Summary
Ce protocole décrit les étapes de création d’un modèle de lapin avec deux anévrismes digérés par l’élastase avec une hémodynamique différente (constellation de souche et de bifurcation). Cela permet de tester de nouveaux dispositifs endovasculaires dans des anévrismes présentant différentes conditions angioarchitecturales et hémodynamiques chez un seul animal.
Abstract
Les modèles animaux précliniques présentant des caractéristiques hémodynamiques, morphologiques et histologiques proches des anévrismes intracrâniens humains jouent un rôle clé dans la compréhension des processus physiopathologiques ainsi que dans le développement et l’expérimentation de nouvelles stratégies thérapeutiques. Cette étude vise à décrire un nouveau modèle d’anévrisme du lapin qui permet la création de deux anévrismes sacculaires digérés par l’élastase avec des conditions hémodynamiques différentes chez le même animal.
Cinq lapines blanches néo-zélandaises d’un poids moyen de 4,0 (± 0,3) kg et d’un âge moyen de 25 (±5) semaines ont subi la création d’un moignon microchirurgical et d’un anévrisme de bifurcation. Un anévrisme (moignon) a été créé par l’exposition à l’artère carotide commune droite (ACC) à son origine au tronc brachiocéphale. Un clip temporaire a été appliqué à l’origine de la DPA et un autre, 2 cm au-dessus. Ce segment a été traité par une injection locale de 100 U d’élastase pendant 20 min. Un deuxième anévrisme (bifurcation) a été créé en suturant une poche artérielle traitée à l’élastase dans l’anastomose de bout en bout de l’ACC droite à l’ACC gauche. La perméabilité a été contrôlée par angiographie par fluorescence immédiatement après la création.
La durée moyenne de la chirurgie était de 221 min. La création de deux anévrismes chez le même animal a réussi chez tous les lapins sans complication. Tous les anévrismes étaient patentés immédiatement après la chirurgie, à l’exception d’un anévrisme par bifurcation, qui a montré une réaction tissulaire extrême due à l’incubation de l’élastase et à une thrombose intraluminale immédiate. Aucune mortalité n’a été observée pendant la chirurgie et jusqu’à un mois de suivi. La morbidité était limitée à un syndrome vestibulaire transitoire (un lapin), qui s’est rétabli spontanément en une journée.
La faisabilité de la création d’un modèle de lapin à deux anévrismes avec des caractéristiques hémodynamiques de souche et de bifurcation et des conditions de paroi fortement dégénérées est démontrée ici. Ce modèle permet l’étude de l’évolution naturelle et des stratégies de traitement potentielles sur la base de la biologie de l’anévrisme dans différentes conditions d’écoulement.
Introduction
L’anévrisme intracrânien est une affection grave avec un taux de mortalité après rupture atteignant 50% et une invalidité à long terme chez 10-20% des patients1. La dernière décennie a vu un développement rapide des options de traitement endovasculaire mais, en même temps, aussi un taux croissant de récidive avec jusqu’à 33% de recanalisation d’anévrisme après enroulement 2,3. Pour mieux comprendre la physiopathologie sous-jacente à l’occlusion et à la recanalisation des anévrismes, ainsi que pour le développement et la mise à l’essai de nouveaux dispositifs endovasculaires, il existe actuellement un besoin de modèles précliniques fiables dont les caractéristiques hémodynamiques, morphologiques et histologiques imitent celles des anévrismes intracrâniens humains 4,5,6 . À ce jour, il n’existe pas de modèle défini comme norme pour les essais précliniques, et un large éventail d’espèces et de techniques sont à la disposition des chercheurs 7,8.
Cependant, le lapin est une espèce d’intérêt particulier en raison de la taille et des similitudes hémodynamiques entre ses artères du cou et les vaisseaux cérébraux humains, ainsi que de ses profils de coagulation et de thrombolyse similaires. Plusieurs modèles avec des anévrismes sacculaires digérés par élastase sur les artères carotides communes (ACC) ont montré des similitudes qualitatives et quantitatives avec les anévrismes intracrâniens humains en termes de conditions d’écoulement, de caractéristiques géométriques et de caractéristiques de paroi 9,10,11,12. Cette étude vise à décrire une technique pour créer un nouveau modèle d’anévrisme de lapin avec des anévrismes digérés par souche et par élastase de bifurcation chez le même animal. Les techniques chirurgicales sont inspirées de celles de Hoh et al.13 et Wanderer et al.14 avec de légères modifications pour assurer une bonne standardisation et reproductibilité et pour assurer une faible mortalité et morbidité.
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Protocol
NOTE: L’expérience a été approuvée par le Comité local pour la protection des animaux du canton de Berne, Suisse (numéro de demande BE108/16), et tous les soins et procédures ont été effectués conformément aux directives institutionnelles et aux principes 3R15,16. Les données sont rapportées conformément aux directives ARRIVE. La prise en charge périopératoire a été effectuée par un anesthésiologiste vétérinaire certifié. Pour l’étude, des lapines blanches néo-zélandaises femelles, pesant en moyenne 4,0 (± 0,3) kg et âgées en moyenne de 25 (±5) semaines, ont été logées à une température ambiante de 22 à 24 °C avec un cycle lumière/obscurité de 12 heures avec un accès gratuit à l’eau, aux granulés et au foin.
1. Phase pré-chirurgicale et anesthésie
- Effectuer un examen clinique tel que recommandé par l’Association des anesthésistes vétérinaires et le Collège européen et américain d’anesthésie et d’analgésie vétérinaires pour confirmer que les lapins sont en bonne santé en pesant chaque animal, en évaluant la membrane muqueuse, en documentant le temps de remplissage capillaire et la qualité du pouls, et en effectuant une auscultation pulmonaire et cardiaque ainsi qu’une palpation abdominale.
- Sur la base des résultats cliniques, attribuer une classification de l’American Society of Anesthesiologists (ASA) à chaque lapin17. Effectuer une intervention chirurgicale uniquement sur des animaux ayant un score ASA I.
- Rasez les deux oreilles externes et appliquez la crème de prilocaïne-lidocaïne sur les artères et les veines auriculaires. Obtenir une sédation profonde avec une combinaison de kétamine 20 mg / kg, de dexmédétomidine 0,1 mg / kg et de méthadone 0,3 mg / kg injectée par voie sous-cutanée (SC). Laissez les animaux tranquilles pendant 15 min. Donnez une oxygénation supplémentaire (3 L / min) à travers un masque facial desserré et surveillez avec un oxymètre de pouls.
- Placez une canule de 22 G dans l’artère centrale auriculaire gauche ainsi que dans une veine auriculaire. Induire une anesthésie générale avec du propofol 1-2 mg / kg par voie intraveineuse (IV) jusqu’à effet (perte du réflexe de déglutition). Procéder à l’intubation endotrachéale via un tube en silicone (diamètre intérieur de 3 mm).
- Rasez le front pour placer les capteurs électroencéphalographiques (EEG) pédiatriques. Raser le champ chirurgical et injecter du chlorhydrate de ropivacaïne à 0,75 % par voie intradermique.
- Placez le lapin sur la table d’opération en position couchée dorsale, installez une surveillance complète et connectez le tube endotrachéal à un système de cercle pédiatrique à faible résistance. Maintenir l’anesthésie avec l’administration d’isoflurane dans l’oxygène, en ciblant une concentration maximale en fin de marée (ET) de 1,3 %.
- Fournir une perfusion continue de lactate de sonnerie à 5 mL/kg/h par l’accès veineux. Assurer une surveillance clinique et instrumentale jusqu’à l’extubation au moyen de l’oxymétrie de pouls, de la pression artérielle Doppler et invasive, de l’électrocardiogramme à 3 dérivations, de l’EEG, de la température rectale et des gaz inhalés et expirés.
- Désinfectez le champ chirurgical avec de la povidone iodée du manubrium sterni aux angles de la mâchoire et appliquez le drapage stérile. Pendant la chirurgie, administrer à l’analgésie de la lidocaïne (perfusion à débit constant (IRC) de 50 μg/kg/min) et du fentanyl (IRC de 3 à 10 μg/kg/h). Effectuer une ventilation spontanée ou assistée. Permettre une hypercapnie permissive.
- Effectuer au moins une analyse des gaz du sang artériel pendant la chirurgie. En cas d’hypotension (pression artérielle moyenne inférieure à 60 mmHg), traitez-la avec de la noradrénaline, titrée jusqu’à effet. Utilisez un coussin chauffant ou un système chauffant à air pulsé pour prévenir l’hypothermie (visez : température rectale 37,5-38,5 °C).
REMARQUE: Comme la pression artérielle invasive est mesurée à l’artère de l’oreille gauche, la coupure de l’ACC gauche arrêtera le flux sanguin et supprimera la courbe. La pression artérielle doit ensuite être mesurée par la technique Doppler jusqu’à la réouverture du vaisseau.
2. Chirurgie
- Approcher
- Faire une incision cutanée médiane de l’os hyoïde jusqu’à un point caudale de 1,5 cm jusqu’au manubrium sterni avec un scalpel. Préparez le tissu sous-cutané et adipeux à partir de l’incision médiale tout en effectuant une hémostase méticuleuse.
- Libérez le muscle sternocéphale du tissu conjonctif adhérent et appliquez la lidocaïne par voie topique (2-4 mg / kg, préférez la lidocaïne 1%) pour éviter la myoclonie. Exposez la DPA droite médialement du muscle sternocéphale et maintenez-la humide avec des écouvillons humides.
- Maintenant, préparez les parties latérales et proximales du muscle sternocéphale et rétractez-le médialement avec une boucle vasculaire pour exposer le CCA. Identifiez la veine jugulaire externe et protégez-la avec un micro-écouvillon humide.
- Disséquer soigneusement le tissu conjonctif le long de l’ACC proximale jusqu’à la bifurcation du tronc brachiocéphalique pour exposer l’artère. En présence de petites branches provenant de l’artère, coagulez-les avec le cautériseur.
REMARQUE: Prenez soin d’éviter toute lésion nerveuse.
- Création d’anévrisme de souche et prélèvement de tissus pour l’anévrisme de bifurcation
- Avant de couper le bon CCA, mesurer le temps anticoagulation (ACT) et administrer l’héparine natrium (80 EI / kg) par voie systémique via la veine de l’oreille (effectué par l’équipe d’anesthésie) pour éviter les événements thromboemboliques.
- Appliquez maintenant 2 clips temporaires : le premier à l’origine de la CCA et le second à 2 cm distal de celle-ci (Figure 1A). Placer un tampon en caoutchouc sous le récipient et rincer avec de la papavérine HCL (40 mg / mL; 1: 1 dissous dans une solution saline à 0,9%) pour la vasodilatation.
- Retirez soigneusement l’adventice à l’aide de microciseaux. Effectuer une artériotomie sous le clip distal à l’aide d’un cathéter IV de 22 G et insérer le cathéter caudale jusqu’au clip proximal (Figure 1A,B).
- Rincer le segment par voie intraluminale avec du NaCl hépariné (500 U/100 mL dans une solution saline à 0,9 %) jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de sang visible, et enfin fixer le cathéter avec une ligature (4-0). Maintenant, à travers le cathéter, injecter 0,1-0,2 mL d’élastase (100 UI préalablement dissoutes dans 5 mL de Tris-Buffer) dans le segment artériel et incuber pendant 20 min (Figure 1B).
- Commencez par la dissection du côté gauche pour exposer le CCA gauche (voir rubrique 2.3). Après 20 minutes de temps d’incubation avec de l’élastase, éliminer la solution d’élastase et changer la seringue pour rincer le segment artériel environ 10 fois avec 0,9% de NaCl.
- Appliquer 2 ligatures (6-0) : la première distale de 5 mm de clip proximal et la seconde juste à proximité, sous l’artériotomie (Figure 1C). Couper le vaisseau ~3 mm au-dessus de la première ligature et une fois de plus entre la deuxième ligature et le clip distal. Conserver ce greffon autologue dans une solution héparinée (500 U/100 mL dans une solution saline à 0,9 %) jusqu’à la création de l’anévrisme de bifurcation (Figure 1D). Enfin, ouvrez soigneusement le premier clip proximal et mesurez l’anévrisme (longueur, largeur et profondeur).
- Création d’anévrisme de bifurcation
- Préparez le côté gauche en disséquant médialement le muscle sternocéphale pour exposer ~2 cm du CCA gauche. Appliquer la lidocaïne par voie topique sur le muscle pour éviter la myoclonie.
- Sous-tendre l’artère carotide avec une boule de gaze et un petit écouvillon avec un morceau de gant. Appliquez un peu de papavérine. HCl par voie topique (40 mg/mL; 1:1 dissous dans une solution saline à 0,9 %). Continuez à travailler sous vue microscopique: préparez la poche d’anévrisme et retirez l’adventice. Mesurer la poche d’anévrisme (longueur, largeur, profondeur).
- Rincez la partie ouverte du CCA droit avec du NaCl hépariné et, si nécessaire, remplacez le clip pour avoir ~1 cm pour permettre des manipulations libres pour la suture. Retirez l’adventice avec précaution et faites une incision longitudinale de ~2 mm latéralement dans le moignon de l’ACC droit.
- Maintenant, appliquez deux clips temporaires sur le CCA gauche pour délimiter un segment de ~1 cm et enlever l’adventice entre les deux. Effectuer une artériotomie avec une aiguille de 23 G. Rincer le segment avec du NaCl hépariné (500 U/100 mL dans une solution saline à 0,9 %). Agrandir l’artériotomie à l’aide de microciseaux à ~4-5 mm pour permettre la suture de l’ACC droite et de la poche d’anévrisme (Figure 1E). Irriguer les récipients pendant toute la procédure de suture et les protéger avec des micro-swaps humides.
- Effectuez l’anastomose avec une suture non résorbable 9-0.
- Suturer la paroi arrière proximale de la carotide droite émoussée avec 5 points de suture, en commençant par le bord proximal de l’artériotomie sur le CCA gauche. Ensuite, suturez l’arrière de la poche d’anévrisme avec 4-5 points de suture, en commençant par le bord distal de l’artériotomie sur le CCA gauche.
- Continuer avec la face arrière distale au niveau de l’incision de la bouche du poisson pour suturer avec la face arrière verticale de la greffe d’anévrisme avec 3 points de suture. Suturez la face avant de l’incision de la bouche du poisson avec 3 points de suture, en commençant vers le haut et en descendant.
- Terminez avec la suture avant entre le CCA gauche et la face avant de la greffe d’anévrisme et le CCA droit avec ~6 points de suture. Avant de terminer l’anastomose, rincer les vaisseaux avec une solution saline héparinée à 0,9% par voie intraluminale.
- Avant de retirer la pince, mesurez le temps de coagulation (ACT) une fois de plus, et administrez une dose adaptée d’héparine par voie systémique (cible : 2-3 fois l’ACT de base).
- Retirez le clip sur le CCA droit tout en exerçant une certaine pression sur l’anastomose avec des micro-écouvillons pour l’hémostase. Ensuite, continuez en retirant le clip distal du CCA gauche. S’il n’y a pas de saignement majeur, continuez à retirer le clip proximal sur le CCA gauche, pour permettre la circulation sanguine. S’il y a un saignement de l’anastomose, appliquez une certaine pression avec la boule de gaze et l’écouvillonnage; Attendez quelques minutes. S’il persiste, remplacez les clips et effectuez de nouveaux points de suture.
REMARQUE: Une perte de sang de plus de 20-30 mL peut mettre en danger la phase de récupération.
- Contrôle de la perméabilité et documentation
- Après avoir ouvert tous les récipients, documentez les résultats photographiquement et mesurez-les (Figure 1F et Figure 2A,B).
- Confirmer la restauration du flux dans l’ACC distale par la courbe de pression artérielle invasive (mesurée au niveau de l’artère de l’oreille, une branche directe de la carotide externe), qui devrait également revenir à la normale.
- Effectuer une angiographie par fluorescence en administrant 1 mL de fluorescéine IV, à l’aide de 2 filtres passe-bande, d’une caméra vidéo et d’un projecteur de vélo. Voir les publications précédentes pour la description de l’ensemble de la procédure18,19.
- Fermeture
- Réadaptez le coussinet graisseux sur l’anastomose et suturez-le avec une suture résorbable 4-0. Enfin suture sous-cutanée et peau avec des points de suture simples utilisant une suture résorbable 4-0.
3. Phase postopératoire
- À la fin de la chirurgie, arrêter l’isoflurane et l’analgésie systémique sans réversion afin de maintenir l’effet analgésique. Assurez-vous que le contrôle du réflexe de déglutition est revenu avant d’effectuer une extubation trachéale.
- Administrer du méloxicam 0,5 mg/kg IV pour assurer l’analgésie, de l’aspirine (ASS) 10 mg/kg IV pour prévenir les événements thrombotiques immédiats, de la vitamine B12 100 μg SC et du clamoxyl 20 mg/kg IV comme antibiotique prophylactique.
- Fournir une oxygénation et un réchauffement supplémentaires jusqu’à ce que le lapin retrouve spontanément la position couchée sternale. Effectuer une analgésie de secours avec de la méthadone si un signe de douleur est observé. Effectuer un suivi et des soins postopératoires 4 fois par jour pendant les 3 premiers jours préopératoires, conformément aux directives pour l’évaluation et la prise en charge de la douleur chez les rongeurs et les lapins23,24.
- Assurer l’analgésie postopératoire avec un timbre de fentanyl (12 μg/h) appliqué sur l’oreille externe, du méloxicam 1x/SC pendant 3 jours et de la méthadone comme traitement de secours, ainsi qu’une feuille de pointage pour l’évaluation de la douleur (dossier supplémentaire).
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Representative Results
La création d’un moignon et d’un anévrisme de bifurcation a réussi chez les 5 lapins blancs néo-zélandais sans complications peropératoires. Aucune mortalité n’a été observée pendant la chirurgie ou pendant la période de suivi de 24 ± 2 jours. Un lapin a présenté des complications postopératoires avec un syndrome vestibulaire et une cécité du côté droit. L’animal s’est complètement et spontanément rétabli après 24 h. Cette complication n’interférait pas avec ses activités normales (libre circulation, consommation d’eau et de nourriture, interactions avec d’autres animaux) et ne nécessitait aucun traitement spécifique. Il n’y a pas eu de rupture spontanée d’anévrisme.
La durée moyenne de la chirurgie était de 221 min (allant de 190 à 255 min). Tous les anévrismes étaient patentés immédiatement après la chirurgie, à l’exception d’un anévrisme de bifurcation qui a montré une réaction tissulaire extrême due à l’incubation de l’élastase et une thrombose immédiate. Lors du suivi, la perméabilité de l’anévrisme a été confirmée par angiographie par résonance magnétique (Figure 3) et inspection macroscopique après extraction tissulaire (Figure 4). À l’exception de l’anévrisme de bifurcation qui s’est déjà thrombosé pendant la chirurgie, tous les anévrismes étaient encore patentés au point final du suivi. Cela s’est traduit par un taux de perméabilité de 90 % (9 sur 10).
L’inspection macroscopique et la mesure des anévrismes après échantillonnage montrent une croissance de tous les anévrismes avec une taille moyenne de 5,4 mm x 2,4 mm x 2,3 mm ± 1 mm x 0,6 mm x 0,3 mm à la création et 4,5 mm x 3,1 mm x 2,5 mm ± 1,5 mm x 0,9 mm x 0 mm à la récolte pour l’anévrisme de la souche; et 3,4 mm x 2 mm x 2,1 mm ± 0,6 mm x 1 mm x 0,4 mm à la création et 3,8 mm x 2,8 mm x 2,6 mm ± 1,2 mm x 0,3 mm x 0,6 mm à la récolte pour les anévrismes de bifurcation. Il est intéressant de noter que les anévrismes de bifurcation ont augmenté plus que les anévrismes de souche avec un volume moyen de 14,4 mm3 ± 3,5 mm 3 à la création et de 28,6 mm3 ± 16,4 mm3 à l’extraction (rapport 1,9) contre un volume à la création de 30,8 mm3 ± 15 mm3 et 34,9 mm3 ± 24,1 mm3 à l’extraction (rapport 1,1) pour la version souche.
Figure 1 : Étapes de la chirurgie. (A) Application des 2 clips temporaires sur le CCA droit: le premier à son origine du tronc brachiocéphalique et le second ~2 cm distal au premier. L’astérisque indique la localisation de l’artériotomie avec un cathéter intraveineux de 22 G (cathéter IV). (B) Après insertion et fixation du cathéter IV avec une ligature 4-0, rincer le segment avec du NaCl hépariné (500 U/100 mL de solution saline à 0,9%) et injecter 0,1-0,2 mL d’élastase (100 U préalablement dissous dans 5 mL de tampon TRIS). Incuber pendant 20 min. (C) Appliquer 2 ligatures non résorbables (6-0): la première de 5 mm distale à la pince proximale et la seconde juste à proximité sous l’artériotomie. (D) Couper le vaisseau ~3 mm au-dessus des ligatures pour créer l’anévrisme du moignon et la greffe autologue pour l’anévrisme de bifurcation. (E) Anastomose de l’ACC droite et greffe autologue sur la CCA gauche pour créer l’anévrisme de bifurcation. (F) Résultat final avec un anévrisme du moignon du côté droit et un anévrisme de bifurcation du côté gauche. Abréviations : ACC = artère carotide commune; IV = intraveineuse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Photodocumentation peropératoire des résultats. La ligne pointillée jaune représente la ligne médiane avec indication des directions crânienne et caudale. (A) Vue de l’anévrisme du moignon du côté droit du cou. Le SCEM est rétracté médialement au moyen d’une boucle de navire (en bleu). (B) Vue de l’anévrisme de bifurcation sur le côté gauche du cou. Abréviations : SCEM = muscle sternocéphale; SA = anévrisme du moignon; JV = veine jugulaire; rCCA : artère carotide commune droite; lCCA= artère carotide commune gauche; Tr = Trachée; * = Branche récurrente ou laryngée; BA = anévrisme de bifurcation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Résultats de l’angiographie par résonance magnétique lors du suivi. Images de séquences TOF tridimensionnelles acquises avec une IRM de 3 Tesla, focalisées sur les artères du cou. (A) Anévrisme du moignon (flèche jaune) sur l’artère sous-clavière droite. (B) Anévrisme de bifurcation (flèche jaune) sur la bifurcation créée par anastomosation du CCA droit sur la gauche. Abréviations : TOF = temps de vol; IRM = imagerie par résonance magnétique; CCA = artère carotide commune. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Documentation photographique macroscopique après extraction tissulaire. Les rainures principales (2 divisions) sur le clip indiquent 1 mm et les rainures mineures entre (une division) indiquent 0,5 mm. (A) Anévrisme du moignon sur le tronc brachiocéphalique et l’artère sous-clavière droite. (B) Anévrisme de bifurcation sur la bifurcation créée par anastomosation de l’ACC droite sur la gauche. Abréviations : SA = anévrisme du moignon; BCT = tronc brachiocéphale; rSC = artère sous-clavière droite; BA = anévrisme de bifurcation; ACC = artère carotide commune; rCCA = droit CCA; lCCA = DPA gauche. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Résultats histologiques des anévrismes de souche et de bifurcation. Échantillon coloré à l’hématoxyline-éosine (grossissement de 2 fois). (A) Vue d’ensemble microscopique d’un anévrisme du moignon (a) avec le tronc brachiocéphalique (b) et l’artère sous-clavière droite (c). (*) indique la direction du flux sanguin. (B) Vue d’ensemble microscopique d’un anévrisme de bifurcation (a) avec le CCA gauche proximal (b), le CCA gauche distal (c) et le CCA droit distal (d). (*) indique la direction du flux sanguin. Dans les encarts en (A) et (B), I) représente l’intima de la tunique de la paroi de l’anévrisme, II) la tunique média, et III) la tunique externe (grossissement de 20 fois). Abréviations : ACC = artère carotide commune. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Dossier supplémentaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
La technique la plus courante pour la création d’anévrisme implique la création d’un anévrisme du moignon à l’origine de la CCA droite, soit par une méthode ouverte, soit par une méthode endovasculaire. Le modèle a été validé pour être un anévrisme stable sans croissance qui reste ouvert avec le temps20,21. La deuxième technique possible consiste à créer microchirurgicalement un anévrisme de bifurcation artérielle en anastomosant le CCA droit sur celui de gauche et en suturant une poche d’anévrisme sur la bifurcation 14,22,23. Bien que les deux méthodes se soient révélées adaptées aux tests de dispositifs endovasculaires et à l’étude de la physiopathologie, les morphologies des anévrismes et, par conséquent, les forces hémodynamiques et les caractéristiques d’écoulement impliquées sont substantiellement différentes. Étant donné que les modèles existants ne permettent la création que d’un seul type d’anévrisme par animal, une comparaison directe entre l’évolution naturelle des anévrismes du type bifurcation et ceux du type souche est actuellement difficile.
En effet, les différences physiologiques entre les animaux (telles que la pression artérielle ou la teneur exacte en collagène de la paroi vasculaire) ne peuvent pas toujours être entièrement contrôlées dans un cadre expérimental et peuvent influencer la biologie et l’évolution naturelle de l’anévrisme. Cette étude démontre la faisabilité de créer un modèle de lapin avec des conditions hémodynamiques et de paroi dégénérée de souche et de bifurcation chez le même animal (ou chez un seul animal). Cette technique a permis d’obtenir des anévrismes reproductibles avec une faible morbidité et mortalité et un taux de perméabilité élevé (90%). Le principal inconvénient de cette méthode reste le même que pour la création de la souche classique ou des modèles de bifurcation eux-mêmes - la nécessité d’un équipement de laboratoire sophistiqué et de compétences microchirurgicales spécifiques.
En particulier, deux étapes ont été identifiées comme critiques au cours de cette chirurgie: la première est la dissection et l’exposition de l’ACC droit jusqu’à son origine au tronc brachiocéphale. Les structures vitales suivantes peuvent être particulièrement à risque au cours de cette approche: la trachée, la veine jugulaire et le nerf laryngé. Comme la manipulation de la trachée peut nuire à la respiration, l’intubation précédente assure la perméabilité des voies respiratoires. De plus, la chirurgie étant longue et à proximité des structures vitales, une surveillance complète est utile pour reconnaître rapidement tout écart physiologique. Le chirurgien doit également faire attention à éviter une pression directe ou une traction extrême sur la trachée elle-même. La veine jugulaire passe directement à côté de la carotide et, dans certains cas, y adhère. Des soins extrêmes sont nécessaires pour éviter toute lésion. Nous recommandons de protéger la veine et de la garder humide par l’application d’un écouvillon humide.
Enfin, des études antérieures ont déjà décrit l’importance de préserver les nerfs laryngés. Toute lésion sur ces nerfs entraînerait l’apparition postopératoire d’un stridor avec une respiration altérée consécutivement et une forte probabilité de mort de l’animal. Pour prévenir les lésions iatrogènes des nerfs, le curage CCA doit éviter la traction des tissus entourant l’artère. Nous recommandons l’utilisation de ciseaux pour couper les tissus adhérents au lieu de les distraire. Les nerfs doivent également être identifiés dès que possible après la rétraction de la musculature pour les garder sous contrôle visuel pendant la chirurgie. La deuxième étape critique est la création d’une micro-anastomose sans tension avec l’anévrisme digéré par l’élastase. Cet anévrisme présente une forte dégénérescence de sa structure paroissienne, entravant la manipulation des tissus. Cela nécessite de bonnes compétences microchirurgicales et une courbe d’apprentissage est à prévoir.
De plus, nous recommandons de sélectionner des lapins pesant au moins 4,0 kg (âge moyen de 25 (±5) semaines) pour garantir une taille correcte des vaisseaux du cou. Dans le modèle classique d’anévrisme à moignon unique, la principale complication rapportée dans la littérature était la nécrose trachéale à la suite de l’application d’élastase due à des artères trachéo-œsophagiennes provenant de l’ACC droite. Plusieurs modifications des techniques ont déjà été suggérées pour éviter le problème 13,24,25,26. Cette approche permet d’identifier facilement ces branches et leur coagulation avant l’application de l’élastase afin d’éviter tout écoulement de la solution d’élastase et des complications similaires.
Le régime anticoagulant appliqué pendant la chirurgie consiste en l’application d’héparine avant la première application du clip au CCA droit et avant le retrait du clip ainsi que le rétablissement de la circulation dans le CCA gauche. Cela pourrait empêcher efficacement la formation de thrombus en raison de l’interruption temporaire de l’écoulement et de la manipulation des vaisseaux. De plus, une dose unique d’aspirine (10 mg/kg IV) est administrée immédiatement après la fin de la chirurgie pour prévenir la formation de thrombus due à l’effet thrombogène du matériel de suture et de l’élastase. Ce protocole permet de contrôler les événements thrombogéniques et d’assurer la perméabilité des anévrismes sans augmenter les complications hémorragiques.
Le modèle de souche est le modèle d’anévrisme sacculaire le plus courant chez le lapin et a déjà été utilisé à plusieurs reprises pour des études translationnelles de thérapies endovasculaires. Le modèle de bifurcation est également bien décrit dans la littérature et convient à l’étude de la physiopathologie de l’anévrisme et à l’essai de nouvelles stratégies thérapeutiques. Cependant, les deux modèles montrent des morphologies distinctes, ce qui indique des caractéristiques hémodynamiques distinctes. On sait que les anévrismes apparaissent préférentiellement à la bifurcation et que la croissance dépend de la contrainte de cisaillement de la paroi27,28. Des publications antérieures ont également montré une thrombose spontanée plus élevée dans les anévrismes de la paroi latérale créés chirurgicalement par rapport aux anévrismes de bifurcation29 et un taux d’occlusion plus élevé d’anévrisme du moignon après dérivation de flux par rapport à d’autres modèles plus complexes8; Cependant, la comparaison était toujours entre deux animaux différents.
Dans la présente étude, des anévrismes standard de 2 à 4 mm de diamètre ont été créés, comme décrit précédemment 14,22,29,30,31,32,33,34,35,36. Nous avons cherché à créer un anévrisme de souche avec une taille similaire aux anévrismes de bifurcation à des fins de comparaison. Ainsi, le volume actuel est un peu plus petit comme cela a été signalé 5,8,10,11,13,21. Les deux anévrismes ont cependant montré une tendance à croître à 1 mois de suivi. Ainsi, une période de suivi plus longue pourrait induire la formation d’anévrismes avec des volumes plus importants, ce qui permettrait une meilleure comparaison à long terme avec les anévrismes chez l’homme. De plus, ces résultats histologiques, basés sur la coloration à l’hématoxyline-éosine, montrent une paroi d’anévrisme cellulaire et la présence de cellules musculaires lisses dans un schéma linéaire ou désorganisé, ainsi qu’une désorganisation des fibres élastiques (Figure 5). Ces résultats sont en corrélation avec les résultats actuels montrant des similitudes histologiques entre les anévrismes induits par l’élastase de lapin et les anévrismes intracrâniens chez l’homme 11,32,37,38,39,40,41.
Les résultats montrent la faisabilité technique de créer à la fois des anévrismes de souche et de bifurcation en utilisant la même approche chirurgicale. La limite de cette étude est la petite taille de l’échantillon, qui ne permet pas une analyse statistique ou une comparaison réelle des différences histologiques entre les anévrismes de souche et de bifurcation. Néanmoins, ce modèle offre la possibilité d’étudier les différences entre les deux anévrismes en termes de croissance, de rupture, d’occlusion spontanée et de changements histologiques dans de futures expériences avec des tailles d’échantillons accrues et un temps de suivi différent, afin de déterminer avec précision les avantages et les caractéristiques des deux types d’anévrismes. De plus, ce nouveau modèle chirurgical permet l’application de dispositifs endovasculaires dans deux configurations et conditions d’écoulement distinctes chez un animal, ainsi que lors d’une procédure unique. Cela réduit le nombre d’animaux nécessaires et augmente potentiellement l’efficacité des essais précliniques.
Pour conclure, cette étude décrit une méthode reproductible pour créer 2 anévrismes avec des conditions d’écoulement distinctes et des parois fortement dégénérées au sein d’un seul animal. Le modèle proposé permet une comparaison directe de l’évolution naturelle et des effets des thérapies endovasculaires des anévrismes sacculaires en ce qui concerne le rôle de l’hémodynamique. Enfin, il fournit un modèle efficace qui contribue à la réduction des animaux utilisés et des coûts expérimentaux globaux.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.
Acknowledgments
Les auteurs remercient le professeur Hans Rudolf Widmer, le Dr Luca Remonda et le professeur Javier Fandino pour leur soutien scientifique et leur contribution technique à ce travail. Un merci spécial à Olgica Beslac pour ses conseils pendant les procédures et à Kay Nettelbeck pour son aide. En outre, nous remercions Daniela Casoni DVM, PhD et med. vet. Luisana Garcia, Dr Alessandra Bergadano et Dr Carlotta Detotto pour leur soutien vétérinaire dévoué.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 4-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP292ZH | |
| 4-0 resorbable suture | Ethicon Inc., USA | VCP304H | |
| 6-0 non absorbable suture | B. Braun, Germany | C0766070 | |
| 9-0 non absorbable suture | B. Braun, Germany | G1111140 | |
| Adrenaline | Amino AG | 1445419 | any generic |
| Amiodarone | Helvepharm AG | 5078567 | any generic |
| Anesthesia machine | Dräger | any other | |
| Aspirin | Sanofi-Aventis (Suisse) SA | 622693 | any generic |
| Atropine | Labatec Pharma SA | 6577083 | any generic |
| Bandpass filter blue | Thorlabs | FD1B | any other |
| Bandpass filter green | Thorlabs | FGV9 | any other |
| Biemer vessel clip (2x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FD560R | any other |
| Bipolar forceps | any other | ||
| Bispectral index (neonatal) | any other | ||
| Blood pressure cuff (neonatal) | any other | ||
| Bycilces spotlight | any other | ||
| Clamoxyl | GlaxoSmithKline AG | 758808 | any generic |
| Dexmedetomidine | Ever Pharma | 136740-1 | any generic |
| Elastase | Sigma Aldrich | E7885 | |
| Electrocardiogram electrodes | |||
| Ephedrine | Amino AG | 1435734 | |
| Esmolol | OrPha Swiss GmbH | 3284044 | |
| Fentanyl (intravenous use) | Janssen-Cilag AG | 98683 | |
| Fentanyl (transdermal) | Mepha Pharma AG | 4008286 | |
| Fluoresceine | Curatis AG | 5030376 | |
| Fragmin | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 1906725 | |
| Heating pad or heating forced-air warming system | |||
| Isotonic sodium chloride solution (0.9%) | Fresenius KABI | 336769 | |
| Ketamine | Pfizer PFE Switzerland GmbH | 342261 | |
| lid retractor | Approach | ||
| Lidocaine | Streuli Pharma AG | 747466 | |
| Longuettes | |||
| Metacam | Boehringer Ingelheim | P7626406 | Medication |
| Methadone | Streuli Pharma AG | 1084546 | Sedaton |
| Micro-forceps curved | Ulrich Swiss, Switzerland | U52-015-15 | |
| Micro-forceps straight 2x | Ulrich Swiss, Switzerland | U52-010-15 | |
| Microscissors | Ulrich Swiss , Switzerland | U52-327-15 | |
| Midazolam | Accord Healthcare AG | 7752484 | |
| Needle 23 G | arteriotomy | ||
| Needle holder | |||
| O2-Face mask | |||
| Operation microscope | Wild Heerbrugg | ||
| Papaverin | Bichsel | topical application | |
| Povidone iodine | Mundipharma Medical Company | any generic | |
| Prilocaine-lidocaine creme | Emla | ||
| Propofol | B. Braun Medical AG, Switzerland | General anesthesia | |
| Pulse oxymeter | |||
| Rectal temperature probe (neonatal) | |||
| Ringer Lactate | Bioren Sintetica SA | Infusion | |
| Ropivacain | Aspen Pharma Schweiz GmbH | 1882249 | Local anesthesia |
| Scalpell | Swann-Morton | 210 | |
| Small animal shaver | |||
| Soft tissue forceps | |||
| Soft tissue spreader | |||
| Stainless steel sponge bowls | |||
| Sterile micro swabs | |||
| Stethoscope | |||
| Surgery drape | |||
| Surgical scissors | |||
| Syringes 1 mL, 2 mL, and 5 mL | |||
| Tris-Buffer | Sigma Aldrich | 93302 | Elastase solution |
| Vascular clip applicator | B. Braun, Germany | FT495T | |
| Vein and arterial catheter 22 G | |||
| vessel loop | Approach | ||
| video camera or smartphone | |||
| Vitarubin | Streuli Pharma AG | 6847559 | |
| Yasargil titan standard clip (2x) | B. Braun Medical AG, Aesculap, Switzerland | FT242T |
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