Name: Deux-Photon In vivo Imagerie des épines dendritiques dans le cortex de souris utilisant un crâne-Diluée Préparation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-05-12T22:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 53 s
Description: Découvrez l'imagerie à deux photons des épines dendritiques dans le cortex de souris vivante en utilisant une préparation à crâne aminci. Cette méthode permet d'observer la dynamique synaptique in vivo avec une résolution élevée.

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Nous remercions James Perna pour l&#39;illustration graphique. Ce travail a été financé par des subventions de l&#39;Institut national de la santé mentale à YZ

Approbation doit être obtenue à partir d&#39;institutions d&#39;origine avant le début de la chirurgie et de l&#39;étude d&#39;imagerie. Les expériences décrites dans ce manuscrit ont été réalisées en conformité avec les directives et règlements de l&#39;Université de Californie, Santa Cruz institutionnel de protection des animaux et l&#39;utilisation Comité. Chirurgie 1. <ol><li> Autoclave tous les instruments chirurgicaux et stériliser l&#39;espace de travail avec 70% d&#39;alcool bien avant la chirurgie. </li><li> Anesthésier la souris par voie intrapéritonéale (IP) l&#39;injection d&#39;une solution d&#39;anesthésique KX (200 mg / kg de kétamine et 20 mg / kg de xylazine) en fonction du poids corporel de la souris. Remarque: dosage KX peut être ajustée en fonction de la souche, l&#39;âge et l&#39;état de santé des souris. Consultation vétérinaire pour déterminer la dose optimale est également recommandé. </li><li> Effectuer un test de pincement pincée périodiquement en appuyant sur les orteils de la souris et de contrôle pour une réponse réflexe à surveiller l&#39;état de l&#39;anesthésie.Assurez-vous que la souris est totalement anesthésié avant de commencer l&#39;opération. Remarque: Pendant les sessions d&#39;imagerie prolongées, vérifier l&#39;état de l&#39;anesthésie de la souris périodiquement, administrer supplémentaire KX si nécessaire. </li><li> Placer la souris sur un coussin chauffant pour maintenir la température du corps pendant l&#39;intervention chirurgicale. </li><li> Raser la tête de la souris en utilisant une lame de rasoir pour exposer le cuir chevelu. </li><li> Stériliser la zone rasée en essuyant la peau avec une alternance de tampons d&#39;alcool et de la bétadine. Retirez toutes les coupures de cheveux résiduels. </li><li> Appliquez doucement la pommade oculaire à lubrifier les deux yeux, empêchant ainsi des dommages permanents causés par la déshydratation pendant l&#39;expérience. </li><li> Faire une incision droite le long de la ligne médiane du cuir chevelu, et la peau se déplacer latéralement vers les bords du crâne. </li><li> Retirer le tissu conjonctif attaché au crâne. </li></ol> 2. Diluée-crâne Préparation <ol><li> Identifier la région d&#39;imagerie basée sur ster. coordonnées eotaxic Note: Essayez d&#39;éviter les gros vaisseaux sanguins, ce qui pénétration de la lumière de bloc et le flou des structures de représentation. Vasculaire est mieux observée lorsque le crâne est humide avec une solution saline stérile. </li><li> Utilisez le micro forage à grande vitesse à une mince zone circulaire de crâne (diamètre 0,5-1,0 mm). Déplacez le forage parallèle à la surface du crâne, plutôt que de tenir contre le crâne et en appuyant sur. Forage jusqu&#39;à ce que à la fois la couche d&#39;os compact externe et la couche de l&#39;os spongieux milieu sont supprimés. Remarque: Pour éviter les dommages causés par la surchauffe, éviter le contact prolongé entre la foret et le crâne. </li><li> Poursuivre l&#39;amincissement de la couche interne de l&#39;os compact avec une lame de microchirurgie dans le centre de la région amincie de forage. Maintenir la lame de microchirurgie à un angle d&#39;environ 45 ° pour gratter le crâne, sans appuyer contre la boîte crânienne jusqu&#39;à ce qu&#39;une petite région amincie de façon égale (200 à 300 um de diamètre) avec une épaisseur d&#39;environly 20 à 30 pm est obtenu. En raison de l&#39;auto-fluorescence du crâne, l&#39;épaisseur peut être mesurée par le balayage de la distance entre les surfaces supérieure et inférieure de la boîte crânienne dans le cadre du deux photons microscope. Remarque: bien que l&#39;épaisseur du crâne de moins de 20 um assure une bonne qualité de formation d&#39;image, il n&#39;est pas recommandé, car il rend le processus d&#39;amincissement en séances de renouvellement d&#39;imagerie suivants difficile. Pour éviter de l&#39;amincissement, l&#39;épaisseur du crâne doit être vérifiée périodiquement au cours de la chirurgie (voir Discussion). </li></ol> 3. Immobilisation <ol><li> Retirez soigneusement les débris osseux. </li><li> Placer une petite goutte de colle cyanoacrylate sur chaque bord de l&#39;ouverture centrale de la plaque de tête stérile, qui a été stérilisé à l&#39;autoclave (voir figure 1). Maintenez la plaque de tête fermement contre le crâne avec la région amincie situé dans le centre de l&#39;ouverture. Remarque: Si la colle contamine le r amincieégion par accident, retirez-le soigneusement avec la lame de microchirurgie. </li><li> Tirer doucement la peau contre les parois latérales du crâne vers les bords de l&#39;ouverture centrale de la plaque de tête. </li><li> Attendez environ 10 min jusqu&#39;à ce que la plaque de tête est bien fixé sur le crâne. </li><li> Placer la plaque de tête sur deux blocs latéraux de la plaque de maintien, puis serrer les vis sur les bords de la plaque de tête pour immobiliser la souris sur la plaque de maintien (voir la figure 1). Remarque: Assurez-vous qu&#39;il n&#39;y a pas la peau ou les moustaches entre la plaque de tête et les blocs avant de serrer les vis. Une bonne préparation immobilisée doit montrer aucun mouvement observable du crâne sous le microscope de dissection lorsque le dos de l&#39;animal est légèrement tapoté. </li><li> . Rincer le crâne exposé avec une solution saline pour enlever la colle non polymérisée Remarque: Il est important d&#39;enlever tout résidu de colle, de la colle non polymérisée brouille les images et les dommages de microscope objectifs &lt;./ Li&gt; </ol> 4. Imaging <ol><li> Prenez une photo de la vascularisation du crâne exposé avec la région amincie carte 1, qui est utilisé pour déplacer la région imagée dans les séances d&#39;imagerie suivants (voir Figure 2). </li><li> Placer la souris sous le microscope d&#39;imagerie. Localisez la zone amincie sous un objectif d&#39;air 10X en utilisant épifluorescence et déplacer la zone la plus mince au centre de la vue. </li><li> Ajouter une goutte de solution saline sur le sommet du crâne et de passer à l&#39;objectif 60X, qui a été rincé avec de l&#39;eau stérile. Sélectionnez une région où les épines dendritiques individuelles sont clairement visibles le long des dendrites. Identifier et étiqueter la région correspondante sur la carte 1 en comparant vasculaire entre la vue à fluorescence et la photo de la vascularisation. </li><li> Accordez la longueur d&#39;onde de laser à deux photons selon les fluorophores. Par exemple, 920 nm pour la YFP; 890 nm pour la GFP; 1000 nm pour DsRed et tdTomato 24. </li><li> Acquérir des piles d&#39;images avec 2um étapes le long de l&#39;axe z en utilisant l&#39;objectif 60X. Cette pile d&#39;image couvre une zone de 200 x um environ 200 um (512 x 512 pixels) et est utilisée comme carte 2 pour une réinstallation pendant les séances d&#39;imagerie suivants (voir Figure 2). </li><li> Acquérir neuf piles d&#39;images au sein de la carte 2 en utilisant un zoom numérique 3x. Chaque pile d&#39;images couvre une superficie approximative de 70 um x 70 um (512 x 512 pixels), avec 0,7 um étapes le long de la z-axe. Remarque: L&#39;intensité du laser doit être inférieure à 40 mW lorsqu&#39;il est mesuré à des échantillons afin de minimiser la phototoxicité. </li></ol> 5. Recovery <ol><li> Après l&#39;imagerie, détachez la plaque de tête du crâne. </li><li> Nettoyer soigneusement le crâne et la peau pour enlever tous les résidus de colle. Remarque: Tous les résidus de colle sur la peau provoque des irritations et ralentir la cicatrisation de la peau tandis que la colle restante sur le crâne provoque l&#39;érosion du crâne et unengiogenesis dans la couche d&#39;os nouvellement développé, ce qui rend la réinstallation subséquente et la nouvelle image difficile. </li><li> Rincer le crâne et la peau avec une solution saline à plusieurs reprises. </li><li> Suturer le cuir chevelu avec suture chirurgicale stérile. </li><li> Gardez l&#39;animal sur un coussin chauffant dans une cage séparée. Administrer la buprénorphine analgésique (0,1 mg / kg) par voie sous cutanée à atténuer la douleur post-opératoire. Retour à l&#39;animal de la cage d&#39;accueil après guérison complète. Surveillance de l&#39;animal de près (vérifier au moins une fois par jour) jusqu&#39;à ce que l&#39;incision est guéri et les sutures sont enlevés. Administrer des injections ultérieures de la buprénorphine analgésique si nécessaire. </li></ol> 6. Recréation d&#39;image <ol><li> Répétez les étapes 1.1 à 1.8. </li><li> Répétez les étapes 3.1 à 3.6 </li><li> Localiser région précédemment imagée en comparant le modèle du système vasculaire à la carte 1 et le motif de branche dendritique à la carte 2. </li><li> Si réimagerie est réalisée dans 1 semaine, répétez l&#39;étape 2.3 pour enlever la fine couche d&#39;os nouvellement augmenté au-dessus de la re amincierégion en utilisant la lame de microchirurgie. Si réimagerie est effectué après plus de 1 semaine, répétez les étapes deux 2.2 et 2.3. Remarque: La couche d&#39;os nouvellement développé se compose d&#39;une structure moins condensée par rapport à la couche d&#39;os compact original, entraînant une réduction de la qualité de l&#39;image. Par conséquent, pour acquérir la même qualité, il est nécessaire de diluer le crâne un peu plus de la session de formation d&#39;image précédente. </li><li> Ajustez la position et l&#39;orientation d&#39;obtenir des piles d&#39;images qui correspondent déjà pris des piles d&#39;images au microscope à deux photons. </li><li> Acquérir les images comme dans l&#39;étape 4.6. </li><li> Répétez les étapes 5.1 à 5.5 après l&#39;imagerie. </li></ol>

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Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Pour obtenir une préparation-de crâne amincie succès, plusieurs étapes de ce protocole sont cruciales. 1) L&#39;épaisseur de la boîte crânienne. L&#39;os crânien a une structure en sandwich, avec deux couches de haute densité osseuse compacte et une couche intermédiaire de faible densité de l&#39;os spongieux. Bien que le micro-foret à haute vitesse est adapté pour enlever les couches externes de l&#39;os compact et l&#39;os spongieux, la lame de microchirurgie est idéal pour l&#39;amincissement de la couche interne de ...

Le cortex des mammifères participe à de nombreuses fonctions du cerveau, de la perception sensorielle et contrôle des déplacements à l&#39;abstrait traitement de l&#39;information et de la cognition. Diverses fonctions corticales s&#39;appuient sur différents circuits neuronaux, qui sont constitués de différents types de neurones qui communiquent et échangent des informations au niveau des synapses individuelles. La structure et la fonction des synapses sont constamment modifiés en réponse à des expériences et des pathologies. Dans le cerveau mature, la plasticité synaptique prend la forme de deux changements de résistance et ajout / suppression de synapses, jouant un rôle important dans la formation et l&#39;entretien d&#39;un circuit neuronal fonctionnel. Épines dendritiques sont les composantes post-synaptiques de la plupart des synapses excitatrices dans le cerveau des mammifères. Le chiffre d&#39;affaires constant et les changements morphologiques des épines sont censées servir comme un bon indicateur de modifications dans les connexions synaptiques 1-7. Biphotonique à balayage laser microscopie offre pénétration profonde à travers épaisses, préparations opaques et faible phototoxicité, qui le rend approprié pour l&#39;imagerie en direct dans le cerveau intact 8. En combinaison avec un marquage fluorescent, l&#39;imagerie à deux photons fournit un outil puissant pour jeter un regard dans le cerveau vivant et suivez réorganisation structurelle au niveau des synapses individuelles à haute résolution spatiale et temporelle. Divers procédés ont été utilisés pour préparer des souris pour l&#39;imagerie en temps réel 9-13. Ici, nous décrivons une préparation-crâne amincie de l&#39;imagerie in vivo à deux photons pour étudier la plasticité structurale des épines dendritiques post-synaptiques dans le cortex de la souris. En utilisant cette approche, nos études récentes ont représenté une image dynamique de l&#39;évolution de la colonne vertébrale dendritiques en réponse à moteur compétence apprentissage Avec la disponibilité croissante des animaux transgéniques avec des sous-ensembles de neurones marqués par fluorescence et le développement rapide des techniques in vivo dans l&#39;étiquetage, les procédures similaires à ceux décrits ici peuvent également être appliqués à enquêted&#39;autres types de cellules et de te régions corticales, combinés à d&#39;autres manipulations, ainsi que utilisé dans les modèles de la maladie 16-23.

<table><tbody><tr><td>Kétamine</td><td>Bioniche Pharma</td><td>67457-034-10</td><td>Mélangée à de la xylazine pour l’anesthésie</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd laboratories</td><td>139-236</td><td>Mélangée à de la kétamine pour l’anesthésie</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Hospira</td><td>0409-7983-09</td><td>0,9 % NaCl pour l’injection et l’imagerie</td></tr><tr><td>Lames de rasoir</td><td>Microscopie électronique sciences</td><td>72000</td><td>Lames de rasoir en acier inoxydable à double tranchant</td></tr><tr><td>Tampons d’alcool</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-669-62</td><td>Tampons de préparation à l’alcool stériles</td></tr><tr><td>Pommade pour les yeux</td><td>Henry Schein</td><td>102-9470</td><td>Pommade ophtalmique à la vaseline Lubrifiant oculaire stérile</td></tr><tr><td>Micro-foret à grande vitesse</td><td>Outils de sciences fines</td><td>18000-17</td><td>Le micro-foret à grande vitesse convient pour amincir la couche externe d’os compact et cibler une petite surface</td></tr><tr><td>Micro-foret Meules</td> <td>en acierFine Science Tools</td><td>19007-14</td> Lame microchirurgicale de <td>1,4 mm de diamètre</td></tr><tr><td></td><td>Surgistar</td><td>6961</td><td>La lame microchirurgicale convient à l’amincissement de la couche interne de l’os compact et de la couche intermédiaire de l’os spongieux</td></tr><tr><td>Colle cyanoacrylate</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9062131</td><td>Fixez la plaque de tête sur le crâne</td></tr><tr><td>Suture</td><td>Havard Appareil</td><td>510461</td><td>Suture en soie stérile non absorbante, 6-0 </td></tr><tr><td>Microscope de dissection</td> monofilament <td>Olympus</td><td></td><td>SZ61</td></tr><tr><td>Caméra CCD</td><td>Infinity</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope à deux photons</td><td>Prairie Technologies</td><td></td><td>Ultima IV</td></tr><tr><td>10X objectif</td><td>Olympus</td><td></td><td>NA 0.30,</td></tr><tr><td>air 60X objectif</td><td>Olympus</td><td></td><td>NA 1.1, perméable aux IR, immersion dans l’eau</td></tr><tr><td>Laser Ti-sapphire</td><td>Spectra-Physics</td><td></td><td>Mai Tai HP</td></tr></tbody></table>

deux-photon<em&gt; in vivo</em&gt; imagerie des épines dendritiques dans le cortex de souris utilisant un crâne-diluée préparation

Two-Photon in vivo Imaging of Dendritic Spines in the Mouse Cortex Using a Thinned-skull Preparation

Dans le cortex des mammifères, les neurones forment des réseaux très complexes et l&#39;échange d&#39;informations au niveau des synapses. Changements dans la force synaptique, ainsi que l&#39;ajout / suppression de synapses, se produisent d&#39;une manière dépendant de l&#39;expérience, fournissant la base structurelle de la plasticité neuronale. Comme composants post-synaptiques des synapses excitateurs plus dans le cortex, épines dendritiques sont considérées comme un bon indicateur de synapses. Prendre avantages de la génétique de la souris et des techniques de marquage par fluorescence, des neurones et de leurs structures synaptiques peuvent être marqués dans le cerveau intact. Ici, nous introduisons un protocole d&#39;imagerie transcrânienne utilisant deux photons microscopie à balayage laser à suivre épines dendritiques post-synaptiques marquées par fluorescence dans le temps in vivo. Ce protocole utilise une préparation-crâne amincie, ce qui maintient intact le crâne et évite les effets inflammatoires causées par l&#39;exposition des méninges et le cortex. Par conséquent, les images peuvent être acquises immédiatement après surgery est effectuée. La procédure expérimentale peut être effectuée de manière répétitive au cours de différents intervalles de temps allant de quelques heures à plusieurs années. L&#39;application de cette préparation peut également être étendu pour étudier différentes régions et couches corticales, ainsi que d&#39;autres types de cellules, dans des conditions physiologiques et pathologiques.

Dans YFP-H ligne 25 souris, la protéine fluorescente jaune exprime dans un sous-ensemble de neurones pyramidaux couche V, qui font saillie de leurs dendrites apicales pour les couches superficielles du cortex. Grâce à la préparation-crâne amincie, les segments dendritiques marquées par fluorescence peuvent être répétitive imagées sous microscope à deux photons sur différents intervalles d&#39;imagerie, allant de quelques heures à plusieurs mois. Ici, nous montrons un exemple de formation d&#39;image à quatre ...

L’imagerie en accéléré chez l’animal vivant fournit des informations précieuses sur la réorganisation structurelle du cerveau intact. Ici, nous introduisons une préparation de crâne aminci qui permet l’imagerie transcrânienne de structures synaptiques marquées par fluorescence dans le cortex de souris vivantes par microscopie à deux photons.

Deux-Photon<em&gt; In vivo</em&gt; Imagerie des épines dendritiques dans le cortex de souris utilisant un crâne-Diluée Préparation

In the mammalian cortex, neurons form extremely complicated networks and exchange information at synapses. Changes in synaptic strength, as well as ...

L'objectif général de cette procédure est de permettre l'imagerie transcrânienne, par microscopie à deux photons, de structures synaptiques marquées par fluorescence dans le cortex de souris vivantes. La première étape, après anesthésie de la souris, consiste à réaliser une préparation par amincissement du crâne. Ensuite, la tête de la souris est immobilisée à l'aide d'une plaque de maintien sur mesure.Ensuite, des séries d'images sont acquises à travers le crâne aminci en utilisant la microscopie à deux photons. Enfin, en relocalisant et en imagerie la région précédemment observée, il est possible de suivre les dynamiques des épines dendritiques au cours de différentes périodes et sous diverses conditions.Pour préparer la chirurgie, anesthésiez une souris à l'aide de kétamine et de xylazine, puis effectuez une pression sur l'orteil afin de vérifier que l'anesthésie est complète. Placez ensuite la souris sur un tapis chauffant et utilisez une lame de rasoir pour raser la tête. Nettoyez la peau avec des compresses d'alcool en alternance afin de stériliser la zone rasée et éliminer les éventuels résidus de poils.Appliquez également doucement un onguent ophtalmique sur les deux yeux. Ensuite, pratiquez une incision droite le long de la ligne médiane du cuir chevelu et écartez la peau latéralement vers les bords du crâne. Puis retirez le tissu conjonctif attaché au crâne afin d'entamer la préparation du crâne aminci.Tout d'abord, identifier la région d'imagerie souhaitée en fonction de sa position relative par rapport à la ligne médiane et au bgma. Ensuite, humidifier le crâne avec du sérum physiologique afin d'observer la vascularisation, et ainsi éviter d'abîmer le crâne dans une zone présentant de gros vaisseaux sanguins, car ceux-ci bloquent la pénétration de la lumière et brouillent les structures de l'image. Une fois une zone de 0,5 à un millimètre de diamètre sélectionnée, utiliser un micro-fraiseur à grande vitesse pour amincir une région circulaire du crâne.Déplacer la fraise parallèlement à la surface du crâne, plutôt que de l'appuyer contre le crâne en exerçant une pression vers le bas, afin d'éviter tout dommage dû à la surchauffe. Éviter tout contact prolongé entre la pointe de la fraise et le crâne jusqu'à ce que la couche osseuse compacte externe et la couche osseuse spongieuse moyenne soient retirées. Ensuite, utiliser une lame microchirurgicale tenue à environ 45 degrés pour amincir la couche osseuse compacte interne au centre de la zone amincie par la fraise.Gratter le crâne sans appuyer contre celui-ci jusqu'à l'obtention d'une zone uniformément amincie de 200 à 300 micromètres de diamètre et d'une épaisseur d'environ 20 à 30 micromètres. Une fois le crâne suffisamment aminci, retirer soigneusement les débris osseux. L'étape suivante consiste à fixer la plaque crânienne, fabriquée à partir de lames de rasoir dont les bords tranchants sont recouverts de ruban adhésif.Commencez par déposer une petite goutte de colle de cyanoacrylate sur chaque bord de l'ouverture centrale de la plaque crânienne. Ensuite, centrez la plaque sur la région amincie. Maintenez-la fermement contre le crâne.Maintenant, tirez délicatement la peau des côtés du crâne vers les bords de l'ouverture centrale de la plaque crânienne. Maintenez la plaque en place pendant une à deux minutes. Attendez ensuite encore huit à neuf minutes jusqu'à ce que la plaque adhère bien au crâne.Après 10 minutes, placez la plaque crânienne sur les deux blocs latéraux de la plaque de maintien. Ensuite, serrez les vis situées au-dessus des bords de la plaque crânienne afin d'immobiliser la souris sur la plaque de maintien. Observez la tête de la souris au microscope stéréoscopique tout en tapotant doucement le dos de la souris pour vous assurer que la tête est correctement immobilisée.Ensuite, rincez le crâne exposé avec du sérum physiologique pour éliminer toute colle non polymérisée afin de retrouver la région précédemment imagée. Lors des séances d'imagerie ultérieures, prenez une photo de la vascularisation de la région amincie du crâne exposé, désignée comme carte un. Puis placez la souris sous le microscope d'imagerie et localisez la zone amincie sous l'objectif à air 10 x.À l’aide de la fluorescence epi, amenez la zone la plus mince au centre du champ de vision. Ajoutez maintenant une goutte de solution saline sur le dessus du crâne et passez à l’objectif 60 x. Sélectionnez une région où les épines dendritiques individuelles sont clairement visibles le long des dendrites.Identifier et étiqueter la région correspondante sur la carte un en comparant la vascularisation entre la vue épifluorescente et la photo de la vascularisation. Ensuite, régler la longueur d'onde du laser à deux photons selon les fluorochromes. Puis, à l'aide de l'objectif 60 x, acquérir des séries d'images avec des pas de deux micromètres le long de l'axe Z, couvrant une zone d'environ 200 micromètres par 200 micromètres.Ceci est désigné comme la carte deux et est utilisé pour retrouver le segment dendritique d'image lors des séances d'acquisition ultérieures. Acquérir maintenant neuf piles d'images dans la carte deux en utilisant un zoom numérique de 3 x. Chaque pile d'images couvre une zone approximative de 70 micromètres par 70 micromètres avec des pas de 0,7 micromètre le long de l'axe Z.Après l'imagerie, détacher délicatement la plaque crânienne du crâne. Ensuite, utiliser une lame microchirurgicale pour enlever la colle restante du crâne. Puis rincer le crâne et la peau plusieurs fois avec du sérum physiologique et suturer le cuir chevelu à l'aide de fils chirurgicaux stériles.Pendant la récupération, maintenir l'animal sur un tapis chauffant dans une cage séparée et administrer un analgésique à base de buprénorphine par voie sous-cutanée pour soulager la douleur postopératoire. Une fois la récupération complète, remettre l'animal dans sa cage d'origine. Pour réimager les dendrites un autre jour, anesthésier l'animal et exposer le crâne. Comme précédemment, répéter l'immobilisation de la tête en fixant la plaque crânienne et en la rattachant à la plaque de maintien.Ensuite, localisez la région précédemment imagée en comparant le motif des vaisseaux sanguins à la carte un et le motif des branches dendritiques à la carte deux. Si un nouveau repérage par imagerie est effectué dans un délai d'une semaine, la fine couche d'os nouvellement formée peut être retirée à l'aide d'une lame microchirurgicale. Si le nouveau repérage par imagerie est effectué plus d'une semaine après, utilisez d'abord la microfraise, puis la lame microchirurgicale pour amincir le crâne.À présent, ajustez la position et l'orientation sous le microscope à deux photons afin d'obtenir des piles d'images correspondant aux piles d'images précédemment acquises. Après avoir acquis les images, laissez la souris se remettre et replacez-la dans sa cage comme auparavant ; une image du réseau vasculaire entourant la zone de crâne mince désignée comme carte numéro un est utilisée comme référence pour toutes les séances d'imagerie ultérieures. La boîte noire indique la région où ont été obtenues les images in vivo à deux photons.Cette image des branches dendritiques du cortex moteur d’un souris d’un mois a été désignée comme la carte deux. Le cadre blanc montre le segment dendritique sélectionné pour l’imagerie. Au fil du temps, une imagerie à deux photons du même segment dendritique a été réalisée au jour zéro, au jour deux, au jour quatre et au jour huit.Nouvelles épines formées. C’est-à-dire des épines qui n’étaient pas présentes lors de la séance d’imagerie précédente, indiquées par des pointes de flèche ; les épines éliminées entre les séances d’imagerie sont indiquées par des flèches. Les Philip Podia sont indiqués par des étoiles une fois maîtrisés.Cette technique peut être réalisée en une à deux heures si elle est effectuée correctement.

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Dans ce matériel vidéo et complémentaires, nous montrons un protocole pour les maladies...

Imagerie chronique des souris cortex visuel en utilisant une préparation Diluée-crâne

Nous présentons une méthode pour former une fenêtre d'imagerie dans le crâne de la souris qui s'étend millimètres et est stable pendant des mois sans inflammation du cerveau. Cette méthode est bien adaptée pour les études longitudinales de la circulation sanguine, la dynamique cellulaire et cellulaire / structure vasculaire en utilisant la microscopie à deux photons.

Une poli et renforcé Diluée-crâne fenêtre for Long-term imagerie du cerveau de souris

En combinant une poli et renforcé vulnérabilité de la victime (ports) crânienne injection fenêtre et le glioblastome cellule (GBM), on peut observer l'initiation gliome et la croissance des cellules de glioblastome injectées dans le cerveau d'une souris vivante longitudinalement.

Imagerie gliome Initiation<em&gt; In Vivo</em&gt; Grâce à une poli et renforcé mince crâne fenêtre crânienne

Source : Pekarek, B. T., et. al., Imagerie et quantification des dendrites neuronales intactes via le nettoyage tissulaire CLARITY. J. Vis. Exp. (2021)Dans cette vidéo, nous démontrons la préparation, l’imagerie et l’analyse d’un cerveau de souris dégagé pour examiner les arborescences dendritiques, la morphologie de la colonne vertébrale et la distribution neuronale à l’aide de techniques de microscopie confocale et de reconstruction 3D.

Imagerie par microscopie confocale d’arborescences dendritiques intactes et de la morphologie de la colonne vertébrale dans le cerveau d’une souris dégagée

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Imagerie épines dendritiques des neurones de l&#39;hippocampe de rat primaire utilisant structuré Illumination Microscopy

Cette vidéo montre la procédure de craniotomie qui permet l’imagerie chronique des neurones dans le cortex rétrosplénial de souris à l’aide de la microscopie à deux photons in vivo dans la lignée transgénique Thy1-GFP. Cette approche est combinée à l’injection d’un virus adéno-associé exprimant mCherry dans l’hippocampe dorsal. Ces techniques permettent un suivi à long terme de la plasticité structurelle dépendante de l’expérience dans les RSC.

Simultanée à deux photons<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie d&#39;entrées synaptiques et les cibles postsynaptiques dans le Cortex Souris rétrosplénial

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Microscopie électronique à balayage en bloc en série (SBEM) pour l’étude des épines dendritiques

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