Summary
Den murin intrapulmonale trakealtransplantation (IPTT) model er værdifuld til at studere obliterativ luftvejssygdom (OAD) efter lungetransplantation. Det giver indsigt i lungespecifik immunologisk og angiogen adfærd i luftvejsudslettelse efter allotransplantation med høj reproducerbarhed. Her beskriver vi IPTT-proceduren og dens forventede resultater.
Abstract
Urin intrapulmonal trakealtransplantation (IPTT) anvendes som model for obliterativ luftvejssygdom (OAD) efter lungetransplantation. Oprindeligt rapporteret af vores team, har denne model fået brug i undersøgelsen af OAD på grund af dens høje tekniske reproducerbarhed og egnethed til at undersøge immunologisk adfærd og terapeutiske interventioner.
I IPTT-modellen indsættes et gnavertrakealtransplantat direkte i modtagerens lunge gennem pleura. Denne model adskiller sig fra den heterotopiske trakealtransplantationsmodel (HTT), hvor transplantater transplanteres til subkutane eller omale steder, og fra den ortopiske trakealtransplantationsmodel (OTT), hvor donorluftrøret erstatter modtagerens luftrør.
En vellykket implementering af IPTT-modellen kræver avancerede anæstetiske og kirurgiske færdigheder. Anæstetiske færdigheder omfatter endotracheal intubation af modtageren, indstilling af passende respiratoriske parametre og passende tidsindstillet ekstubation efter genopretning fra anæstesi. Kirurgiske færdigheder er afgørende for præcis transplantatplacering i lungen og for at sikre effektiv forsegling af den viscerale pleura for at forhindre luftlækage og blødning. Generelt tager læringsprocessen cirka 2 måneder.
I modsætning til HTT- og OTT-modellerne udvikler allograftluftvejene i IPTT-modellen udslettelse af luftvejene i det relevante lungemikromiljø. Dette gør det muligt for efterforskere at studere lungespecifikke immunologiske og angiogene processer involveret i udslettelse af luftveje efter lungetransplantation. Desuden er denne model også unik, fordi den udviser tertiære lymfoide organer (TLO'er), som også ses i humane lungetransplantater. TLO'er består af T- og B-cellepopulationer og er kendetegnet ved tilstedeværelsen af høje endotelvenuler, der styrer rekruttering af immunceller; Derfor vil de sandsynligvis spille en afgørende rolle i transplantataccept og afvisning. Vi konkluderer, at IPTT-modellen er et nyttigt værktøj til at studere intrapulmonale immun- og profibrotiske veje, der er involveret i udviklingen af luftvejsudslettelse i lungetransplantationsallograften.
Introduction
Lungetransplantation er blevet etableret som en effektiv behandling for patienter med luftvejssygdomme i slutstadiet. Imidlertid er medianoverlevelsesraten for humane lungetransplanterede modtagere kun ca. 6 år, hvor udviklingen af obliterativ bronchiolitis (OB), en type obstruktiv luftvejssygdom (OAD), er en væsentlig dødsårsag efter det første år efter transplantation1.
Flere dyremodeller er blevet brugt til at undersøge mekanismen bag OAD. En sådan model er den heterotopiske trakealtransplantation (HTT) model2. I denne model implanteres trakealtransplantater i modtagerens subkutane væv eller omentum. Iskæmi-induceret tab af trakeale transplantatepitelceller forekommer efterfulgt af alloreaktiv lymfocytinfiltration og apoptose af donorepitelceller. Fibroblaster og myofibroblaster migrerer rundt i luftrøret og producerer en ekstracellulær matrix. Endelig forekommer fuldstændig fibrøs udslettelse af luftvejens lumen. HTT-modellen er teknisk enkel, giver et in vivo-miljø og tilbyder høj reproducerbarhed.
En anden model til undersøgelse af OAD er rotteortopisk trakealtransplantation (OTT) model, hvor trakealtransplantater indsættes i modtagerens luftrør for at opretholde fysiologisk ventilation3. I denne model resulterer iskæmi-induceret udtømning af donorepitelceller i, at de erstattes af modtagerepitelceller i luftrøret, der danner en uhindret luftvej ledsaget af moderat fibrose. Selvom disse modeller har bidraget til forståelsen af udslettelse af luftvejene efter lungetransplantation, har de begrænsninger med hensyn til rekapitulation af lungeparenkymmikromiljøet.
Vores forskergruppe introducerede rottemodellen for intrapulmonal trakealtransplantation (IPTT), hvor trakealtransplantater implanteres i modtagerlungen4 (figur 1). IPTT-modellen udviser fibrøs udslettelse af luftvejslumen, der forekommer i lungemikromiljøet. Desuden er det med succes blevet anvendt på mus, der er teknisk mere udfordrende end rotte IPTT 5,6,7,8,9,10. Denne tilpasning af murine IPTT-modellen gjorde det muligt for os at dykke dybere ned i de indviklede detaljer i OAD's lungeimmunologiske miljø efter lungetransplantation ved hjælp af transgene mus.
IPTT-modellen har nogle unikke funktioner. Den ene er neoangiogenese, som lettes af lungecirkulationen og spiller en afgørende rolle i luftvejsudslettelse 4,10. Derudover udviser IPTT-modellen lymfoide aggregater, hvoraf nogle har høje endotelvenuler, der udtrykker perifer knudeadressein, hvilket indikerer, at de er tertiære lymfoide organer (TLO'er)7,8. TLO'er ligner lymfeknuder og består af T-celler, B-celler og ofte et kimcenter ledsaget af follikulære dendritiske celler11,12. TLO'er er blevet rapporteret i forskellige kroniske inflammatoriske sygdomme, herunder udslettelse af luftveje, hvilket gør IPTT-modellen velegnet til at undersøge TLO'ernes rolle i luftvejsudslettelse 7,8,11,12,13. Dette papir præsenterer metoden for murine IPTT-modellen med det formål at gøre forskere bekendt med denne model og lette yderligere undersøgelser af luftvejsudslettelse efter lungetransplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dyr blev behandlet i overensstemmelse med retningslinjerne fra Canadian Council on Animal Care i vejledningen til pleje og brug af forsøgsdyr. Den eksperimentelle protokol blev godkendt af Animal Care Committee of Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network.
1. Donorkirurgi
BEMÆRK: BALB / c-mus bruges som et eksempel på donorer til eksperimentet. Alle procedurer skal udføres ved hjælp af en steril teknik.
- Før proceduren skal du registrere vægten af hver mus.
- Afliv musen ved hjælp af et CO2 -kammer.
- Når døden er bekræftet, skal du placere musen i liggende stilling og fastgøre lemmerne med tape.
- Forbered det kirurgiske område ved at sterilisere det med 70% isopropylalkohol.
BEMÆRK: Hvis det er nødvendigt og som anbefalet af den lokale dyreetiske komité, klip pelsen fra snitstedet. - Lav et midterliniesnit på huden, startende fra midten af maven og strækker sig til den forreste livmoderhalsregion.
- Få adgang til luftrøret ved forsigtigt at trække fedtpuderne tilbage, sideværts bevæge remmusklerne og adskille luftrøret fra omgivende bindevæv. Brug tang til at skabe plads mellem luftrøret og spiserøret.
- Løft xiphoiden og skær membranen.
- Hæv brystbenet, og sørg for en klar vej fra brystbenet til nakkeområdet ved at indsætte en hæmostat. Klem brystkassen på begge sider og skær gennem brystbenet, der strækker sig op gennem nakkemusklerne.
- Fjern thymus og fedt eller muskler, der forhindrer luftrøret for at udsætte trakeal bifurcation.
- Skær både hovedbronkierne og adskil forsigtigt luftvejen fra spiserøret.
- Skær strubehovedet og fjern det.
- Sprøjt det dissekerede luftrør med steril saltopløsning eller konserveringsopløsning med sterilt gaze gennemblødt i sterilt saltvand eller konserveringsopløsning, og læg det på is for at bevare dets levedygtighed.
2. Modtager kirurgi
BEMÆRK: C57BL/6-mus bruges som eksempel på modtagere af eksperimentet.
- Buprenorphin med vedvarende frigivelse administreres subkutant i en dosis på 1 mg/kg om morgenen på operationsdagen.
- Inducer anæstesi i et induktionskammer ved anvendelse af 5% isofluran.
- Når musen er let bedøvet, injiceres intraperitonealt en cocktail bestående af (0,1 mg / g) xylazin og (0,01 mg / g) ketamin.
- Sæt musen tilbage i induktionskammeret med 2-3 % isofluran vedligeholdt.
- Barber pelsen på det kirurgiske sted. Bupivacain administreres også subkutant som linjeblok langs det planlagte insicionsted i en dosis på 7 mg/kg.
- Bekræft fraværet af refleksrespons på en tåklemme før orotracheal intubation. Intuberet musen orotrachealt ved hjælp af et 20 G intravenøst kateter og tilslut det til en ventilator med et tidevandsvolumen på 500 μL, en respirationsfrekvens på 120 bpm, 100% oxygen og 2% isofluran. Brug et stativ med en klemme påført tungen, og hold dyret lodret med nakken forlænget for at lette denne procedure.
- Aktivér en varmepude, og placer musen i en ret lateral position oven på puden med hovedet væk fra kirurgen og halen vendt mod kirurgen (figur 2). Fastgør lemmerne med tape. Sæt veterinærsalve på øjnene for at forhindre tørhed under anæstesi.
- Skrub det kirurgiske område med 7,5% povidonjod, steriliser med 70% isopropylalkohol og skrub igen med 10% povidonjod. Påfør sterile kirurgiske gardiner for at dække det kirurgiske område.
- Donorluftrøret lægges i et 16 G intravenøst kateter i løbet af denne tid (figur 3C, D).
- Brug skalpel til at lave et snit i modtagerens hud og cauterize muskel og bindevæv.
- Åbn det femte eller sjette interkostale rum og hold ribbenburet åbent ved hjælp af to retraktorer.
- Disseker det ringere lungebånd ved hjælp af bomuldspindler og saks.
- Simulere skabelsen af vejen for donorluftrøret (figur 3G, H).
- Fastgør ventilatorens udstrømningsrør ved delvist at lukke det med en trevejs stophane for at lette oppustningen af venstre lunge.
- Opret en vej ved at punktere venstre lunge med en 20 G nål. Sikring af, at punkteringsdybden stort set svarer til længden af trakealallograften. Vælg punkteringsstedet ved lungekanten (som angivet i figur 3I), og sørg for, at vejen løber parallelt med bordpladen (som markeret med en blå cirkel i figur 3J).
BEMÆRK: En opadgående indføringsvinkel vil resultere i gennemtrængning af pleuralaget, mens en dybere vinkel kan føre til blødning fra større kar (som markeret med røde kryds i figur 3J). - Indsæt det intravenøse kateter på 16 G i venstre lunge og ekstruder donorluftrøret i venstre lunge. Efter indsættelse af trakealallotransplantatet slippes trevejs stophanen for at tillade uhindret ekspiratorisk strømning gennem udstrømningsrøret.
- Luk pleurainjektionsstedet med et klip (figur 3K,L). Placer klemmen præcist på punkteringsstedet med kanten justeret, så den passer til konturen af lungekanten (angivet med den blå cirkel i figur 3L).
BEMÆRK: En forkert placering af klippestedet kan resultere i ineffektiv tætning og luftlækage, mens utilstrækkelig klipdybde kan føre til, at clipsen løsner sig efter operationen (som vist med de røde kryds i figur 3L). - Fyld brysthulen med saltopløsning og absorber saltvand med en gasbind.
- Oppust venstre lunge igen og luk ribbenene ved hjælp af en løbende suturteknik.
- Luk muskel og hud med afbrudte suturer.
- Meloxicam smertestillende subkutant administreres i en dosis på 5 mg/kg ved operationens afslutning.
- Observer modtagermusen, indtil den er vågen. Fjern derefter trakealrøret og læg modtagermusen i et bur.
BEMÆRK: Modtagermus skal huses individuelt. - Administrer meloxicam (5 mg/kg) én gang dagligt via subkutan injektion, startende 24 timer efter operationen og fortsæt i 3 dage postoperativt.
3. Udtagning af prøver fra recipientmus
- Inducer anæstesi i et induktionskammer ved anvendelse af 5% isofluran.
- Bekræft fraværet af refleksrespons på tåklemmen før orotracheal intubation. Intubationsmetoden og respiratorindstillingen er den samme som i modtagerkirurgi.
- Placer musen i liggende stilling og fastgør lemmerne.
- Forbered det kirurgiske område ved at sterilisere det med 70% isopropylalkohol.
- Lav et midterliniesnit på huden, startende fra midten af maven og strækker sig til den forreste livmoderhalsregion.
- Ekssanguinér musen via den ringere vena cava ved hjælp af en 1 ml sprøjte forbundet til en 25 G nål, hvilket resulterer i eutanasi.
- Åbn brystet og få adgang til luftrøret på samme måde som en donormus. Bind luftrøret omkring intubationsrøret med 7-0 silke.
- Fjern thymus, fedt og muskler for at udsætte hjertet.
- Skær venstre atrium, højre atrium og ringere vena cava. Perfus lungerne med 3 ml sterilt saltvand via højre ventrikel.
- Til histologisk analyse pustes lungerne op med 10% formalin via et intubationsrør.
- Ekstubér ventilationsrøret og bind luftrøret af med 7-0 silke.
- Opdel strubehovedet og spiserøret. Træk dem i en ringere retning, og ekstraher derefter hjertet og lungeblokken og placer den i 10% formalin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Baseret på vores erfaring kræver færdigheder i denne model typisk ca. 2 måneders træning. Når færdigheden er opnået, tager donorprocedurerne typisk 15 minutter, mens modtagerprocedurerne tager ca. 30 minutter. Den forventede dødelighed for en uddannet operatør er 0%.
I figur 4A udviser et trakealallograft fuldstændig obstruktion med fibroblastisk væv, og epitelcellerne ødelægges synligt. Omvendt forbliver et trakealisograft i figur 4B patent, og epitelcellerne bevares.
Figur 5 illustrerer en lunge, hvor trakealallotransplantatet er blevet transplanteret, hvilket viser tilstedeværelsen af lymfoide aggregater.
Figur 1: Diagram over murine intrapulmonal trakealtransplantationsmodel. En trakeal allograft ekstraheres fra en donormus. Trakealallograften lægges i et kateter. Trakealallograften transplanteres til en modtagers lunge. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 2: Modtagerens position under operationen. Musen placeres i en højre lateral decubitus position. Modtagermusens hoved er orienteret væk fra kirurgen, og halen vender mod kirurgen. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 3: Kateter til trakealindsættelse og illustration af retningen for indsættelse af trakealtransplantatet. (A) Kateteret til trakealindsættelse. Det ydre kateter har en skarp spids (venstre), mens det indre kateter har en stump spids (højre). B) Kombination af ydre og indre katetre. Det indre kateter stikker lidt ud fra det ydre kateter. (C,D) Indlæsning af donorluftrøret i kateteret. Det røde beslag angiver trakealtransplantatet. E) Trakealtransplantat inde i kateteret. Det røde beslag angiver trakealtransplantatet. (F) Ekstrudering af det indre trakealtransplantat ved hjælp af det indre kateter som "skubber". Det røde beslag angiver trakealtransplantatet. (G, H) Simulering af retningen for placering af trakealtransplantatet. (I,J) Oprettelse af stien ved hjælp af en 22 G nål. Dybden skal nøje svare til længden af en trakeal allograft. Nålens retning skal være modsat kirurgen og parallel med bordpladen. Det korrekte punkteringssted er angivet med det røde punkt. Den passende indføringsvinkel er angivet med den blå cirkel. Forkerte vinkler er angivet med røde kryds. (K,L) Lukning af pleural injektionssted med et klip. Sorte streger repræsenterer klip. Rødt punkt repræsenterer punkteringsstedet. Den blå cirkel angiver det korrekte udsnitspunkt. Røde kryds angiver forkerte klippepunkter. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 4: Histopatologi 28 dage efter lungetransplantation. (A) H&E (venstre) og Massons trikrome (højre) farvede billeder af et trakealallotransplantat (donor: BALB/c, modtager: C57BL/6). Allograftens lumen er okkluderet med kollagen og fibrøst væv farvet blåt af Masson's Trichrome (sort pilespids). Derudover er epitelcellerne gået tabt (blå pilespidser). (B) H&E (venstre) og Massons trikrome (højre) farvede billeder af et trakealisograft. I modsætning til allotransplantatet forbliver isograftens lumen (donor, modtager: C57BL/6) åben, og epitelcellerne bevares. Farvet væv er slim. Skalastænger = 500 μm. Forkortelse: H&E = hæmatoxylin og eosin. Klik her for at se en større version af denne figur.
Figur 5: Lymfoide aggregater i lungen med det transplanterede trakealallotransplantat. (A) H&E-farvet billede af en lunge med et transplanteret trakealallotransplantat in situ. Lymfoide aggregater (sorte pile) observeres i lungevævet. Skalabjælke = 500 μm. (B) Immunofluorescensbillede af et lymfoidaggregat, der fremhæver tilstedeværelsen af B-celle (B220, rød), T-celle (CD3, grøn) og kerner (DAPI, blå). Skalastang = 100 μm. Forkortelser: H&E = hæmatoxylin og eosin; DAPI = 4',6-diamidino-2-phenylindol. Klik her for at se en større version af denne figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den murin IPTT-procedure omfatter kritiske trin. Med hensyn til anæstesi er det første afgørende trin endotracheal intubation. Det er vigtigt at holde musen i en passende højde med benene på bordet for at visualisere stemmebåndene og lette øjeblikkelig intubation. Derudover er omhyggelig justering af åndedrætsvolumen og positivt slutekspiratorisk tryk (PEEP) nødvendigt. Typisk er et åndedrætsvolumen på 500 μL og en PEEP på 2 cmH2O tilstrækkelige til mus, der vejer 25-30 g. Imidlertid kan større modtagermus opleve "hik" episoder, hvilket indikerer iltmangel. I sådanne tilfælde kan det være nødvendigt at øge åndedrætsvolumen, PEEP, og midlertidigt klemme ekspiratorisk rør for at rekruttere lungen. Hvis hikke vedvarer, skal dybden af trakealrøret justeres. Endelig er tidspunktet for udskillelse af trakealrør kritisk, og bekræftelse af modtagerens respirationsfrekvens er afgørende for at sikre tilstrækkelig bedring. Undladelse af at gøre dette kan resultere i dødelighed efter ekstubation.
Med hensyn til den kirurgiske procedure er korrekt placering af det transplanterede luftrør afgørende. Det er nødvendigt at simulere den korrekte nåleretning for at placere trakealtransplantatet nøjagtigt (figur 3G). Hvis stien er for lav, kan trakealtransplantatet trænge ind i pleura, mens indsættelse af det for dybt kan føre til lungekarperforering og alvorlig blødning. Et andet kritisk trin er at sikre nøjagtig forsegling af indføringspunktet ved sikkert at fastgøre pleurasnittet, hvori trakealallotransplantatet blev indsat med en clips i rustfrit stål (figur 3H). Utilstrækkelig forsegling kan forårsage luftlækage, hvilket potentielt kan resultere i modtagerdødelighed efter brystlukning.
Mens IPTT-modellen giver nogle fordele, såsom relativ enkelhed, høj reproducerbarhed og et immunologisk miljø svarende til det, der ses i lungetransplantation, har den nogle begrænsninger. Trakealallotransplantater i IPTT-modellen adskiller sig fra den kliniske situation, hvor OB forekommer i de små luftveje. Desuden er den trakeale allograft i denne IPTT-model for histokompatibilitetskompleks (MHC) fuldstændig okkluderet med fibroblastisk væv, hvilket er i modsætning til klinisk OAD, hvor fibroblastisk vævsokklusion normalt er delvis. For at løse dette problem kan en anden stammekombination (mindre eller anden større uoverensstemmelse) anvendes til IPTT (afhængigt af den påtænkte undersøgelse), da det kan resultere i et mildere alloimmunrespons og mildere fibroblastisk vævsokklusion sammenlignet med BALB / c-til-C57BL / 6-kombinationen. Vi er ikke bekendt med nogen offentliggjorte undersøgelser, der undersøger forskellige stammekombinationer, så denne mulighed skal testes empirisk.
Endelig er det et ikke-vaskulariseret transplantat, der ligner HTT- og OTT-modellerne. For at løse denne begrænsning kan ortopisk lungetransplantation (OLT) anvendes14. Udviklingen af OAD-lignende patologi har imidlertid været variabel i musens OLT-model 15,16,17. I betragtning af IPTT-modellens relative enkelhed og reproducerbarhed sammenlignet med OLT forbliver det en rimelig model at studere mekanismerne for transplantationsrelateret OAD. Afslutningsvis tjener IPTT-modellen som en nyttig forskningsmodel til undersøgelse af intrapulmonale immun- og profibrotiske veje, der er involveret i udviklingen af luftvejsudslettelse efter lungetransplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne af dette manuskript har ingen interessekonflikter at afsløre.
Acknowledgments
Forfatterne vil gerne takke Jerome Valero for at redigere dette manuskript. Figur 1 og figur 3I,J,L blev oprettet med BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
