr><tr><td>Aspirateur chirurgical</td><td>Atmos</td><td>Atmoforte E2</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Merial</td><td></td><td>30 mg/kg</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Bayer</td><td></td><td>5 mg/kg</td></tr><tr><td>Micromanipulateur</td><td>Narishige</td><td>SM-11</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>Lawton</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone iodée</td><td>Meda</td><td>Betadine</td><td></td></tr><tr><td>sérum salin stérile</td><td>B.Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>20G aiguille stérile</td><td>Terumo Neolus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Embouts</td><td></td><td></td><td></td>de coton</tr><tr><td>Matériau de suture</td><td>B.Braun</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Onguent antibiotique</td><td>Quadriderme (Betametasona, Gentamicina, Clotrimazol) - Schering-Plough</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinceps</td><td>dimeda</td><td>10.331.12</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles chirurgicales</td><td>World Precision Instruments</td><td>501940</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Indivior UK</td><td>Buprex</td><td>0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>Scissor</td><td>dimeda</td><td>08.120.15</td><td></td></tr><tr><td>Spencer ciseaux</td><td>dimeda</td><td>08.804.14</td><td></td></tr><tr><td>Rongeurs</td><td>Lawton</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Couteau microchirurgical</td><td>MSP</td><td>7503</td><td></td></tr><tr><td>Gaze hémostatique résorbable</td><td>Surgicel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rat Saggital Brain Matrix</td><td>Activational systems Inc.</td><td>RBM-1000DV / RBM 4000C</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodique</td><td>Vetoquinol</td><td></td><td>60 mg/kg</td></tr><tr><td>Appareil photo</td><td>Olympus 5.1 MP</td><td>C-5060 objectif zoom large</td><td>F2.8-4.8</td></tr><tr><td>Pinces de bobinage</td><td>Reflex 9</td><td></td><td>9 mm</td></tr><tr><td>Canvas 12</td><td>ACD Systems</td><td></td><td></td></tr><tr>diamètre de<td>l’aiguille</td><td></td><td></td><td>1,8 mm</td></tr><tr><td>Entonnoir séparateur</td><td>labbox</td><td>11409</td><td>500 mL</td></tr><tr><td>GluA2 primer Forward</td><td>GeneBank</td><td>NM_017261</td><td>CGGCAGCTCAGCTAAAAACT</td></tr><tr><td>GluA2 primer Reverse</td><td>GeneBank</td><td>NM_017261</td><td>TTGTAGCTGGTGTGTTGA</td></tr><tr><td>GluA3 primer Forward</td><td>GeneBank</td><td>NM_032990</td><td>ATTGCTGATGGTGCAATGAC</td></tr><tr><td>GluA3 primer Reverse</td><td>GeneBank</td><td>NM_032990</td><td>TTTGCATTGTCGCAAGTCTC</td></tr></tbody></table>

ablation stereotactically guidée du rat cortex auditif et localisation de la lésion dans le cerveau

Stereotactically-guided Ablation of the Rat Auditory Cortex, and Localization of the Lesion in the Brain

Le cortex auditif de rat (AC) est plus populaire parmi les enquêteurs neuroscience auditif qui s’intéressent à la plasticité de l’expérience-dépendance des processus perceptifs auditifs et contrôle cortical du son traitement dans les noyaux sous-corticaux auditifs. Pour aborder de nouveaux défis, une procédure pour localiser avec précision et chirurgicalement exposer le cortex auditif hâterait cet effort de recherche. Neurochirurgie stéréotaxique est régulièrement utilisée dans la recherche préclinique chez des modèles animaux pour greffer une aiguille ou une électrode à un emplacement prédéfini dans le cortex auditif. Dans le protocole suivant, nous utilisons des méthodes stéréotaxiques d’une nouvelle façon. Nous identifions les quatre points de coordonnées sur la surface de la temporal bone du rat pour définir une fenêtre qui, une fois ouvert, expose avec précision les fois le primaire (A1) et secondaire cortex (dorsale et ventrale) de l’AC à l’aide de cette méthode, nous effectuons ensuite une chirurgie ablation de l’AC. Après qu’une telle manipulation ne soit effectuée, il est nécessaire d’évaluer la localisation, la taille et l’extension des lésions dans le cortex. Ainsi, on décrit également une méthode pour localiser facilement le post-mortem AC ablation à l’aide d’une carte coordonnée construite en transférant les limites de la cytoarchitecturaux du Comité d’audit sur la surface du cerveau. La combinaison de l’emplacement de stereotactically guidée et l’ablation de l’AC avec la localisation de la zone lésée en un post mortem carte coordonnée facilite la validation de l’information provenant de l’animal et conduit à une meilleure analyse et compréhension des données.

Nous avons effectué un emplacement stereotactically guidée et exposition chirurgicale ablation unilatérale du Comité d’audit dans trois rats Wistar. La localisation de la lésion a confirmé que les ablations effectuées dans les trois rats empiété les grandes subdivisions de l’AC (cortex primaire, dorsale et ventrale) et comprend une gamme de 80 à 100 % de la superficie totale de l’AC (Figure 2 b).
Le protocole décrit ici pour exécuter restrictives ablations AC a encore été utilisé dans notre laboratoire pour étudier les effets à long terme de la privation de contrôle cortical dans les noyaux sous-corticaux auditifs, ainsi que les phénomènes ultérieurs de la plasticité. Dans ces études, le protocole des ablations d’AC a été validé par l’application physiologique (ABR), comportementales (réactions de sursaut, prepulse inhibition ; PPI) et moléculaire (puces à ADN, qPCR et Western Blot) méthodes13,14,15,16,17,18,19. Ici, afin de démontrer l’efficacité de notre protocole, nous laissons trois rats AC ablation survivre pendant une semaine, et recueilli le limaçon lors de la collecte de tissus vers étudier les changements dans l’expression des sous-unités AMPA plus pertinentes présentes dans la cochlée adulte , GluA2 et GluA3, par qPCR. La comparaison entre les transcriptions de AC ablation des rats et animaux témoins de simulacre où tout le processus de la chirurgie, mais pas l’ablation corticale ont été effectués ont montré une régulation à la baisse pour GluA2 et une régulation pour GluA3 dans les deux limaçon (Figure 3) , qui est en accord avec notre précédente étude19.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56429/56429fig1.jpg"> 
Figure 1 : Images de l’OS temporal de rat à trois différentes étapes chirurgicales. (A) transfert des coordonnées stéréotaxiques du Comité d’audit de l’OS temporal. Les coordonnées des points sont : A: A/P = -5,8 mm, M/L = +/-6,4 mm ; B: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-6,4 mm ; C: A/P = -2,7 mm, M/L = +/-mm 8,67 ; D: A/P = -5,8 mm, M/L = +/-8,67 mm. (B) les coordonnées sont utilisées comme référence pour dessiner un rectangle sur la surface de l’OS temporal qui guidera l’ouverture d’une fenêtre. (C) montre la fenêtre ouverte dans l’OS après avoir percé. Les méninges avec les vaisseaux sanguins peuvent être observés sur la surface du cerveau. R: rostral, D: dorsale. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56429/56429fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56429/56429fig2.jpg"> 
Figure 2 : procédure pour la localisation des lésions dans le cerveau de rat. Photographie (A) de la surface dorsale d’une AC pratiqué l’ablation du cerveau avec des aiguilles stereotactically implantés dans Lambda et Bregma (selon Paxinos et Watson coordonnées19). Pointillés marquent la position du Bregma et Interaural 0 dans la grille de 9 x 9 cm, ainsi que dans la surface dorsale du cerveau. (B) photographie de la surface latérale du cerveau roussi superposée à la carte coordonnée de l’AC. Le périmètre de la lésion est marqué en rouge sur la photo. Le périmètre de la zone d’AC est marqué en noir sur la carte. Dans cet exemple, le pourcentage de l’ablation de AC à l’égard de la superficie totale occupée par l’AC est 84.79 %. AC : cortex auditif, IA : inter auriculaire, FR : Fissure Rhinal. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56429/56429fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56429/56429fig3.jpg"> 
Figure 3 : changements dans les niveaux d’ARNm des sous-unités de récepteurs AMPA GluA2 et GluA3 après unilatérale AC ablations 7 jours après lésion. Résultats sont présentés sous la moyenne ± écart du changement pli. Changements pour les transcriptions GluA2 sont représentés en bleu. Changements pour les transcriptions GluA3 sont présentées en rouge. Une diminution significative de GluA2 et une augmentation de GluA3 sont observées dans les deux limaçon (ipsi - et controlatéral de l’ablation) par rapport aux contrôles avec aucune ablation corticales à 7 jours après la chirurgie ; C’est en accord avec nos précédents résultats19. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56429/56429fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>

Nous décrivons une méthode pour l’emplacement de stereotactically guidée, l’exposition et ablation du cortex auditif chez les rats. La localisation de l’ablation est évaluée à l’aide d’un post-mortem carte coordonnée.

Ablation stereotactically guidée du Rat Cortex auditif et localisation de la lésion dans le cerveau

The rat auditory cortex (AC) is becoming popular among auditory neuroscience investigators who are interested in experience-dependence plasticity, ...

L’objectif général de cette procédure est de décrire l’ablation stéréotaxique du cortex auditif et l’utilisation d’une carte de coordonnées pour localiser la lésion sur une image de la surface du cerveau. Cette méthode peut aider les chercheurs en neurosciences auditives à aborder le rôle des cortex dans la voie de la perception du son. Ainsi que les mécanismes et la plasticité positionnelle de la ligne.Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet l’exposition chirurgicale et l’ablation du cortex auditif en utilisant des méthodes de base qui peuvent être adaptées par n’importe quel investigateur. Cette méthode peut donc être utile dans le domaine des neurosciences auditives, elle peut également être appliquée dans d’autres systèmes tels que le visuel et le somatosensoriel. Cette méthode peut également être utilisée pour étudier les défauts que l’ablation unilatérale du cortex auditif exerce dans d’autres zones corticales.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car l’identification et la traduction correctes des coordonnées stéréotaxiques dans l’os temporal sont essentielles pour localiser avec précision le cortex auditif. Pour commencer cette procédure, placez le rat anesthésié sur un coussin chauffant pour maintenir sa température corporelle. Stabilisez ensuite la tête de l’animal dans un cadre stéréotaxique à l’aide de deux barres d’oreille et d’une barre de morsure.Rasez le cuir chevelu et désinfectez la zone chirurgicale avec de la povidone iodée. À l’aide d’un scalpel, faites une incision le long de la ligne médiane pour exposer le crâne et rétracter le périoste recouvrant la surface du crâne. Après cela, utilisez un coton-tige stérile pour enlever doucement tout sang recouvrant la surface du crâne.Afin de visualiser Bregma, Lambda et la ligne interaurale, faites une incision dans le muscle temporal près de son insertion dorsale sur le crâne avec un scalpel. Après cela, tirez le muscle à l’aide d’une aiguille et d’un matériau de suture et fixez le matériau de suture au cadre stéréotaxique afin d’exposer l’os temporal. Abaissez lentement une aiguille droite stérile jusqu’à ce qu’elle soit juste au-dessus de la surface du crâne, de sorte que la pointe de l’aiguille soit réglée sur le zéro interaural.Définissez ce point sur zéro. Ensuite, ciblez l’AC à l’aide de quatre points. Abaissez ensuite l’aiguille à droite au-dessus de l’os temporal pour visualiser chacun de ces quatre points.Marquez les points avec un marqueur sur l’os temporal et reliez-les afin de dessiner un rectangle. Le rectangle servira de guide pour ouvrir une fenêtre dans l’os. Dans cette procédure, ouvrez la fenêtre à l’aide d’une perceuse électrique et d’un petit foret.Percez le périmètre du rectangle à 8 000 tr/min jusqu’à ce que l’os cède. Refroidissez la surface de forage en la rinçant avec une solution saline stérile froide pour éviter d’endommager les structures sous-corticales. Lorsque l’os cède, veillez à ne pas percer le cerveau.Lorsque les bords sont détachés, tirez l’os de couverture avec une pince fine et rangez-le dans une solution saline froide et stérile. À l’aide d’un microscope chirurgical, coupez doucement les méninges à l’aide d’un couteau microchirurgical et retirez-les à l’aide de deux pinces à pointe fine. En cas de saignement, rincez le site chirurgical avec une solution saline stérile et froide.Ensuite, aspirez doucement le CA à l’aide d’un dispositif d’aspiration chirurgicale couplé à une aiguille stérile à pointe émoussée de calibre 20. Aspirez uniquement les six couches corticales, et non la substance blanche sous-jacente. Ce point est critique et doit être effectué avec beaucoup de soin.Lorsque l’aspiration est terminée, couvrez le site chirurgical avec l’os extrait et appliquez une gaze hémostatique résorbable. Laissez le muscle temporal retrouver sa position d’origine, puis suturez la peau à l’aide de pinces à plaie. Après cela, appliquez une pommade antibiotique sur la plaie.Par la suite, injectez de la buprénorphine par voie sous-cutanée dans le dos du rat comme analgésique, une heure et huit heures après la fin de la chirurgie. Gardez l’animal sur le coussin chauffant jusqu’à ce qu’il se réveille et retournez-le dans sa cage d’hébergement pour qu’il se rétablisse. Lorsque la recherche effectuée avec le rat ablaté par AC est terminée, anesthésiez-le en phase terminale par injection intrapéritonéale de 0,1 millilitre de pentobarbital sodique.Après avoir effectué une profusion intracardiaque de solution de Ringer et de formaldéhyde, retirez la peau et le muscle de la tête pour exposer le crâne. À l’aide de ciseaux Spencer, faites une coupe transversale dans l’os orbitaire. Après cela, retirez l’arrière du crâne et utilisez des rongeurs pour couper le long des bords supérieurs du crâne afin d’exposer le cerveau.Attention à ne pas endommager le cerveau. Une fois le cerveau exposé, retirez soigneusement la dure-mère à l’aide d’une pince à pointes fines. Utilisez un doigt pour ramasser doucement sous et élever le cerveau.Ensuite, soulevez le cerveau et coupez les nerfs jusqu’à ce qu’il soit libre. Ensuite, plongez le cerveau dans une solution de formaldéhyde et conservez-le à quatre degrés Celsius pendant 24 heures. Après la post-fixation, placez soigneusement le cerveau dans une matrice cérébrale de rat sagittale, exposant la surface latérale du cerveau.Placez une caméra à 21 centimètres au-dessus de la surface du cortex à l’aide d’un support de caméra. Ensuite, sélectionnez le mode de prise de vue super-macro et prenez une photo de la surface du cerveau. Ensuite, à l’aide d’un programme d’édition d’images, ouvrez les images et réduisez-les de 50 %Identifiez les références Bregma, Lambda et zéro interaural et marquez leur position dans les images.Dessinez le contour de l’ablation sur l’image latérale du cerveau. Importez la carte de coordonnées où se trouvent les régions primaire et secondaire du cortex auditif dans le fichier du programme d’édition. Cliquez ensuite sur la carte et faites-la glisser pour la superposer à la photographie latérale du cerveau ablaté.Faites coïncider les références Bregma et Lambda de la carte de coordonnées avec les références Bregma et IA identifiées sur l’image du cerveau latéral. Par la suite, utilisez la fissure rhinale comme référence pour ajuster l’image du cerveau à la carte et les faire coïncider. Il est important de confirmer que la substance blanche est intacte.Cela peut être fait par immunomarquage initial d’une section en série du cerveau. Pour démontrer l’efficacité de notre protocole, nous avons maintenu les trois rats ablatés par AC pendant une semaine, puis nous avons collecté les cochlées pour étudier les changements dans l’expression des sous-unités AMPA les plus pertinentes présentes dans la cochlée adulte, GluA2 et GluA3 par qPCR. La comparaison entre les transcrits de rats ablatés par AC et d’animaux témoins fictifs a montré une régulation à la baisse pour GluA2 et une régulation à la hausse pour GluA3 dans les deux cochlées, ce qui est en accord avec notre étude précédente.Lors de la tentative de chirurgie, il est important de se rappeler trois choses : percer l’os temporal à la vitesse la plus basse avec une pression minimale, retirer soigneusement les méninges pour éviter de briser les vaisseaux sanguins et limiter l’aspiration à la matière grise. Une fois maîtrisée, l’exposition chirurgicale et l’ablation du cortex auditif peuvent être réalisées en 45 minutes si elle est réalisée correctement. À la suite de cette procédure, des méthodes physiologiques, comportementales et/ou immunocytochimiques peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme comment l’absence de cortex auditif affecte le fonctionnement d’autres systèmes sensoriels.

stereotactically-guided-ablation-rat-auditory-cortex-localization

Research

Recherche

JoVE Journal

Behavior

Comportement

Nous avons développé une méthode pour l'imagerie simultanée par résonance magnétique fonctionnelle et l'enregistrement électrophysiologique dans le cerveau de rongeurs, en fournissant une plateforme pour l'étude de la relation entre l'activité neuronale et le niveau d'oxygénation du sang dépendantes (BOLD) du signal IRM.

IRMf simultanées et l&#39;électrophysiologie dans le cerveau de rongeurs

L'ablation ciblée de la région spécifique du cerveau (s) par perfusion d'une excitotoxine en utilisant les coordonnées stéréotaxique est décrite. Cette technique pourrait également être adapté pour perfusion d'autres produits chimiques dans le cerveau de rat.

Chirurgie stéréotaxique pour lésion excitotoxique des zones spécifiques du cerveau chez le rat adulte

La vidéo montre une procédure d’implantation d’une unité d’électrode multicanal bidirectionnelle sans fil dans le cerveau d’un rat pour enregistrer et stimuler des réseaux neuronaux multicanaux.

Implantation d’un système de microélectrodes bidirectionnelles sans fil dans le cerveau d’un rat

Cette vidéo montre une procédure pour induire des lésions tissulaires ou un infarctus dans le pont d’un rat anesthésié à l’aide d’une stimulation électrique.

Induction d’un infarctus aigu du pont dans un modèle de rat à l’aide d’une stimulation électrique

Cette vidéo montre une intervention chirurgicale guidée par stéréotaxie pour l’ablation du cortex auditif chez un rat. Les étapes comprennent l’identification de repères anatomiques chez un rat anesthésié fixé dans un cadre stéréotaxique, la création d’une fenêtre sur le crâne au-dessus du cortex auditif, l’aspiration des couches corticales et la fourniture de soins postopératoires pour évaluer l’impact de l’ablation sur le traitement du son.

Technique d’ablation guidée par stéréotaxie pour l’ablation du cortex auditif chez le rat

Ce protocole décrit un procédé standard pour l'imagerie fonctionnelle simultanée de résonance magnétique et la stimulation cérébrale profonde dans le rongeur. L'utilisation combinée de ces outils expérimentaux permet l'exploration de l'activité aval mondiale en réponse à une stimulation électrique à pratiquement n'importe quelle cible de cerveau.

La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

Une méthode d’implantation d’électrodes dans le noyau sous-thalamique (STN) de rats est décrite. Une meilleure localisation du STN a été obtenue grâce à l’utilisation d’un système de microenregistrement. De plus, une configuration de stimulation est présentée qui se caractérise par des connexions durables entre la tête de l’animal et le stimulateur.

Microélectrodes guidée implantation d&#39;électrodes dans le noyau sous-thalamique des rats à long terme de stimulation cérébrale profonde

Dans cette étude, la méthodologie est présentée sur la façon d'effectuer des enregistrements électrophysiologiques in vivo multi-sites à partir de la voie hyperdirect sous anesthésie uréthane.

Aigu<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements électrophysiologiques des potentiels de terrain locaux et activité multi-unités à partir de la voie hyperdirect dans les rats anesthésiés

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Ce protocole décrit une méthode simple pour l’enregistrement simultané de co localisée électroencéphalographie (EEG) et multi-laminaire champ local potentiel chez un rat anesthésié. Un trou foré dans le crâne pour l’insertion d’une microélectrode est montré pour produire une distorsion négligeable du signal EEG.

Enregistrement simultané d’électroencéphalographie co localisée et le potentiel de champ Local dans rongeurs

Nous décrivons une méthode expérimentale préclinique pour évaluer la neuromodulation métabolique induite par la stimulation cérébrale profonde aiguë avec le FDG-TEP in vivo . Ce manuscrit comprend toutes les étapes expérimentales, de la chirurgie stéréotaxique à l’application du traitement de stimulation et à l’acquisition, au traitement et à l’analyse des images TEP.

In vivo Tomographie par émission de positons pour révéler les schémas d’activité induits par la stimulation cérébrale profonde chez le rat

Découvrez l'ablation stéréotaxique guidée du cortex auditif chez le rat avec localisation précise de la lésion. Cette méthode permet d'étudier le rôle cortical dans la perception sonore et s'adapte à d'autres systèmes sensoriels.

Ablation stereotactically guidée du Rat Cortex auditif et localisation de la lésion dans le cerveau

Explorer plus de vidéos