Name: ひと単球走化性の in VitroおよびIn Vivoマウス リンパ球の定量化 (動画) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 38 s
Description: 学ぶ単球走化性のin vitroおよびin vivo定量化法。THP-1細胞を用いたリアルタイム測定とマウスリンパ球の脾臓移動追跡技術を解説し、免疫学研究における細胞動態解析の応用価値を示します。

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この作品は、生物医学、栄養学で、ロックフェラー大学、ロックフェラー大学でロバートソン治療開発基金、サックラー センターの医者科学者のバーナード ・ l ・ シュワルツ プログラムによって支えられた、ロックフェラー大学。

すべてのプロシージャは、ロックフェラー大学によって承認された &#39; s 機関動物ケアおよび使用委員会。すべての動物は、特定の病原体フリーの条件の下で収容された.
 1 体外 走 <ol><li>文化 THP 1 細胞 10% 牛胎児血清 (FBS) 及び 4-(2-ヒドロキシエチル)-1 を添加したロズウェル パーク記念研究所 1640 年 (RPMI 1640) 6-。piperazineethanesulfonic 酸 (HEPES; 25 mM) (完全なメディア)、0.5 〜 1.0 x 10 6 セル/mL の密度を維持します</li>。
	<li>では 35 mm 細胞培養皿、30 分のカルセイン アセトキシメチルセファロスポリン (カルセイン AM; 2.5 μ M) または 37 ° C で完全な媒体の他の適切な蛍光染料を状態ごとにラベル 3.5 × 10 5 THP 1 セル 
	注: 色素は細胞膜透過性と生細胞ラベリングとの互換性である必要があります</li>。
	<li>前ウォーム プレート リーダー、37 ° C 
	注: 温度制御に加え下部の読み取り機能も必要です。移行の定量化のためのプレート リーダーに代わる 1.10.2 手順参照してくださいセル</li>。
	<li>細胞ラベリング、アッセイ プレートと下部室を準備します。
	<ol><li>使用 24 ウェル培養プレートは、ウェルあたり 1 つの条件。3 通の各条件を実行します</li>。
		<li>ハンクの追加 750 μ L &#39; s バッファー塩緩衝液 (HBSS) 25 mM HEPES と 0.1% ウシ血清アルブミン (BSA) で 24 ウェル プレートに。これは、基底のコントロールの条件として提供しています。
		750 μ L で下部室の容量を常に維持するコンパレータ条件 <ol><li>その他使用井戸. 
			注: この例では、ヒトの単球走化性因子蛋白質 1 (MCP 1) で走 7 のポジティブ コントロールとして機能します。
			<ol><li>25 mm HEPES HBSS、BSA (0.1%)、MCP 1 を組み合わせることによりアセンブル試薬の混合物 (75 ng/mL)。大人のウシ血清を使用 (2.7 %v/v) 付加的な肯定的な制御として MCP 1 。
				注: ケモカインとケモカイン濃度調査の下で走化性の軸に依存します。凍結乾燥 MCP 1 は最終濃度 50 μ g/mL の原液を作る BSA (0.1%) の蒸留水で再停止されます。これは作業溶液 10 μ g/mL に水で希釈することができます。下側の部屋にこのソリューションの 5.6 μ L を追加します</li>。
			</ol></li></ol></li> <li>下部チャンバーの構成が完了したら後は、挿入のタブがプレートの切り込みが合っていることを確認、各ウェルに多孔質の挿入を配置します 。
		注: 挿入の適切な気孔のサイズを選択します。単球とリンパ球は、3 μ m の孔径をよく実行します。いくつかの細胞のタイプおよび/またはケモカイン システムは、最適な移行のマトリックス コーティング表面を必要があります。たとえば、MCP 1 に向かって THP 1 単球走化性の測定、フィブロネクチン、コラーゲン コーティング チップをお勧めします。定量用のプレート リーダー、挿入でポリエチレンテレフタ レートなどの光非透過性のコーティングを持っている非移行の検出を防ぐためにする必要があります上のセル室 8.</li>
	</ol></li> <li>カルセイン AM と 30 分のための細胞を培養後細胞懸濁液を 15 mL の円錐管に転送します。1,000 x g で 2 分間遠心分離細胞カルセイン AM ( 図 1) の摂取量を確認するためのセルを調べます</li>。
	<li>は、真空吸引装置を使用して上清を慎重に取り外します。HEPES 25 mM を添加した無血清 RPMI 1640 年に標識細胞を洗浄します。2 分間 1,000 x g で細胞を遠心し、上澄みを廃棄します</li>。
	<li>HEPES 25 mM を添加した無血清 RPMI 1640 年に細胞を再懸濁します。セルをカウントし、セルが 1.0 〜 1.5 x 10 6 セル/mL の最終濃度になるように音量を調整します</li>。
	<li>挿入 (上院) に細胞懸濁液の分注 250 μ L.</li>
	すべての上部の小室が満たされた、優しく、プレートを持ち上げ、および移行と検出を妨げる空気泡の存在下の検査後は <li>。バブルを削除するには、最初に挿入を再配置を削除してください。失敗した場合は、バブルを穿刺し、再挿入を配置する 27 G 針を使用します</li>。
	<li>37 ° C に予め温めておいたプレート リーダーにプレートを置きます。
	<ol><li>1-3 分間隔で下から蛍光測定値を取得します。カルセイン AM を使用する場合設定、蛍光励起と放射波長 485 nm、520 nm、それぞれ。セル型およびケモカイン システムによって走化性は、通常 1-4 h 以上 ( 図 2 a) を発生します</li>。
		<li>連続測定する別の方法として、485 で倒立蛍光顕微鏡 ( 図 2 b) 励起と光の検出の能力を使用して井戸をイメージ プレート リーダーを使用して nm と 520 nm、それぞれ。低倍率を使用して、挿入の下側の大半を取り込みます。ImageJ または同様のソフトウェア 9 で画像を処理することによって細胞を定量化します</li>。
	</ol></li></ol> 2。マウスのリンパ転送養子 <ol><li><ol><li>麻酔 8-12 週の ドナー細胞の準備-気化器を用いたイソフルラン麻酔 (1-3%) と古い c57bl/6 j 男性ドナー マウス。つま先ピンチで適切な麻酔深度を確認します</li>。
		<li>は、仰臥位にマウスを配置します。メスで正中線切開、上左腹膜腔に脾臓を探します。全体の脾臓を切除し、氷の上完全なメディア (10 %fbs と 25 mM HEPES 添加 RPMI; 1 mL/脾臓) に配置します。斬首で麻酔をかけられたドナー動物の安楽死します</li>。
		<li>15 mL の円錐管に単一細胞懸濁液および伝達するシリンジのプランジャーの終わりを使用して完全なメディア (1 mL/spleen) に 40 μ m ナイロン メッシュを通して優しく脾臓組織を挽く</li>。
		<li>アンモニウム塩化カリウム (ACK) 換散の追加 4 ボリュームのバッファーし、赤血球を溶解するために室温で 5 分間インキュベートします</li>。
		<li>は常温で 2 分間 1,000 x g で細胞を遠心し、上澄みを廃棄します。赤血球は、ペレットに残る場合 ACK 換散バッファーで再懸濁します、室温で 5 分間インキュベート、2 分間 1,000 x g で細胞を遠心分離機、上澄みを廃棄します</li>。
		<li>2 - 5 10 7 セル/mL、倍濃度の完全なメディアの細胞を再懸濁します、細胞の残骸を削除する 40 μ m ナイロン メッシュを介して細胞懸濁液を株します</li>。
		蛍光染料との互換性を持つ 10 の 7 セル/受信者マウス x <li>ラベル 1 セルと 5 chloromethylfluorescein ジアセテート (最終濃度 2 μ M) 10 など、その後の固定に、保持されます。.37 ° C で 30 分間インキュベート 
		注: 2 つ以上の細胞集団を追跡するには、追加のセル人口をもつ他の蛍光染料を使用します。たとえば、ドナー細胞の一部が 5-(and-6)-(((4-chloromethyl) ベンゾイルでラベル付けできますが) アミノ) tetramethylrhodamine (最終濃度 2 μ M) 11.</li>
		<li>追加 4 ボリューム HBSS 補足25 mM HEPES、し、1,000 x g で 2 分及び破棄上澄み間遠心します。1 x 10 の 8 セル/mL の最終的な集中に HEPES 25 mM を添加した HBSS でペレットを再懸濁します。
		<ol><li>1 つ以上の蛍光染料を使用している場合を維持注入直前まで区切られた細胞集団</li>。
			<li>以降の流れ cytometry 補償のための固定液 (1 mL) に各色の細胞の小さい因数 (10 μ L) を転送します</li>。
		</ol></li></ol></li> <li>リンパ球の転送 <ol><li>8-12 週の麻酔-古い c57bl/6 j 男性受信者マウスとイソフルレン (1-3%); 気化器を使用してつま先ピンチによって麻酔の深さを確認します。動物に獣医軟膏を適用 &#39; 乾燥を防ぐ s 目</li>。
		<li>簡単に渦ドナー細胞 (1 s) と該当する特異的標識細胞集団を組み合わせた 27 G、針で 0.5 と 1 mL 注射器に転送します。
		<ol><li>以降の流れフローサイトメトリー解析のための固定液 (1 mL) を混合セルの小さい因数 (10 μ L) を転送します</li>。
		</ol></li> <li>腹臥位でドナー動物を配置。わずかに突出した眼球を引き起こす目の背側の皮膚に軽度の尾圧力を適用します</li>。
		<li>は、内側に針を直接、各受信者のマウスにレトロな軌道のドナー細胞懸濁液 100 μ L を注入します。細胞を尾静脈から注射もできます</li>。
		<li>は徐々 に注射針を撤回し、回復ケージの中だけでマウスを置きます。それは意識を取り戻したまで動物を監視します。社会的なハウジングに一度完全に回復した戻る動物</li>。
	</ol></li> <li>の収集と分析 <ol><li>1 時間後麻酔気化器を用いたイソフルラン麻酔 (1-3%) と受信者マウス; つま先ピンチによって麻酔の深さを確認します。脾臓 (または興味の他の組織) の収穫 (ステップ 2.1.2。) から完全なメディア (1 mL/受信者) に各受信者のマウス。斬首で麻酔下の動物の安楽死します 。
		注: 組織収穫前に長い間隔は少なくとも 24 時間を通じて組織蓄積を増加が</li>
		<li>15 mL の円錐管に単一細胞懸濁液および伝達するシリンジのプランジャーのエンドを使用して完全なメディアに 40 μ m ナイロン メッシュを通して優しく脾臓組織を挽く</li>。
		ACK 換散の <li>追加 4 ボリュームは、バッファーに格納し、室温で 5 分間加温します。常温で 2 分間 1,000 x g で細胞懸濁液を遠心分離し、上澄みを廃棄します</li>。
		<li>染色の細胞を再懸濁しますバッファー (1% を添加したリン酸緩衝生理食塩水 FBS)。セルをカウントし、3 x 10 7 セル/mL の最終濃度に調整します。96 ウェル底板ラウンドに細胞懸濁液を 100 μ l 添加を転送します</li>。
		<li>染色細胞のフローサイトメトリーによる解析のための目的のマーカー (材料の表を参照してください)。目的のマーカーに対して蛍光標識抗体 (材料の表を参照) を追加し、, 暗闇の中 20 分のための 4 ° C で。100 μ L を追加バッファーを染色、3 分間 1,000 x g で細胞を遠心し、上澄みを廃棄します</li>。
		<li>200 μ L でペレットを再懸濁しますバッファーを染色、3 分間 1,000 x g で細胞を遠心し、上澄みを廃棄します</li>。
		<li>125 μ L 染色でペレットを再懸濁しますバッファーし、流れの cytometer 標準手順を使用を使用してサンプルを取得します 。
		注: 緑色の染料は 488 nm レーザーによって励起し、505 と 530/30 ダイクロイック フィルターで放出が検出されました。オレンジ色の染料は、561 によって興奮している nm と放出が 582/15 ダイクロイック フィルターによって検出されます。
		<ol><li>を使用して各蛍光色素を補うために 2.1.8.2 から細胞を保存します 。
			注: 励起および標識色素の発光スペクトルと一致する fluorophores が付いているビードに基づく補償を用いた準最適補償になります</li>。
			<li>の比を正確に判断するのに場合は 1 つ以上のラベル付き人口 ( 図 3) を使用して差動入力セルというラベルの付いたステップ 2.2.2.1 から保存した入力セルを使用します。計算の比率に基づく組織特定移行細胞 ( 図 4) ラベルが付けられます</li>。
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

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単純なを使用して免疫細胞の移動の定量化を行うことが、急速なin vitroとin vivoの両方を試金します。血清により MCP 1 グラデーションや増大に応えてひと単球の走化性を示す.生体内でドナー脾細胞特異的ラベル付けされたし、次の養子転送受信者動物から回収されました。
プレート リーダーを使用していくつかの時間のポイントをサンプリングという利点があります (すべての 30 として頻繁 s) そして細胞の移行の定量の自動化します。これは評価し個々 の井戸の手動カウントのより労働集約的な方法を回避するための単一の時間ポイントを選択する必要があります。また、このメソッドは、顕微鏡によって集めることができるよりもより動的な情報を提供します。分析中には、セル下部チャンバーに挿入から落ちるが、蛍光強度には寄与しないことを心に保たれなければなりません。したがって、底面の挿入、セルの数相対蛍光によって示されるように、ある移行率と、セルが挿入から落ちる率の関数。
大き...

堅牢な免疫障害、感染症への対応し、自己寛容を生成するために細胞の種類の多数の複雑な時空調整が必要です。いくつかのダース ケモカイン受容体と対応する ligands が発見されているし、特定セルによって特徴づけられる提供する分子機構は特定の時間に特定の組織に向けることができます。したがって、走化性と移行を勉強して、免疫学の研究の不可欠なコンポーネントです。確かに、説明の in vitroアッセイは最近加速 C-C ケモカイン 19 と 213に向かって T 細胞の走化性走化性因子を識別するためにスクリーニング用具として使用されました。ここで説明したメソッドの目的が免疫細胞走化性の in vitroとin vivoの定量的評価を許可します。
ボイテン (細胞の遊走と浸潤) 区域の試金はセル移行4,5を評価するための安価な再現性のある、かつ迅速な方法です。標準の分析では、参院は細胞を播種し、セルが移行先下院から多孔質挿入で区切られています。希望の時間に挿入の下側に移行して細胞を固定し、光顕微鏡による定量を染色できます。しかし、そのような測定は動的なデータ コレクションを排除するシングル エンド ポイント データ収集を制限、分析のための最適な時点を決定する広範な最適化を必要とすることができます。ここでは、いくつかの適応、走化性の in vitroのリアルタイム、定量的および多重測定を許可するを説明します。
研究生体内機能の終了点を使用するすなわち与えられた組織コンパートメント内のセルの特定の蓄積。事前にラベル付けされたドナー細胞は、養子の転送を介して受信者の動物に導入されます。これらのドナー細胞は、フローサイトメトリーによる受信者組織収穫後その後識別できます。また提示は、単一の受信者動物内の別のセル型の人身売買の決定は、共同ラベリング戦略です。このメソッドは、細胞の注入、および生理学的な動物間の可変性をアカウントから動物間の変動を排除します。

<table><tbody><tr><td>RPMI-1640</td><td>サーモフィッシャーサイエンティフィ</td>ック <td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>サーモフィッシャーサイエンティフィック</td><td>15630-080</td><td></td></tr><tr><td>ウシ胎児血清</td><td>ATCC</td><td>30-2020</td><td></td></tr><tr><td>細胞培養フラスコ</td><td>コーニング</td><td>353136</td><td></td></tr><tr><td>カルセインAM</td><td>サーモフィッシャーサイエンティフィック</td><td>C1430</td><td>励起:485nm、発光:520nm</td></tr><tr><td>セル培養皿</td><td>コーニング</td><td>1007</td><td></td></tr><tr><td>24 ウェルプレート</td><td>コーニング</td><td>353504</td><td></td></tr><tr><td>フルオロブロック フィブロネクチン挿入</td><td>コーニング</td><td>CB354597</td><td></td></tr><tr><td>15 mL 円錐管</td><td>コーニング</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>ウシ血清アルブミン</td><td>細胞シグナル伝達技術</td><td>9998S</td><td></td></tr><tr><td>ヒト組換え MCP-1</td><td>Peprotech</td><td>300-04</td><td></td></tr><tr><td>成体ウシ 血清</td><td>Sigma</td><td>B9433</td><td></td></tr><tr><td>HBSS カルシウムとマグネシウム; フェノールレッドなし</td><td>サーモフィッシャーサイエンティフィック</td><td>14025-092</td><td></td></tr><tr><td>SpectraMax M2e プレートリーダー</td><td>分子デバイス</td><td></td><td></td></tr><tr><td>オリンパス IX71 倒立蛍光顕微鏡</td><td>オリンパス</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isothesia</td><td>ヘンリー・シャイン アニマルヘルス</td><td>11695-6776-2</td><td>イソフルオラン麻酔</td></tr><tr><td>セルストレーナー 40um ナイロン</td><td>ファルコン コーニング</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>ACK 溶解バッファー</td><td>品質 生物学的</td><td>118-156-101</td><td></td></tr><tr><td>CellTracker オレンジ CMTMR 染料</td><td>サーモフィッシャーサイエンティフィック</td><td>C2927</td><td>励起:541nm、発光:565nm</td></tr><tr><td>CellTracker グリーン CMFDA 染料</td><td>サーモフィッシャーサイエンティフィック</td><td>C2925</td><td>励起:485nm、発光:520nm</td></tr><tr><td>5mlシリンジ</td><td>BDシリンジ</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>1ml TBシリンジ</td><td>BDシリンジ</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>THP-1細胞株</td><td>ATCC</td><td>TIB-202</td><td></td></tr><tr><td>ブリリアントバイオレット421 抗マウスCD3抗体</td><td>バイオレジェンド</td><td>100228</td><td>励起:405nm、発光:421nm</td></tr><tr><td>ブリリアントバイオレット605抗マウスCD19抗体</td><td>バイオレジェンド</td><td>115540</td><td>励起:405nm、発光:603nm</td></tr><tr><td>96ウェル丸底板</td><td>Corning</td><td>353077</td><td></td></tr><tr><td>LSRII</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td>フローサイトメーター</td></tr></tbody></table>

ひと単球走化性の in vitroおよびin vivoマウス リンパ球の定量化

Quantifying Human Monocyte Chemotaxis In Vitro and Murine Lymphocyte Trafficking In Vivo

走化性は、特定の化学勾配1に沿って移行です。ケモカインは、解剖学的および時間的特異性2細胞人身売買を促進する走化性サイトカインです。走化性リンパ球の重要な機能は、定量的にすることができます他の免疫細胞を体外評価。この原稿は、走化性の評価を可能にする方法をについて説明します体外と体内の細胞やネイティブ細胞など多様な細胞型の両方。体外、プレート ベースの形式が許可で同時にいくつかの条件の比較、リアルタイム 1-4 h.の in vitroアッセイとしてアゴニストおよびアンタゴニストを導入する条件を操作ことができます以内に完了することができますと同様ランダム運動である chemokinesis からの走化性を区別します。生体内で人身売買評価、免疫細胞を複数の蛍光色素を標識し、養子の転送に使用できます。同じ動物、差異が減少し、十分に動力を与えられた実験に必要な動物の数を減らすことに導入される混合セル人口の細胞の差動ラベリングが可能です。1 h ほどでリンパ組織への移行が発生し、複数の組織コンパートメントをサンプリングすることができます。フローサイトメトリー組織収穫できます複数の細胞のタイプの移住性パターンの迅速かつ定量的な分析。

カルセイン AM 染料を使用している場合、セルの外観検査はラベル取り込み (図 1) を確認します。自動蛍光測定値は時間をかけて挿入の下側のセル転送中の移行を追跡します。これらのデータでは、血清 (図 2 a) によって、MCP 1 に向かって細胞遊走の誘導だけでなく、この応答の増強を明確に示します。渡り鳥の刺激の強さによっては、信号の増加前に少なくとも 15 分のタイムラグがあります。蛍光信号がピーク、その後徐々 に減少します。これは速度で下院にソリューションに参院からの移行細胞よりも速く通過する細胞チップの裏面に付着細胞数の純減を表します。渡り鳥より強い刺激は通常の結果、) 蛍光値の上昇の早期の発症b) 高速蛍光; の増加率c) 高いピーク蛍光値。倒立蛍光顕微鏡による代表的な画像は、セル数 (図 2) の定量と (図 2 b) をも...

リンパ球走化性と移行の定量的評価のためのプロトコルは、免疫学の研究のための重要なツールです。ここでは、リアルタイムで、多重セル移行の評価だけでなく、生体内で相補的な技術有効にする追跡ネイティブ細胞の脾臓に、体外のプロトコルを説明します。

ひと単球走化性の in VitroおよびIn Vivoマウス リンパ球の定量化

Chemotaxis is migration along a specific chemical gradient1. Chemokines are chemotactic cytokines that promote cellular trafficking with anatomic and ...

これらのアッセイの全体的な目的は、単球の化学走性をin vitroでリアルタイムに定量化すること、およびリンパ球の遊走をin vivoで追跡することです。in vitroの手法は、血清因子が免疫細胞の化学走性にどのような影響を与えるかなど、免疫学分野における重要な疑問への回答に役立ちます。in vitro技術の主な利点は、リアルタイムでの定量的かつマルチプレックスな測定が可能であることです。in vivo法は、特定の細胞型が受容動物内でどのように遊走するかという、免疫学分野における重要な疑問を解決するのに役立ちます。このin vivoの手法は、同一動物内における複数細胞型の遊走を定量的に評価する場合に特に有用です。実験を開始する前に、35 mmの細胞培養ディッシュにて、完全培地を用いて37 °Cで30分間、THP-1細胞を蛍光色素でラベルしてください。細胞をインキュベートしている間に、25 millimolar HEPESおよび0.1%BSAで緩衝した750 microlitersのHBSSを、24ウェルプレートのバックグラウンドおよびポジティブコントロールウェルに加えます。BSAを添加した水で調製した適切な濃度のMCP-1を、実験群およびポジティブコントロールウェルに加えます。その後、インサートのタブをプレートの切り欠きに合わせて、各ウェルに多孔性インサートを設置します。インサートを配置した後、ウェルの底から気泡を完全に取り除くことが極めて重要です。気泡があると蛍光測定に影響を及ぼすためです。インキュベーション終了後、ラベル付けした細胞を15 mLコニカルチューブに移し、遠心分離により回収します。その後、得られたペレットを視覚的に確認し、色素の取り込みを確認してください。次に、上清を注意深く吸引除去し、25 millimolar HEPESを添加した無血清RPMI-1640培地を用いて、同様の遠心条件で細胞を洗浄します。細胞数を計測するため、ペレットをHEPES添加の新鮮な無血清培地で再懸濁します。そして、最終濃度が1〜1.5 × 10⁶ cells/mLとなるように液量を調整します。各ウェルの上部チャンバーに250 µLの細胞を加え、プレートを37 °Cのプレートリーダーに設置します。次に、使用する色素に適した蛍光励起および蛍光波長にて、下部チャンバーの蛍光値を1〜3分間隔で測定します。ドナー細胞を養子転移させる準備として、まず、麻酔をかけた8〜12週齢の雄性C57BL/6マウスから脾臓を摘出し、氷上の完全培地を含む細胞培養ディッシュ内の40 µmナイロンメッシュフィルターを用いて回収します。シリンジプランジャーの先端を使用して、メッシュ越しに脾臓を穏やかにすり潰します。単一細胞懸濁液が得られたら、細胞を15 mLコニカルチューブに移し、赤血球を除去するために4倍量の塩化アンモニウム・カリウム溶血緩衝液を加えます。室温で5分間置いた後、遠心分離により細胞を回収し、ペレットを完全培地で1 mLあたり2〜5×10⁷個の細胞濃度に再懸濁します。細胞デブリを除去するため、新しい40 µmのナイロンメッシュで細胞をろ過します。次に、レシピエントマウス1匹あたり1×10⁷個の細胞を、後続の固定後も保持される生細胞適合性蛍光色素で、37 °Cで30分間ラベルします。インキュベーション後、HEPESを添加したHBSSの4倍量で細胞を洗浄します。次に、ペレットを新鮮なHBESおよびHEPESに再懸濁し、1 × 10⁸ cells/mLの濃度にします。続いて、ドナー細胞を短時間ボルテックスし、27G 0.5インチの針を装着した1 mLシリンジに充填します。麻酔をかけた8〜12週齢のC57BL/6受容マウスを腹臥位に固定し、1匹目の眼球の背側の皮膚に軽度な尾側圧を加え、眼球をわずかに突出させます。ドナー細胞100 µLを眼窩後的に注入するため、針を内側に向けて刺入します。その後、ゆっくりと針を抜き、個別の回復ケージにマウスを戻して、完全に回復するまで観察します。個体間および実験間での細胞注入量を一定にするため、動物に適切な麻酔を施すこと、および注入手順に十分に習熟しておくことが極めて重要です。養子移入から最大24時間後に、受容体1匹あたり1 mLの完全培地に脾臓を回収します。そして、先に示した方法で赤血球を除去した単細胞懸濁液を作成します。細胞数を算出した後、染色バッファーを用いて細胞懸濁液の濃度を3 × 10⁷ cells/mLに調整します。そして、100 µLの細胞を96ウェル丸底プレートの各ウェルに分注します。標準的なフローサイトメトリー分析プロトコルに従い、目的のマーカーで細胞を染色します。遮光した状態で氷上20分間静置した後、100 µLの染色バッファーで細胞を洗浄し、ペレットを200 µLの新鮮な染色バッファーに再懸濁して、2回目の遠心分離を行います。その後、ペレットを125 µLの新鮮な染色バッファーで再懸濁し、標準プロトコルに従ってフローサイトメーターで細胞サンプルを分析します。移動を追跡するための自動蛍光測定により、MCP-1に向かう細胞移動の誘導が明確に示され、血清の存在下でそれが増強されることがわかります。移動刺激の強さに応じて、蛍光信号が増加するまで少なくとも15分間のタイムラグがあり、その後ピークに達し、徐々に低下します。これは、インサートの下側から下部チャンバーの溶液へと細胞が移行する速度が、上部チャンバーから移動してくる細胞の速度よりも速いためです。複数の蛍光標識細胞集団を養子移入させる場合は、細胞集団の混合におけるばらつきを考慮するため、注入材料中の細胞集団の相対的な割合を定量化することが重要です。例えば、本実験では、緑色および橙色蛍光細胞の比率は0.97対1でした。トラフィッキングは、回収された標識細胞数を回収された全細胞数で除して定量化しました。回収された細胞数には個体間でかなりのばらつきがありますが、個体ごとに見ると、緑色とオレンジ色の蛍光細胞の比率は通常ほぼ等しくなります。習熟すれば、in vitroの手技は4時間で、in vivoの手技は適切に行えば6時間で完了できます。本手順を実施する際は、実験チャンバー内に気泡を混入させないように留意し、養子移入細胞の後眼窩静脈叢注入において一貫性を保つよう努めることが重要です。本技術の開発により、免疫学分野の研究者がin vitroおよびin vivoでの化学走性を探索する道が開かれました。このビデオを視聴することで、in vitro化学走性アッセイをリアルタイムで実施およびモニタリングする方法と、生体リンパ球を単離して養子移入を行い、in vivoでの遊走を追跡する方法について十分に理解できるはずです。ご視聴ありがとうございました。皆様の実験の成功をお祈りいたします。

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Research

JoVE Journal

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