Protocole expérimental pour l’examen des profils de réponse comportementale dans les larves de poissons : Application à la caféine Neuro-stimulant

Les modèles de poissons présentent de nombreux avantages et sont par la suite de plus en plus utilisés dans les sciences biomédicales. Du développement à la découverte de médicaments et aux études toxicologiques. De même, les modèles de comportement des poissons sont de plus en plus utilisés pour la recherche environnementale et biomédicale.

Ici, il est particulièrement important de tirer parti de décennies d’expérience de recherche en toxicologie aquatique et en écologie comportementale pour faire progresser les sciences biomédicales environnementales. Notre méthode pourrait être utilisée pour comprendre les bioactifs des produits chimiques et les avantages et les dangers qu’ils peuvent présenter. Le principal avantage de ce protocole est qu’il fournit une approche sensible et rapide pour comprendre les activités chimiques diagnostiques utiles aux sciences environnementales et biomédicales.

Les implications de cette technique visent à soutenir le diagnostic des bioactivités commerciales et des effets comportementaux. La plupart de ces produits chimiques manquent souvent d’informations importantes sur la toxicité. Cependant, il peut également être appliqué pour comprendre les effets d’autres produits chimiques tels que les produits pharmaceutiques et les pesticides.

Cet aspect est important à prendre en compte, car les données comparatives de pharmacologie environnementale et de toxicologie font souvent défaut pour les composés industriels. En plus de mesurer l’activité locomotrice larvaire pendant les photopériodes de lumière et d’obscurité altérantes, ce protocole peut être utilisé pour mesurer les réponses photomotrices larvaires. Qui examinent efficacement l’amplitude de la différence de mouvement entre les transitions de la lumière à l’obscurité et de l’obscurité à la lumière.

Pour commencer, dissolvez la caféine dans de l’eau dure reconstituée. Effectuez ensuite des dilutions en série pour produire des niveaux de traitement de caféine plus bas. Pour préparer les chambres d’exposition individuelles, versez 20 millilitres de solution dans quatre béchers en verre de 100 millilitres pour le poisson-zèbre.

Versez 200 millilitres de solution dans trois béchers en verre de 500 millilitres pour les vairons à grosse tête. Ensuite, à l’aide d’une pipette de transfert, placez 10 embryons de poisson-zèbre âgés de quatre à six heures après la fécondation dans chacun des béchers. À l’aide d’une pipette de transfert modifiée, placez 10 larves de tête-de-boule âgées dans les 24 heures suivant l’éclosion dans chacune des chambres d’exposition.

Placez les chambres du poisson-zèbre et du tête-de-boule dans un incubateur. Après 96 heures, chargez les poissons individuels dans des puits séparés de 48 et 24 plaques de puits. Placez une plaque de puits avec au moins une larve de poisson dans la chambre d’enregistrement.

Ensuite, dans le logiciel de suivi vidéo, cliquez sur le protocole de génération de fichier. Dans le champ de comptage des emplacements de la boîte de dialogue, entrez le nombre de puits individuels de la plaque de puits. Cliquez OK.At haut de l’écran, puis sur Afficher en plein écran.

Pour afficher une vue aérienne de la plaque du puits. Cliquez ensuite sur l’icône Dessiner des zones. Sélectionnez l’icône en forme de cercle dans le champ intitulé Zones.

À l’aide du curseur, délimitez la zone circulaire de suivi vidéo du puits supérieur gauche de la plaque. Sélectionnez la marque en haut à droite et délimitez la zone d’affichage du puits en haut à droite. Sélectionnez ensuite la marque du bas pour délimiter le puits inférieur droit.

Après avoir défini les zones de suivi des puits, cliquez sur Construire pour demander au logiciel de délimiter les zones d’affichage des puits restants. Dans la zone d’étalonnage, cliquez sur dessiner l’échelle et tracez une ligne horizontale sur la plaque. Une fois la ligne tracée, une boîte de dialogue intitulée mesure d’étalonnage apparaîtra.

Entrez la longueur de la plaque de puits dans cette case et cliquez sur OK. Cliquez sur Appliquer au groupe dans la zone d’étalonnage. Pour quitter le gestionnaire de dessins, cliquez sur l’icône des zones de dessin. Cliquez ensuite sur l’icône des tuiles.

À l’aide du curseur, mettez en surbrillance toutes les cases qui apparaissent sur l’écran d’affichage afin qu’elles soient vertes. Cliquez sur afficher et en plein écran. Ensuite, dans la boîte du seuil de détection, cliquez sur bkg et utilisez la barre de réglage du seuil pour définir le seuil de détection des pixels.

Une fois le seuil approprié sélectionné, cliquez sur Appliquer au groupe. Dans la case intitulée Seuil de mouvement, entrez les paramètres de suivi de vitesse de déplacement souhaités. Une fois les paramètres de vitesse définis, cliquez sur Appliquer au groupe.

Ensuite, cliquez sur Paramètres de protocole dans le menu déroulant. Dans la boîte de dialogue, sélectionnez l’onglet temps et saisissez les temps d’observation et d’intégration. Cliquez sur OK et ouvrez la boîte de dialogue des paramètres du pilote d’éclairage en sélectionnant Conduite d’éclairage dans le menu déroulant des paramètres.

Réglez la lumière, l’obscurité, la photopériode, les heures et l’intensité de la lumière pour chaque photopériode. Cliquez ensuite sur ok. Ensuite, enregistrez le protocole d’observation.

Placez d’abord la plaque de puits contenant le poisson expérimental dans la chambre d’enregistrement comportemental. Ouvrez ensuite le protocole de suivi précédemment développé. Dans la visionneuse de suivi vidéo, assurez-vous que toutes les larves sont visibles, qu’une seule larve est présente dans chaque puits et que les puits sont alignés avec les zones d’observation définies.

Cliquez ensuite sur l’expérience et exécutez. Spécifiez le nom et l’emplacement d’enregistrement des données. Et cliquez sur l’icône de plusieurs images en direct pour mettre en évidence toutes les zones de visualisation prédéfinies.

Enfin, fermez le panneau de la chambre d’enregistrement et cliquez sur Arrière-plan puis sur Démarrer sur l’écran de l’ordinateur. Après 96 heures d’exposition à la caféine, la réponse photomotrice des larves de tête-de-boule a été modifiée par la caféine à des niveaux inférieurs à ceux du poisson-zèbre. Cependant, un nombre nettement plus important de points finaux photomoteurs ont été affectés chez le poisson zèbre.

De plus, l’activité locomotrice claire et foncée a été analysée sur trois seuils de vitesse pour la distance parcourue, le nombre de mouvements et la durée des mouvements. Chez les deux espèces, la caféine inhibait l’activité à tous les points d’extrémité locomoteurs significativement affectés. Lors de l’exécution de cette procédure, il est important de ne pas oublier de relier les tests comportementaux à une fenêtre de temps spécifique et étroite.

Parce que l’heure de la journée peut influencer le comportement des larves de poissons. En suivant cette procédure, les méthodes peuvent être appliquées à des directives normalisées dans d’autres produits chimiques pour répondre à des questions supplémentaires liées au comportement des poissons. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’observer les comportements et les réponses photomotrices de modèles de poissons larvaires lors de la réalisation de bioessais de toxicité avec des directives standardisées pertinentes pour les sciences environnementales et biomédicales.

N’oubliez pas que travailler avec certains produits chimiques peut être dangereux, alors assurez-vous de porter un équipement de protection individuelle approprié lors de l’exécution de ce protocole.