Summary
Het muizen intrapulmonale tracheale transplantatie (IPTT) model is waardevol voor het bestuderen van obliteratieve luchtwegaandoeningen (OAD) na longtransplantatie. Het biedt inzicht in longspecifiek immunologisch en angiogeen gedrag bij luchtwegvernietiging na allotransplantatie met een hoge reproduceerbaarheid. Hier beschrijven we de IPTT-procedure en de verwachte resultaten.
Abstract
Intrapulmonale tracheale transplantatie bij muizen (IPTT) wordt gebruikt als model voor obliteratieve luchtwegaandoeningen (OAD) na longtransplantatie. Aanvankelijk gerapporteerd door ons team, is dit model gebruikt in de studie van OAD vanwege de hoge technische reproduceerbaarheid en geschiktheid voor het onderzoeken van immunologisch gedrag en therapeutische interventies.
In het IPTT-model wordt een tracheaal transplantaat van knaagdieren rechtstreeks via het borstvlies in de long van de ontvanger ingebracht. Dit model onderscheidt zich van het heterotope tracheale transplantatie (HTT)-model, waarbij transplantaten worden getransplanteerd in subcutane of omentale plaatsen, en van het orthotope tracheale transplantatiemodel (OTT) waarbij de donorluchtpijp de luchtpijp van de ontvanger vervangt.
Succesvolle implementatie van het IPTT-model vereist geavanceerde anesthesie- en chirurgische vaardigheden. Anesthesievaardigheden omvatten endotracheale intubatie van de ontvanger, het instellen van de juiste beademingsparameters en op de juiste manier getimede extubatie na herstel van anesthesie. Chirurgische vaardigheden zijn essentieel voor een nauwkeurige plaatsing van het transplantaat in de long en voor een effectieve afdichting van het viscerale borstvlies om luchtlekkage en bloedingen te voorkomen. Over het algemeen duurt het leerproces ongeveer 2 maanden.
In tegenstelling tot de HTT- en OTT-modellen, ontwikkelt in het IPTT-model de allotransplantaat-luchtweg luchtwegvernietiging in de relevante longmicro-omgeving. Dit stelt onderzoekers in staat om longspecifieke immunologische en angiogene processen te bestuderen die betrokken zijn bij het wegvagen van de luchtwegen na longtransplantatie. Bovendien is dit model ook uniek omdat het tertiaire lymfoïde organen (TLO's) vertoont, die ook worden gezien in menselijke longtransplantaten. TLO's bestaan uit T- en B-celpopulaties en worden gekenmerkt door de aanwezigheid van hoge endotheliale venulen die de rekrutering van immuuncellen sturen; Daarom spelen ze waarschijnlijk een cruciale rol bij de acceptatie en afwijzing van transplantaten. We concluderen dat het IPTT-model een nuttig hulpmiddel is voor het bestuderen van intrapulmonale immuun- en profibrotische routes die betrokken zijn bij de ontwikkeling van luchtwegvernietiging in het longtransplantatietransplantaat.
Introduction
Longtransplantatie is vastgesteld als een effectieve behandeling voor patiënten met aandoeningen van de luchtwegen in het eindstadium. Het mediane overlevingspercentage voor ontvangers van een menselijke longtransplantatie is echter slechts ongeveer 6 jaar, waarbij de ontwikkeling van obliteratieve bronchiolitis (OB), een type obstructieve luchtwegaandoening (OAD), een belangrijke doodsoorzaak is na het eerste jaar na transplantatie1.
Er zijn verschillende diermodellen gebruikt om het mechanisme dat ten grondslag ligt aan OAD te onderzoeken. Een voorbeeld van zo'n model is het heterotope tracheale transplantatie (HTT) model2. In dit model worden tracheale transplantaten geïmplanteerd in het onderhuidse weefsel of omentum van de ontvanger. Ischemie-geïnduceerd verlies van tracheale transplantaatepitheelcellen treedt op, gevolgd door alloreactieve lymfocytinfiltratie en apoptose van donorepitheelcellen. Fibroblasten en myofibroblasten migreren rond de luchtpijp en produceren een extracellulaire matrix. Ten slotte treedt volledige fibreuze vernietiging van het luchtweglumen op. Het HTT-model is technisch eenvoudig, biedt een in vivo omgeving en biedt een hoge reproduceerbaarheid.
Een ander model voor het bestuderen van OAD is het orthotope tracheale transplantatie (OTT)-model bij ratten, waarbij tracheale transplantaten in de luchtpijp van de ontvanger worden geplaatst om fysiologische ventilatie te behouden3. In dit model resulteert ischemie-geïnduceerde uitputting van donorepitheelcellen in hun vervanging door ontvangende epitheelcellen in de luchtpijp, waardoor een onbelemmerde luchtweg wordt gevormd die gepaard gaat met matige fibrose. Hoewel deze modellen hebben bijgedragen aan het begrip van luchtwegvernietiging na longtransplantatie, hebben ze beperkingen in termen van recapitulatie van de longparenchymale micro-omgeving.
Onze onderzoeksgroep introduceerde het intrapulmonale tracheale transplantatiemodel (IPTT) bij ratten, waarbij tracheale transplantaten worden geïmplanteerd in de ontvangende long4 (Figuur 1). Het IPTT-model vertoont fibreuze vernietiging van het luchtweglumen dat optreedt in de micro-omgeving van de longen. Bovendien is het met succes toegepast op muizen die technisch uitdagender zijn dan rat IPTT 5,6,7,8,9,10. Deze aanpassing van het IPTT-model bij muizen stelde ons in staat om dieper in te gaan op de ingewikkelde details van de longimmunologische omgeving van OAD na longtransplantatie met behulp van transgene muizen.
Het IPTT-model beschikt over een aantal unieke kenmerken. Een daarvan is neoangiogenese, die wordt vergemakkelijkt door de longcirculatie en een cruciale rol speelt bij het uitwissen van de luchtwegen 4,10. Bovendien vertoont het IPTT-model lymfoïde aggregaten, waarvan sommige hoge endotheliale venulen hebben die perifere knoopadressering tot expressie brengen, wat aangeeft dat het tertiaire lymfoïde organen (TLO's) zijn7,8. TLO's lijken op lymfeklieren en bestaan uit T-cellen, B-cellen en vaak een kiemcentrum vergezeld van folliculaire dendritische cellen11,12. TLO's zijn gemeld bij verschillende chronische ontstekingsziekten, waaronder luchtwegvernietiging, waardoor het IPTT-model geschikt is voor het onderzoeken van de rol van TLO's bij luchtwegvernietiging 7,8,11,12,13. Dit artikel presenteert de methodologie van het IPTT-model bij muizen, met als doel onderzoekers vertrouwd te maken met dit model en verder onderzoek naar luchtwegvernietiging na longtransplantatie te vergemakkelijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle dieren werden behandeld in overeenstemming met de richtlijnen die zijn uiteengezet door de Canadian Council on Animal Care in de Guide to the Care and Use of Experimental Animals. Het experimentele protocol werd goedgekeurd door het Animal Care Committee van het Toronto General Hospital Research Institute, University Health Network.
1. Donoroperatie
OPMERKING: BALB/c-muizen worden gebruikt als voorbeeld van donoren voor het experiment. Alle procedures moeten worden uitgevoerd met behulp van een steriele techniek.
- Noteer voorafgaand aan de procedure het gewicht van elke muis.
- Euthanaseer de muis met behulp van een CO2 -kamer.
- Zodra de dood is bevestigd, plaatst u de muis in rugligging en zet u de ledematen vast met tape.
- Bereid het operatiegebied voor door het te steriliseren met 70% isopropylalcohol.
NOTITIE: Knip indien nodig en zoals aanbevolen door de plaatselijke ethische commissie voor dieren de vacht van de incisieplaats. - Maak een incisie in de middellijn op de huid, beginnend bij het midden van de buik en zich uitstrekkend tot het voorste cervicale gebied.
- Toegang tot de luchtpijp door de vetkussentjes voorzichtig in te trekken, de bandspieren zijdelings te bewegen en de luchtpijp te scheiden van het omliggende bindweefsel. Gebruik een tang om ruimte te creëren tussen de luchtpijp en de slokdarm.
- Til de xiphoid op en snijd het diafragma door.
- Til het borstbeen op en zorg voor een vrij pad van het borstbeen naar het nekgebied door een hemostaat in te brengen. Klem de ribbenkast aan beide kanten vast en snijd door het borstbeen, waarbij je je uitstrekt door de nekspieren.
- Verwijder de thymus en al het vet of de spier die de luchtpijp blokkeert om de tracheale vertakking bloot te leggen.
- Snijd beide hoofdbronchiën door en scheid voorzichtig de luchtweg van de slokdarm.
- Snijd het strottenhoofd door en verwijder het.
- Spuit de ontlede luchtpijp in met een steriele zoutoplossing of conserveringsoplossing met een steriel gaas gedrenkt in steriele zoutoplossing of conserveringsoplossing en plaats deze op ijs om de levensvatbaarheid te behouden.
2. Operatie aan de ontvanger
OPMERKING: C57BL/6-muizen worden gebruikt als voorbeeld van ontvangers voor het experiment.
- Dien buprenorfine met verlengde afgifte subcutaan toe in een dosis van 1 mg/kg op de ochtend van de operatiedag.
- Induceer anesthesie in een inductiekamer met 5% isofluraan.
- Zodra de muis licht verdoofd is, injecteert u intraperitoneaal een cocktail bestaande uit (0,1 mg/g) xylazine en (0,01 mg/g) ketamine.
- Breng de muis terug naar de inductiekamer met behoud van 2-3% isofluraan.
- Scheer de vacht op de plaats van de operatie. Dien bupivacaïne ook subcutaan toe als lijnblok langs de geplande insicionplaats in een dosis van 7 mg/kg.
- Bevestig de afwezigheid van reflexrespons op een teenknijp vóór orotracheale intubatie. Intubeer de muis orotracheaal met behulp van een 20 G intraveneuze katheter en sluit deze aan op een beademingsapparaat met een ademvolume van 500 μL, een ademhalingsfrequentie van 120 slagen per minuut, 100% zuurstof en 2% isofluraan. Gebruik een standaard met een klem op de tong en houd het dier in een verticale positie met de nek gestrekt, om deze procedure te vergemakkelijken.
- Activeer een verwarmingskussen en plaats de muis in een zijwaartse positie op de bovenkant van het kussen, met het hoofd weg van de chirurg en de staart naar de chirurg gericht (Figuur 2). Zet de ledematen vast met tape. Breng veterinaire zalf op de ogen om uitdroging onder narcose te voorkomen.
- Schrob het operatiegebied met 7,5% povidonjodium, steriliseer met 70% isopropylalcohol en scrub opnieuw met 10% povidonjodium. Breng steriele operatielakens aan om het operatiegebied te bedekken.
- Laad de donorluchtpijp gedurende deze tijd in een intraveneuze katheter van 16 G (Figuur 3C,D).
- Gebruik een scalpel om een incisie in de huid van de ontvanger te maken en de spier en het bindweefsel dicht te schroeien.
- Open de vijfde of zesde tussenribruimte en houd de ribbenkast open met behulp van twee oprolmechanismen.
- Ontleed het inferieure longligament met wattenstaafjes en een schaar.
- Simuleer het ontstaan van de route voor de donorluchtpijp (Figuur 3G,H).
- Zet de uitstroombuis van het beademingsapparaat vast door deze gedeeltelijk af te sluiten met een driewegkraan om het opblazen van de linkerlong te vergemakkelijken.
- Creëer een pad door de linkerlong te doorboren met een naald van 20 G. Zorg ervoor dat de punctiediepte ongeveer gelijk is aan de lengte van het tracheale allotransplantaat. Selecteer de prikplaats aan de rand van de long (zoals aangegeven in figuur 3I) en zorg ervoor dat het pad evenwijdig loopt aan het tafelblad (zoals gemarkeerd door een blauwe cirkel in figuur 3J).
OPMERKING: Een opwaartse insteekhoek zal resulteren in penetratie van de pleuralaag, terwijl een diepere hoek kan leiden tot bloedingen uit grote bloedvaten (zoals aangegeven door rode kruisen in figuur 3J). - Breng de intraveneuze katheter van 16 G in de linkerlong in en extrudeer de donorluchtpijp in de linkerlong. Laat na het inbrengen van het tracheale allotransplantaat de driewegkraan los om een onbelemmerde uitademingsstroom door de uitstroombuis mogelijk te maken.
- Sluit de pleurale injectieplaats af met een clip (Figuur 3K,L). Plaats de clip precies op de prikplaats, met de rand uitgelijnd om overeen te komen met de contouren van de rand van de long (aangegeven door de blauwe cirkel in figuur 3L).
NOTITIE: Een onjuiste locatie voor de scheerplaats kan leiden tot ineffectieve afdichting en luchtlekkage, terwijl onvoldoende clipdiepte ertoe kan leiden dat de clip na de operatie losraakt (zoals weergegeven door de rode kruisen in afbeelding 3L). - Vul de borstholte met een zoutoplossing en absorbeer de zoutoplossing met een gaasje.
- Blaas de linkerlong weer op en sluit de ribben met behulp van een lopende hechttechniek.
- Sluit de spier en huid met onderbroken hechtingen.
- Dien meloxicam analgeticum subcutaan toe in een dosis van 5 mg/kg aan het einde van de operatie.
- Observeer de ontvangende muis totdat deze wakker is. Verwijder vervolgens de tracheale tube en plaats de ontvangende muis in een kooi.
OPMERKING: Ontvangende muizen moeten individueel worden gehuisvest. - Dien meloxicam (5 mg/kg) eenmaal daags toe via subcutane injectie, vanaf 24 uur na de operatie en ga door tot 3 dagen na de operatie.
3. Verzameling van monsters van ontvangende muizen
- Induceer anesthesie in een inductiekamer met 5% isofluraan.
- Bevestig de afwezigheid van reflexrespons op de teenknijp vóór orotracheale intubatie. De intubatiemethode en de instelling van het beademingsapparaat zijn hetzelfde als bij een operatie aan de ontvanger.
- Plaats de muis in rugligging en zet de ledematen vast.
- Bereid het operatiegebied voor door het te steriliseren met 70% isopropylalcohol.
- Maak een incisie in de middellijn op de huid, beginnend bij het midden van de buik en zich uitstrekkend tot het voorste cervicale gebied.
- Verbloeden van de muis via de inferieure vena cava met behulp van een spuit van 1 ml die is aangesloten op een naald van 25 G, wat resulteert in euthanasie.
- Open de borstkas en krijg toegang tot de luchtpijp op dezelfde manier als een donormuis. Bind de luchtpijp rond de intuberende buis met 7-0 zijde.
- Verwijder de thymus, het vet en de spieren om het hart bloot te leggen.
- Snijd het linker atrium, het rechter atrium en de inferieure vena cava. Doordrenk de longen met 3 ml steriele zoutoplossing via de rechterventrikel.
- Voor histologische analyse blaast u de longen op met 10% formaline via een intubatiebuis.
- Extubie de ventilatiebuis en bind de luchtpijp af met 7-0 zijde.
- Verdeel het strottenhoofd en de slokdarm. Trek ze in een inferieure richting en haal vervolgens het hart- en longblok eruit en plaats het in 10% formaline.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Op basis van onze ervaring vereist vaardigheid in dit model doorgaans ongeveer 2 maanden training. Zodra de vaardigheid is bereikt, duren de donorprocedures doorgaans 15 minuten, terwijl de ontvangerprocedures ongeveer 30 minuten duren. Het verwachte sterftecijfer voor een getrainde operator is 0%.
In figuur 4A vertoont een tracheaal allotransplantaat volledige obstructie met fibroblastisch weefsel en zijn de epitheelcellen zichtbaar vernietigd. Omgekeerd blijft in figuur 4B een tracheaal isotransplantaat octrooi en blijven de epitheelcellen behouden.
Figuur 5 illustreert een long waarin het tracheale allotransplantaat is getransplanteerd, waarbij de aanwezigheid van lymfoïde aggregaten wordt aangetoond.
Figuur 1: Diagram van het intrapulmonale tracheale transplantatiemodel van muizen. Een tracheaal allotransplantaat wordt geëxtraheerd uit een donormuis. Het tracheale allotransplantaat wordt in een katheter geladen. Het tracheale allotransplantaat wordt getransplanteerd naar de long van een ontvanger. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 2: Positie van de ontvanger tijdens de operatie. De muis wordt in een rechter laterale decubituspositie geplaatst. Het hoofd van de ontvangende muis is van de chirurg af gericht en de staart is naar de chirurg gericht. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 3: Katheter voor het inbrengen van de trachea en illustratie van de richting van het inbrengen van het tracheale transplantaat. (A) De katheter voor het inbrengen van de trachea. De buitenste katheter heeft een scherpe punt (links), terwijl de binnenkatheter een stompe punt heeft (rechts). (B) Combinatie van buiten- en binnenkatheters. De binnenkatheter steekt iets uit de buitenkatheter. (C,D) Het laden van de donorluchtpijp in de katheter. De rode beugel geeft het tracheale transplantaat aan. (E) Tracheaal transplantaat in de katheter. De rode beugel geeft het tracheale transplantaat aan. (F) Extruderen van het binnenste tracheale transplantaat met behulp van de binnenkatheter als een "pusher". De rode beugel geeft het tracheale transplantaat aan. (G, H) Simulatie van de richting voor plaatsing van het tracheale transplantaat. (I,J) Het pad maken met behulp van een naald van 22 G. De diepte moet nauw overeenkomen met de lengte van een tracheaal allotransplantaat. De richting van de naald moet tegengesteld zijn aan die van de chirurg en evenwijdig aan het tafelblad. De juiste prikplaats wordt aangegeven door de rode punt. De juiste insteekhoek wordt aangegeven door de blauwe cirkel. Onjuiste hoeken worden aangegeven met rode kruisen. (K,L) Sluiten van de pleurale injectieplaats met een clip. Zwarte lijnen staan voor clips. Het rode punt staat voor de prikplaats. De blauwe cirkel geeft het juiste uitknippunt aan. Rode kruisen duiden op onjuiste uitknippunten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 4: Histopathologie 28 dagen na longtransplantatie. (A) H&E (links) en Masson's Trichrome (rechts) gekleurde beelden van een tracheaal allotransplantaat (donor: BALB/c, ontvanger: C57BL/6). Het lumen van het allotransplantaat is bedekt met collageen en vezelig weefsel dat blauw is gekleurd door Masson's Trichrome (zwarte pijlpunt). Bovendien zijn de epitheelcellen verloren gegaan (blauwe pijlpunten). (B) H&E (links) en Masson's Trichrome (rechts) gekleurde afbeeldingen van een tracheale isograft. In tegenstelling tot het allotransplantaat blijft het lumen van het isotransplantaat (donor, ontvanger: C57BL/6) open en blijven de epitheelcellen behouden. Gekleurd weefsel is slijm. Schaalbalken = 500 μm. Afkorting: H&E = hematoxyline en eosine. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Figuur 5: Lymfoïde aggregaten in de long met het getransplanteerde tracheale allotransplantaat. (A) H&E gekleurd beeld van een long met een getransplanteerd tracheaal allotransplantaat in situ. Lymfoïde aggregaten (zwarte pijlen) worden waargenomen in het longweefsel. Schaalbalk = 500 μm. (B) Immunofluorescentiebeeld van een lymfoïde aggregaat, met de aanwezigheid van B-cel (B220, rood), T-cel (CD3, groen) en kernen (DAPI, blauw). Schaalbalk = 100 μm. Afkortingen: H&E = hematoxyline en eosine; DAPI = 4',6-diamidino-2-fenylindol. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
De IPTT-procedure voor muizen omvat kritieke stappen. Wat anesthesie betreft, is de eerste cruciale stap endotracheale intubatie. Het is essentieel om de muis op een geschikte hoogte te houden met zijn poten op tafel om de stembanden te visualiseren en onmiddellijke intubatie te vergemakkelijken. Bovendien is een zorgvuldige aanpassing van het ademhalingsvolume en de positieve eind-expiratoire druk (PEEP) noodzakelijk. Doorgaans zijn een ademhalingsvolume van 500 μL en een PEEP van 2 cmH2O voldoende voor muizen met een gewicht van 25-30 g. Grotere ontvangende muizen kunnen echter "hik"-episodes ervaren, wat wijst op zuurstoftekort. In dergelijke gevallen kan het nodig zijn om het ademhalingsvolume, PEEP, te verhogen en de uitademingsbuis tijdelijk vast te klemmen om de long te rekruteren. Als de hik aanhoudt, moet de diepte van de tracheale tube worden aangepast. Ten slotte is de timing van de extubatie van de tracheale tube van cruciaal belang, en bevestiging van de ademhalingsfrequentie van de ontvanger is essentieel om voldoende herstel te garanderen. Als u dit niet doet, kan dit leiden tot sterfte na extubatie.
Wat de chirurgische ingreep betreft, is een juiste plaatsing van de getransplanteerde luchtpijp cruciaal. Het simuleren van de juiste naaldrichting is nodig om het tracheale transplantaat nauwkeurig te positioneren (Figuur 3G). Als het pad te ondiep is, kan het tracheale transplantaat het borstvlies binnendringen, terwijl het te diep inbrengen kan leiden tot perforatie van het longvat en ernstige bloedingen. Een andere cruciale stap is het zorgen voor een nauwkeurige afdichting van het inbrengpunt door de pleurale incisie waarin het tracheale allotransplantaat is ingebracht stevig vast te zetten met een roestvrijstalen clip (Figuur 3H). Onvoldoende afdichting kan luchtlekkage veroorzaken, wat mogelijk kan leiden tot sterfte van de ontvanger na het sluiten van de borstkas.
Hoewel het IPTT-model enkele voordelen biedt, zoals relatieve eenvoud, hoge reproduceerbaarheid en een immunologische omgeving die vergelijkbaar is met die bij longtransplantatie, heeft het enkele beperkingen. Tracheale allotransplantaten in het IPTT-model verschillen van de klinische situatie, waar OB optreedt in de kleine luchtwegen. Bovendien is in dit belangrijke histocompatibiliteitscomplex (MHC) mismatch IPTT-model het tracheale allotransplantaat volledig afgesloten met fibroblastisch weefsel, wat in tegenstelling is tot klinische OAD waar fibroblastische weefselocclusie meestal gedeeltelijk is. Om dit probleem aan te pakken, kan een andere stamcombinatie (kleine of andere grote mismatch) worden gebruikt voor IPTT (afhankelijk van het beoogde onderzoek), omdat dit kan resulteren in een mildere allo-immuunrespons en mildere fibroblastische weefselocclusie in vergelijking met de BALB/c-naar-C57BL/6-combinatie. We zijn niet op de hoogte van gepubliceerde studies die verschillende stamcombinaties onderzoeken, dus deze mogelijkheid zou empirisch moeten worden getest.
Ten slotte is het een niet-gevasculariseerd transplantaat, vergelijkbaar met de HTT- en OTT-modellen. Om deze beperking aan te pakken, kan orthotope longtransplantatie (OLT) worden gebruikt14. De ontwikkeling van OAD-achtige pathologie is echter variabel geweest in het OLT-model van de muis 15,16,17. Gezien de relatieve eenvoud en reproduceerbaarheid van het IPTT-model in vergelijking met OLT, blijft het een redelijk model om de mechanismen van transplantatiegerelateerde OAD te bestuderen. Concluderend dient het IPTT-model als een nuttig onderzoeksmodel voor het bestuderen van intrapulmonale immuun- en profibrotische routes die betrokken zijn bij de ontwikkeling van luchtwegvernietiging na longtransplantatie.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs van dit manuscript hebben geen belangenconflicten te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs willen Jerome Valero bedanken voor het redigeren van dit manuscript. Figuur 1 en Figuur 3I,J,L zijn gemaakt met BioRender.com.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt - 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
