Name: L’imagerie tridimensionnelle de tissus porteurs de tumeurs à l’aide du blanchiment itératif étend l’approche de multiplexité (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-04-25T13:50:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Découvrez l'imagerie multiplexe en immunofluorescence 3D pour caractériser l'architecture des métastases péritonéales. Ce protocole par blanchiment itératif révèle la distribution spatiale des marqueurs immunitaires et structurels.

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</ol>

<table><tbody><tr><td>Alexa Fluor Plus 750 Phalloidin</td><td>Invitrogen</td><td>A30105</td><td>Colorant F-actine</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 anti-humain CD206 (MMR) Anticorps</td><td>BioLegend</td><td>321114</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Anticorps CD31 anti-humain</td><td>BioLegend</td><td>303110</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps Alexa Fluor 488 anti-CD4 humain Anticorps</td><td>BioLegend</td><td>300519</td><td>Alexa</td></tr><tr><td>Fluor 488 Anticorps anti-HLA-DR humain</td><td>Anticorps 307656 BioLegend</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticorps CD44 anti-souris/humain Anticorps</td><td>103016</td><td></td><td>Alexa</td></tr><tr><td>Fluor 594 Anticorps CD45 humain</td><td>BioLegend</td><td>304060</td><td>Anticorps</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 Anticorps anti-calrétinine [EP1798]</td><td>Anticorps Abcam</td><td>ab214244</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps CD3 anti-humain Alexa Fluor 647 Anticorps CD3 humain</td><td>Anticorps BioLegend</td><td>300416</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 Anticorps CD8 humain</td><td>BioLegend</td><td>Anticorps 344726</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 Anticorps anti-podoplanine humaine</td><td>BioLegend</td><td>Anticorps 337007</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 Anticorps anti-Vimentine</td><td>BioLegend</td><td>Anticorps 677807</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 647 CD68 (KP1)</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-20060AF647</td><td>anticorps</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 750 Cytokératine, pan Anticorps (AE-1/AE-3)</td><td>Anticorps Novus</td><td>NBP2-33200AF750</td><td>Alexa</td></tr><tr><td>Fluor 750 Anticorps alpha-Smooth Muscle Actin</td><td>humain R& Anticorps D</td><td>IC1420S</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 CD20 Anticorps monoclonal (L26) eBioscience</td><td>Thermo Fisher</td><td>53-0202-82</td><td>Anticorps</td></tr><tr><td>antibiotique-antimycotique</td><td>Gibco</td><td>15240096</td><td>supplément milieu de récolte</td></tr><tr><td>Résine transparente BioMed (Form 3)</td><td>FormLabs</td><td>RS-F2-BMCL-01</td><td>résine utilisée pour plateforme + plaque d’incubation</td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A7906-500g</td><td>Composant de solution de blocage</td></tr><tr><td>Matériau acrylique coulé de 1/32" d’épaisseur</td><td></td><td></td><td>utilisé pour la découpe du curseur</td></tr><tr><td>CleanStation DT3&nbsp ;</td>Post-traitement <td>Stratasys</td><td>DT3</td><td>pour le réglage de la hauteur et le couvercle extérieur</td></tr><tr><td>Contenant, Échantillons&nbsp ;</td><td>McKesson</td><td>870203</td><td>transfert de tissu de la table de perfusion à la table de préparation</td></tr><tr><td>CorelDraw.</td><td>CorelDRAW</td><td></td><td>Logiciel pour préparer le fichier de conception vectorielle pour la découpe laser</td></tr><tr><td>Cytofix</td><td>BD Bioscience</td><td>554655</td> Plat <td>fixateur</td></tr><tr><td>15 cm</td><td>Falcon</td><td>353025</td><td>plat utilisé lors du montage</td></tr><tr><td>Plat 35 mm n° 1.5 Lamelle 14 mm Diamètre du verre Non revêtu</td><td>Matek</td><td>P35G-1.5-14-C</td><td>Antenne d’imagerie</td></tr><tr><td>DMEM (sans glucose)</td><td>Gibco</td><td>11966025</td><td>milieu de récolte</td></tr><tr><td>Fc Block</td><td>BD Bioscience</td><td>564220</td><td>composant de solution de blocage</td></tr><tr><td>Form 3B+</td><td>Formlabs</td><td>Form 3B+</td><td>imprimante utilisée pour plate-forme + plaque d’incubation</td></tr><tr><td>Form Cure</td><td>Formlabs</td><td>FH-CU-01</td><td>post-traitement pour plate-forme + plaque d’incubation</td></tr><tr><td>Form Wash</td><td>Formlabs</td><td>FH-WA-01</td><td>post-traitement pour plate-forme + plaque</td></tr> <tr>d’incubation<td>GrabCAD Print</td><td>GrabCAD</td><td>Logiciel d’impression</td><td>GrabCAD pour préparer des modèles pour les imprimantes Stratasys</td></tr><tr><td>Hoechst 33342 10 mg/mL</td><td>Biotium</td><td>40046</td><td>colorant nucléaire</td></tr><tr><td>J826 Prime Imprimante 3D</td><td>Stratasys</td><td>J826</td><td>utilisée pour le réglage de la hauteur et le couvercle extérieur</td></tr><tr><td>LAS X</td><td>Leica</td><td>LAS X</td><td>Logiciel confocal</td></tr><tr><td>Système de découpe laser&nbsp ;</td><td>Universal Laser Systems</td><td>ULS PLS6.150D</td><td>CO2 Découpe laser utilisée pour le curseur</td></tr><tr><td>Borohydrure de lithium</td><td>STREM Chemicals</td><td>93-0397</td><td>produit chimique de blanchiment</td></tr><tr><td>PBS, pH 7,4</td><td>Base de 10010023 Gibco</td><td></td><td>Tampon pour le lavage, le blocage, la coloration</td></tr><tr><td>PreForm</td><td>FormLabs</td><td>Logiciel PreForm pour préparer des modèles pour les imprimantes Formlab</td><td></td></tr><tr><td>Sutures en soie&nbsp ; 2-0&nbsp ;</td><td>Ethicon</td><td>A305. O35</td><td>fixer le tissu sur la plate-forme</td></tr><tr><td>Microscope confocal Stellaris 8 WLL</td><td>Leica</td><td>STELLARIS 8</td><td>Imagerie confocale&nbsp ;</td></tr><tr><td>Filtre</td><td></td><td></td> à seringue <td>filtre ab solution</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>American Bio</td><td>AB02025-00100</td><td>réactif de perméabélisation, composant de solution bloquante</td></tr><tr><td>Vero ContactClear</td><td>Stratasys</td><td>CTT610, 4 KG</td> résine <td>utilisée pour le réglage de la hauteur et le couvercle extérieur</td></tr><tr><td>Plateau chauffant</td><td>Spring USA</td><td>ST-1220</td><td>maintenir les milieux et les tissus chauds</td></tr><tr><td>Eau, distillée</td><td>Diluant Gibco</td><td>15230-170</td><td>pour LiBH4</td></tr></tbody></table>

l’imagerie tridimensionnelle de tissus porteurs de tumeurs à l’aide du blanchiment itératif étend l’approche de multiplexité

Three-Dimensional Imaging of Tumor-Bearing Tissue Using the Iterative Bleaching Extends Multiplexity Approach

Le péritoine est une structure membraneuse de moins de 1 mm d’épaisseur qui tapisse la surface de la paroi abdominale et qui est contiguë aux surfaces des organes abdominaux. Il est composé d’un mésothélium de surface et d’un tissu conjonctif sous-jacent qui est entrecoupé de cellules adipeuses, de lymphocytes, de macrophages et de fibroblastes, ainsi que de vaisseaux sanguins et lymphatiques. Les tumeurs malignes du péritoine proviennent le plus souvent de métastases tumorales abdominales (par exemple, le cancer de l’ovaire ou le cancer gastrique)18 ou, moins fréquemment, peuvent être des tumeurs primitives du péritoine (par exemple, le mésothéliome)19. Ces lésions tumorales souvent petites (&lt;1 cm) sont très complexes mais se prêtent à une caractérisation 3D à l’aide de la technique décrite. Une projection maximale de cinq sections confocales est utilisée pour visualiser l’ensemble de l’échantillon monté sur une plate-forme (figure 4, encastrée dans le coin supérieur gauche). Trois anticorps conjugués primaires (AF488-CD44, AF594-CD45 et AF647-Podoplanin) ainsi que le colorant nucléaire Hoechst ont été utilisés pour la première série d’études IBEX (IBEX1, figure 4). Les lésions tumorales deviennent évidentes par les structures en forme de rosette qui sont doublement positives pour CD44 et la podoplanine et montrent un arrangement de noyaux caractéristique du mésothéliome papillaire.
Les cellules tumorales ont été identifiées à l’aide de la morphologie cellulaire et de deux anticorps, car l’anti-Podoplanin et l’anti-CD44 reconnaissent les cellules non tumorales, comme en témoigne la détection des vaisseaux lymphatiques via l’anti-Podoplanine et la liaison de l’anticorps CD44 à des sous-ensembles de cellules immunitaires. Les régions d’intérêt plus petites sont ensuite capturées à l’aide d’un format de balayage de tuiles à une résolution plus élevée à des tailles de pas Z optimisées pour le rendu des projections 3D (Figure 5A). Les plates-formes ont été soumises aux procédures de coloration itérative, et les mêmes ROI ont été imagés dans les cycles IBEX 1 à 6. Des images représentatives des interfaces tumeur (boîte jaune) et tumeur-structure lymphoïde tertiaire (TLS) (boîte bleue) sont assemblées dans la figure 5B-M. 
La présence de TLS et la densité de cellules CD3 positives indiquent une infiltration significative des cellules immunitaires20 et peut-être une réponse aux médicaments immunomodulateurs21. Il convient de noter que le TLS et la majeure partie des lésions tumorales sont présents dans différentes profondeurs Z du tissu, comme le montre la comparaison des projections d’empilement de différentes sections optiques dans la figure 6, mettant en évidence les avantages de l’imagerie 3D et le manque potentiel de biologie lorsque l’imagerie 2D est appliquée aux structures 3D. Le caractère 3D de ces lésions devient plus évident dans les fichiers vidéo (vidéo 1-12), qui représentent les rendus volumiques des lésions individuelles dans la figure 5.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67869/67869fig01.jpg"> 
Figure 1 : Flux de travail de l’impression 3D à l’imagerie 3D des tumeurs péritonéales. Le protocole consiste en une séquence de cinq étapes pour préparer des images multiplexées 3D à partir de tissus péritonéaux porteurs de tumeurs. (1) Impression de plates-formes réceptrices de tissus, de pièces d’adaptateur d’imagerie et de plaques d’incubation. (2) Procédures d’approvisionnement et de montage des tissus. (3) Fixation avec du paraformaldéhyde. (4) Cycles de coloration et d’imagerie IBEX. (5) Reconstruction 3D à l’aide d’un logiciel d’imagerie. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/67869fig01large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67869/67869fig02.jpg"> 
Figure 2 : Composants matériels avec interface tissulaire pour l’imagerie 3D. (A) Schéma de principe de l’assemblage de la plate-forme dans l’adaptateur d’imagerie. (B) Une plaque d’incubation à 9 puits. (C) Photographies des composants de l’adaptateur d’image avec assemblage. (D) Péritoine porteur de mésothéliome observé lors de la laparoscopie diagnostique. (E) Montage du tissu sur la plate-forme. (F,G) Péritoine porteur de tumeur monté sur des plates-formes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/67869fig02large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67869/67869fig03.jpg"> 
Figure 3 : Schéma chronologique des cycles IBEX. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/67869fig03large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67869/67869fig04.jpg"> 
Figure 4 : Vue d’ensemble de la plateforme après l’incubation avec le panel IBEX1. Projection maximale de l’ensemble de la plateforme après l’incubation avec le panel IBEX1 (Hoechst, AF488-CD44, AF594-CD45 et AF647-Podoplanin). Le cercle pointillé met en évidence la tumeur. Encadré : Photographie d’un péritoine porteur d’une tumeur monté sur la plate-forme d’imagerie. Barre d’échelle : 1 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/67869fig04large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67869/67869fig05.jpg"> 
Figure 5 : Images d’immunofluorescence à haute résolution de certaines régions de la plateforme. (A) Projection maximale de l’image fusionnée de la pile Z de 56 tuiles acquise après incubation avec le panel IBEX1 (Hoechst, AF488-CD44, AF594-CD45 et AF647-Podoplanin). Rectangle jaune : lésion tumorale représentée sur des panneaux (B-G). Rectangle bleu : interface tumeur-structure lymphoïde tertiaire représentée en (H-M). (B-G) Une lésion tumorale individuelle avec un panel IBEX de 1 à 6 en rendu de volume. (B) IBEX1, vert : CD44, rouge : CD45, cyan : podoplanine. (C) IBEX2, vert : CD20, rouge : F-actine, cyan : CD3. (D) IBEX3, vert : CD8, rouge : CD4, cyan : panCK. (E) IBEX4, vert : CD31, cyan : CD68. (F) IBEX5, vert : CD206, cyan : calrétinine. (G) IBEX6, vert : Vimentin, rouge : HLADR. (H-M) Une interface individuelle de structure lymphoïde tumeur-tertiaire avec le panel IBEX 1-6 en rendu de volume. (H) IBEX1, vert : CD44, rouge : CD45, cyan : podoplanine. (I) IBEX2, vert : CD20, rouge : F-actine, cyan : CD3. (J) IBEX3, vert : CD4, rouge : panCK, cyan : CD8. (K) IBEX4, vert : CD31, rouge : SMA, cyan : CD68. (L) IBEX5, vert : CD206, cyan : calrétinine. (M) IBEX6, vert : HLADR, cyan : Vimentin. Tous les panneaux, bleus : Hoechst. Barres d’échelle : (A, 1 mm) ; (B-M, 250 μm). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/67869fig05large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67869/67869fig06.jpg"> 
Figure 6 : Imagerie 2D simulée. La comparaison de projections limitées (10 sections optiques) et de projections complètes (102 sections optiques) confirme la perte de contexte tissulaire dans la simulation 2D. (A) Projection maximale des sections 30-40 (10 μm). (B) Projection maximale des sections 85-95 (10 μm). (C) Projection maximale des sections 1-102 (~100 μm). Tous les panneaux, IBEX2 (Hoechst, AF488-CD20, AF647-CD3, AF790-phalloidin). Barre d’échelle : 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/67869fig06large.jpg" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.</a>
Tableau 1 : Anticorps utilisés pour les différents panels IBEX. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Table%201_IBEX%20panels.xlsx" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.</a>
Vidéo 1 : Rendu volumique animé de la lésion individuelle avec le panneau IBEX 1 (bleu : Hoechst, vert : CD44, rouge : CD45, cyan : Podoplanin). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie1_IBEX1.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 2 : Rendu volumique animé de la lésion individuelle avec le panneau IBEX 2 (bleu : Hoechst, vert : CD20, rouge : F-actin, cyan : CD3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie2_IBEX2.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 3 : Rendu volumique animé de la lésion individuelle avec le panneau IBEX 3 (bleu : Hoechst, vert : CD8, rouge : CD4, cyan : panCK). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie3_IBEX3.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 4 : Rendu volumique animé de la lésion individuelle avec le panneau IBEX 4 (bleu : Hoechst, vert : CD31, cyan : CD68). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie4_IBEX4.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 5 : Rendu volumique animé de la lésion individuelle avec le panneau IBEX 5 (bleu : Hoechst, vert : CD206, cyan : Calrétinine). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie5_IBEX5.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 6 : Rendu volumique animé de la lésion individuelle avec le panneau IBEX 6 (bleu : Hoechst, vert : Vimentin, rouge : HLADR). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie6_IBEX6.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 7 : Rendu volumique animé de l’interface structure-lésion lymphoïde tertiaire avec le panneau IBEX 1 (bleu : Hoechst, vert : CD44, rouge : CD45, cyan : Podoplanin). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie7_TLS_IBEX1.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 8 : Rendu volumique animé de l’interface structure-lésion lymphoïde tertiaire avec le panneau IBEX 2 (bleu : Hoechst, vert : CD20, rouge : F-actin, cyan : CD3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie8_TLS_IBEX2.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 9 : Rendu volumique animé de l’interface structure-lésion lymphoïde tertiaire avec le panneau IBEX 3 (bleu : Hoechst, vert : CD8, rouge : CD4, cyan : panCK). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie9_TLS_IBEX3.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 10 : Rendu volumique animé de l’interface structure-lésion lymphoïde tertiaire avec le panneau IBEX 4 (bleu : Hoechst, vert : CD31, rouge : SMA, cyan : CD68). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie10_TLS_IBEX4.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 11 : Rendu volumique animé de l’interface structure-lésion lymphoïde tertiaire avec le panneau IBEX 5 (bleu : Hoechst, vert : CD206, cyan : Calrétinine). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie11_TLS_IBEX5.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Vidéo 12 : Rendu volumique animé de l’interface structure-lésion lymphoïde tertiaire avec le panneau IBEX 6 (bleu : Hoechst, vert : Vimentin, rouge : HLADR). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/Movie12_TLS_IBEX6.mp4" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce film.</a>
Fichier supplémentaire 1 : Fichier d’impression de la plaque d’incubation. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/incubation_plate.form" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier supplémentaire 2 : Fichier d’impression pour les 36 plateformes individuelles. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/platform_x36.form" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier supplémentaire 3 : Fichier d’impression pour la bague de réglage de la hauteur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/SMART_imaging_heightAdjuster.STL" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier supplémentaire 4 : Imprimer le fichier pour le couvercle extérieur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/SMART_imaging_petriDishLid_35mm.STL" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>
Fichier supplémentaire 5 : Fichier découpé au laser pour le curseur. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67869/imaging_platform_slider.DWG" target="_blank">Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

L’imagerie tridimensionnelle de tissus porteurs de tumeurs à l’aide du blanchiment itératif étend l’approche de multiplexité

The spatial heterogeneity of the tumor microenvironment (TME) is a critical determinant of therapeutic response, particularly for immune-oncology agents, ...

three-dimensional-imaging-tumor-bearing-tissue-using-iterative

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Un aperçu complet des techniques impliquées dans la génération d'un modèle murin de cancer de la bouche et le suivi quantitatif de l'invasion tumorale au sein de la langue grâce à la microscopie multi-photons de cellules marquées est présenté. Ce système peut servir de plate-forme utile pour l'évaluation de l'efficacité des médicaments moléculaires et des composés anti-invasive.

Multi-photon imagerie de l&#39;invasion des cellules tumorales dans un modèle de souris orthotopique du carcinome épidermoïde oral

Masses tissulaires complexes, à partir d'organes à des tumeurs, sont composées de différents éléments cellulaires. Nous avons élucidé la contribution des phénotypes cellulaires dans un tissu en utilisant des souris transgéniques fluorescentes marquées multi-paramètres multiples en combinaison avec la coloration par immunofluorescence suivie par déconvolution spectrale de déchiffrer l'origine de la cellule ainsi que les caractéristiques des cellules sur la base de l'expression de protéine.

Analyse quantitative multispectrale Après transplantation de tissu fluorescent pour la visualisation des origines cellulaires, types et Interactions

Combinatoires 5 protéines fluorescentes de marquage des cellules souches et progénitrices hématopoïétiques permet in vivo suivi clonale par confocale et microscopie à deux photons, apportant des éclairages sur la moelle osseuse hématopoïétique architecture lors de la régénération. Cette méthode permet de cartographier de sort non-invasif des cellules HSPCs dérivés spectrale codés dans des tissus intacts pour de longues périodes de temps après la transplantation.

In vivo suivi clonale de cellules souches hématopoïétiques et progénitrices Marqué par cinq protéines fluorescentes confocale et multiphotonique Microscopie

Ce protocole décrit l'utilisation de la microscopie multiphotonique pour effectuer prolongée imagerie time-lapse d'interactions multicellulaires en temps réel, in vivo à la résolution d'une seule cellule.

Time-lapse Extended Imagerie intravitale du temps réel multicellulaire Dynamics dans le microenvironnement de la tumeur

Tomographie par cohérence optique (OCT), une technologie d’imagerie en trois dimensions, a été utilisé pour surveiller et caractériser la cinétique de croissance des sphéroïdes multicellulaires de tumeur. Une quantification volumétrique précise des sphéroïdes de tumeur à l’aide d’un voxel comptage approche et la détection de tissu mort exempte d’étiquette dans les sphéroïdes basé sur contraste intrinsèque d’atténuation optique, ont été démontrées.

Longitudinale morphologiques et physiologiques surveillance des sphéroïdes de tumeur en trois dimensions à l’aide de la tomographie à cohérence optique

Ici nous décrivons une méthode pour l'imagerie multiphoton de time-lapse de haute résolution des cellules de tumeur de cerveau avant et après l'intervention chirurgicale invasive (par exemple, biopsie) dans le même animal vivant. Cette méthode permet d'étudier l'impact de ces procédures chirurgicales invasives sur le comportement migratoire, invasif et proliférant des cellules tumorales à un seul niveau cellulaire.

Imagerie longitudinale intravitale du comportement cellulaire de tumeur cérébrale en réponse à une biopsie chirurgicale invasive

À l’ère de l’immunothérapie du cancer, l’intérêt pour l’élucidation de la dynamique du microenvironnement tumoral a augmenté de manière frappante. Ce protocole détaille une technique d’imagerie par spectrométrie de masse en ce qui concerne ses étapes de coloration et d’imagerie, qui permettent une analyse spatiale hautement multiplexée.

Élargir la compréhension du microenvironnement tumoral à l’aide de l’imagerie par spectrométrie de masse d’échantillons de tissus fixés au formol et incorporés à la paraffine

Nous présentons ici une technique d’échographie 5D combinant la reconstruction 3D multiplanaire et la fusion Doppler couleur, qui permet une visualisation synchrone des informations structurelles et fonctionnelles thyroïdiennes. En minimisant les angles morts, cette méthode permet une localisation rapide et précise des lésions pour améliorer la précision du diagnostic, ce qui profite particulièrement aux praticiens novices.

Reconstruction triplanaire synchrone intégrée à la cartographie Doppler couleur pour une localisation précise et rapide des lésions thyroïdiennes

Des cartes quantitatives 3D de l’oxygène des tumeurs murines ont été imagées de manière non invasive à l’aide de la résonance paramagnétique électronique pulsée. L’échographie en mode B et le Doppler de puissance ont été utilisés pour l’anatomie et la structure vasculaire. Des images des deux modalités ont été superposées, ce qui a permis une analyse multiparamétrique des tumeurs.

Évaluation de l’hypoxie tumorale : imagerie 3D de l’oxygène in vivo par résonance paramagnétique électronique 

Ici, nous décrivons l’application de la méthode IBEX (Iterative Bleaching Extends Multiplicity) à l’aide de colorants tissulaires automatisés disponibles dans le commerce et des considérations d’optimisation pour l’utilisation de réactifs basés sur l’amplification du signal tyramide.

Le blanchiment itératif étend la multiplicité grâce à l’utilisation de l’automatisation de la coloration pour les installations centrales

La mise en œuvre d’une technique de photoirradiation polyvalente et peu coûteuse avec la méthode manuelle IBEX permet une imagerie optimale des tissus humains avec une autofluorescence native significative. Ce protocole détaille comment obtenir des images multiplexées de lames entières à partir d’échantillons cliniques archivés à l’aide d’un microscope inversé, de réactifs largement disponibles et d’un logiciel open source pour l’alignement et le traitement des images.

Le flux de travail optimisé pour le blanchiment itératif étend l’imagerie multiplexité des échantillons cliniques hautement autofluorescents

Découvrez l'imagerie multiplexe en immunofluorescence 3D pour caractériser l'architecture des métastases péritonéales. Ce protocole par blanchiment itératif révèle la distribution spatiale des marqueurs immunitaires et structurels.

L’imagerie tridimensionnelle de tissus porteurs de tumeurs à l’aide du blanchiment itératif étend l’approche de multiplexité

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