Introduction
Gli studi genetici sugli organismi viventi utilizzano spesso l'embrione di pollo come modello perché in elettroporazione ovo rappresenta un modo veloce ed economico per transfettare parzialmente strutture embrionali in vivo con il DNA costruisce 1-5. Vettori di espressione bicistronico che codificano una trascrizione contenente un reporter fluorescente insieme con il gene di interesse, quali pCIG 6 o pMES 7, consentono un rapido controllo di qualità trasfezione regione specifica allo stereomicroscopio prima di elaborare embrioni per l'analisi a valle.
Con i recenti progressi nel sequenziamento del DNA, è ora possibile ottenere interi profili di espressione del trascrittoma digitali da campioni di RNA utilizzando RNA-Seq 8,9. Pertanto, invece di metodi richiede tempo che consentono l'analisi di pochi prodotti genici in parallelo, come ibridazione in situ, immunoistochimica e qPCR, preparazione di librerie di cDNA perhigh-throughput sequencing in grado di fornire le informazioni di tutto il trascrittoma. L'osservazione degli effetti sperimentali sui livelli di espressione di ogni singolo gene può a sua volta fornire potenti approfondimenti sui percorsi alterati dal costrutto utilizzato. Ciò è particolarmente facile se un gruppo genomico per l'organismo utilizzato è disponibile, pertanto l'embrione pulcino è ancora un modello adatto.
Se l'utente ha accesso ad un affidabile centro di sequenziamento del genoma, il problema principale è l'ottenimento di campioni di RNA di alta qualità. Questo lavoro illustra un metodo per ottenere campioni di RNA da tubi neurali transfettate idonee per l'RNA-Seq, nonché le fasi a valle per analisi in silico delle serie di dati risultanti. Dopo l'elettroporazione in HH12-13 seguito da 48 ore di incubazione, tronco transfettate metà del midollo spinale sono stati sezionati in condizioni di assenza di ribonucleasi, immediatamente lisate e ulteriormente protetto dalla degradazione da ultra-low di congelamento fino purificazione dell'RNA e la biblioteca preparation.
Il server pubblico Galaxy 10 fornisce l'accesso alle risorse gratuite per l'analisi di dati di sequenziamento high-throughput. La quantità di spazio offerto agli utenti registrati è sufficiente per piccoli esperimenti, eliminando così la necessità di infrastrutture computazionale locale. Analisi dei dati di RNA-Seq include il filtraggio, l'allineamento e la quantificazione / confronto dell'espressione genica. Anche se ci sono linee guida generali per l'analisi dei dati di RNA-Seq, parametri di filtraggio dipenderà in larga misura la qualità della sequenza e devono essere determinate dopo l'analisi di controllo della qualità dei dati grezzi.
Questo protocollo descrive la procedura per ottenere e confrontare i profili di RNA-Seq da pollo embrionale midollo spinale trasfettate in vivo. Di conseguenza rappresentante, confronto di set di dati provenienti da due campioni di controllo indipendenti transfettate con un vettore vuoto ha mostrato che il metodo è riproducibile e dovrebbe permettere di identificare expres differenzialmentetrascrizioni sed in campioni sperimentali. Pertanto, l'applicazione di questo metodo ha il potenziale di aumentare notevolmente il numero di scoperte dopo un solo esperimento e fornire così una grande quantità di dati per successive indagini.
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Protocol
1. elettroporazione il costrutto di interesse nei tubi neurali della HH12-13 pollo embrioni in ovo
Utilizzare un reporter fluorescente, preferibilmente in una trascrizione bicistronico o fuso con la proteina di interesse con una intercalando 2a virale peptide 11, per consentire una rapida identificazione di individui con livelli soddisfacenti di trasfezione. NOTA: il tempo di incubazione tipico per questa fase è di circa 48 ore a 37,8 ° C.
- Aprire una piccola finestra nelle uova dopo la rimozione di 3 ml di albumina con una siringa accoppiato ad un 18 G x 1 1/2 ago. Per migliorare la visualizzazione dell'embrione, iniettare una piccola quantità di inchiostro di china diluito 1:50 con soluzione sterile di Ringer sotto l'embrione 1-4.
- Dopo che copre l'embrione con soluzione sterile di Ringer, iniezione di una soluzione 10 mM Tris-HCl, pH 8,2 e 0,1% colorante alimentare (F, D & C) contenente 2,5 mg / mL di DNA attraverso l'estremità posteriore del tubo neurale fino a riempirefino alla regione romboencefalo. Per l'elettroporazione, elettrodi di platino posizione (0,5 mm di diametro) separati di 4 mm 1 lungo la regione del fianco e consegnare 5 impulsi di 50 msec e 20 V con un intervallo di 100 msec tra loro 4.
- Dopo l'elettroporazione, incubare gli embrioni manipolati per 48 ore di più, fino a raggiungere fase HH23 e identificare persone fisiche che presentano elevato livello di trasfezione in corrispondenza della regione del fianco allo stereomicroscopio a fluorescenza.
NOTA: La durata dell'incubazione dopo elettroporazione dipende dalla scopo dell'esperimento. I plasmidi elettroporate in grado di generare significativi livelli di espressione dopo 2 ore 2. Pertanto, se l'interesse risiede nei geni insorgenza precoce del periodo di incubazione post-elettroporazione può essere ridotto.
2. Harvest trasfettate con successo embrioni e sezionare il Metà midollo spinale elettroporate
NOTA: Questa procedura dura 2-3 ore per ogni 10 embrioni e rese 1-2 Mg di RNA totale per ogni embrione. La dissezione dei tubi neurali richiede movimenti fini e alcune sessioni di prove potrebbe essere necessario prima di applicarlo ai campioni sperimentali.
- Decontaminare strumenti di dissezione metalliche con soluzione RNase decontaminazione o di cottura a 150 ° C per 4 ore 12 e preparare DEPC trattati con PBS. Utilizzare solo nuovo plasticware RNasi-free certificata.
NOTA: Dopo la raccolta, è importante seguire le cure standard per prevenire la contaminazione RNasi durante la dissezione. - Raccogliere gli embrioni con un paio di belle forbici dissezione e un cucchiaio di raccolta setacciato. Mantenere gli embrioni a freddo DEPC trattati con PBS in una capsula di Petri a 100 mm.
- Con un paio di pinzette sottili, tagliare l'intera regione del fianco (tra il limite posteriore della gemma dell'arto anteriore e il limite anteriore del germoglio posteriore dell'arto) e trasferire questa sezione in un piatto contenente freddo DEPC trattati con PBS.
- Usare due aghi di vetro sottili di perforare a tre diversipunti su ogni lato dorsolaterale dell'embrione tra il tubo neurale e il mesoderma parassiale.
- Introdurre i due aghi di vetro nella foratura centrale e lentamente spostare uno di loro via lungo il tubo asse anteriore-posteriore neurale. Ripetere questa operazione per le perforazioni che non sono stati realizzati dai primi movimenti. Rimuovere il mesoderma parassiale indipendente con un paio di pinzette sottili.
- Ruotare l'embrione lateralmente, inserire le punte delle pinzette tra il tubo neurale e la notocorda e farli scorrere in direzioni opposte lungo l'asse anteriore-posteriore per separare le due strutture.
NOTA: Questo dovrebbe rimuovere la maggior parte del mesoderma ancora attaccato al tubo neurale. - Se necessario, rimuovere tutti i pezzi più grandi di tessuto mesodermica che rimangono attaccate tirando con un paio di pinzette, mentre con delicatezza il tubo neurale con un altro paio di pinzette. Al termine, trasferire delicatamente il tubo neurale ad un altro piatto contenente freddo DEPC trattati con PBS usando unaRNasi-free Pasteur pipetta di vetro accoppiato ad una pompa manuale pipetta e tenere in ghiaccio fino a quando tutti i tubi sono sezionati.
- Dividere i tubi neurali in due metà. Per questo, inserire la punta affilata di un paio di pinzette chiuso nel lume e aprire la piastra di copertura spostando le pinzette attraverso esso. Dopo questo, separare le metà tagliando la piastra con le punte pinzette.
- Ordina elettroporate da metà non elettroporate in un ambito dissezione fluorescenti e trasferire in una provetta da 1,5 ml riempito di ghiaccio freddo DEPC trattati con PBS. Se necessario, sfiora i microtubi delicatamente per rilasciare qualsiasi tessuto attaccato alle pareti di plastica e di promuovere sedimentazione dei tubi.
- Spin a 100 xg per 3 secondi e rimuovere molto lentamente fino PBS possibile con un 1 ml micropipetta. Fate questo mentre guardando una fonte di luce che brilla attraverso la provetta per controllare se il materiale embrionale viene aspirato per la punta della pipetta; se questo accade, scarica lentamente e ripetere la centrifugazione.
- Aggiungere 70 ml di soluzione di lisi per l'estrazione dell'RNA per la metà del tubo neurale e sfogliare la provetta per mescolare il contenuto. Incubare a temperatura ambiente per 5 minuti e mescolare vigorosamente nel vortex. Ripetere il 5 min di incubazione e vortex altre due volte. Conservare a -80 ° C.
- Raccogliere almeno otto metà del tubo neurale per campione per assicurare un rendimento adeguato per il passaggio successivo. Pool campioni più piccoli se diverse sessioni di elettroporazione / dissezione sono tenuti ad accumulare sufficiente numero di tubi neurali. Conservare i campioni sufficienti per duplicati o triplicati per ogni condizione.
3. Purificare RNA e preparare librerie per Illumina Sequencing
- Rimuovere i campioni da -80 ° C stoccaggio e disporli sul ghiaccio per 15-30 min. Riprendiamo scongelamento a temperatura ambiente fino a completa.
- Vortex bene e lasciato a temperatura ambiente per 5 min. Nuovo Vortex e centrifugare a 15000 xg per 1 min a pellet materiale insolubile.
- Trasferire il surnatante in una nuova provettae procedere con l'estrazione di RNA in base al totale isolamento di RNA istruzioni del manuale kit. Eluire nel volume minimo raccomandato per aumentare la concentrazione.
NOTA: il trattamento DNasi dopo pulizia è consigliato al fine di evitare la potenziale contaminazione delle sequenze di DNA genomico in set di dati di RNA-Seq. - Flick la provetta per mescolare il contenuto e rimuovere 5 ml per l'analisi di controllo della qualità. Conservare il campione restante a -80 ° C fino preparato libreria; questi campioni devono essere scongelati solo una volta per evitare la degradazione dell'RNA.
- Eseguire RNA purificato in uno strumento Bioanalyzer utilizzando il kit di RNA 6000 Nano; Valore RIN deve essere almeno superiore a 7 per procedere.
- Generare le librerie utilizzando un kit di preparazione biblioteca RNA-Seq compatibile Illumina e multiplex fino a 4 librerie in una corsia di uno strumento HiSeq set di generare 100 bp singola legge. Se possibile, includere tutti i campioni nella stessa seduta di ridurre al minimo i potenziali artefatti tecnici.
NOTA: Questo dovrebbe produrre fino a 50 milioni di reads per campione, che è più che sufficiente per ottenere la copertura per la maggior parte dei geni 13.
4. Confrontare i set di dati di RNA-Seq nel server Galaxy pubblici 10.
NOTA: lo spazio di archiviazione del server è limitato e sperimentazioni a confronto molti campioni può richiedere la cancellazione dei file intermedi generati nelle fasi di filtraggio.
- Creare un account utente nel server pubblico Galaxy ( https://usegalaxy.org ) e FTP caricare i dataset Illumina in formato FASTQ.
- Preparare i file caricati con lo strumento FastqGroomer 14 sotto la NGS: menu di controllo di qualità e la manipolazione; se i punteggi di qualità sono già codificati in Phred + 33 (Sanger), saltare questo passaggio semplicemente cambiando il tipo di file fastqsanger sotto gli attributi per ciascun set di dati.
- Analizzare la qualità generale di ogni set di dati utilizzando lo strumento FastQC sotto la NGS: QC e manipolazione menu.
NOTA: Particolare attenzione dovrebbe essere data alla grafica che ne derivano per il contenuto sequenza per sequenza qualità di base e per la base, in quanto questi forniranno stime per i parametri utilizzati per tagliare le estremità della legge. - Trim legge di scartare 3 'si conclude con i dati di bassa qualità con lo strumento FASTQ Qualità Trimmer 14 sotto la NGS: menu di controllo di qualità e la manipolazione. Impostare lo strumento per elaborare solo 3 'finisce per punteggio di qualità inferiore a 20.
- Rimuovere sequenze adattatore dalla legge utilizzando lo strumento Clip ( http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/ ) sotto la NGS: menu di controllo di qualità e la manipolazione. Impostare lo strumento di scartare legge con meno di 45 bp a sinistra, la sequenza di ingresso della scheda utilizzata e scegliere l'uscita di includere entrambe le sequenze tagliate e non tagliate. Inoltre, scegliere di non eliminare sequenze con basi sconosciute in quanto la maggior parte delle basi di bassa qualità sono stati già rimossi nell'ultimo passaggio. Utilizzando lo strumento sequenze Trim ( http://hannonlab.cshl.edu/fastx_toolkit/ ) sotto la NGS: QC e il menu di manipolazione, tagliare le prime basi della legge per rimuovere 5 'pregiudizi sequenza rilevato dal FastQC (in genere 10).
NOTA: A questo punto, è una buona idea per eseguire nuovamente FastQC e confrontare con l'analisi precedente per determinare se la qualità del set di dati è stata migliorata. - Scaricare e scompattare l'ultima assemblea del genoma del pollo per il genoma del browser UCSC da Illumina iGenomes ( http://support.illumina.com/sequencing/sequencing_software/igenome.ilmn ) e caricare l'intero file in formato FASTA genoma e il file di formato GTF geni di annotazione alla storia Galaxy utilizzando il tool Upload File nel menu Dati.
- Mappa legge per ciascun campione al genoma di pollo con l'allineatore TopHat2 15 sottole NGS: menu Analysis RNA. Scegliere di utilizzare un genoma di Storia (selezionare il file FASTA caricato al punto 4.7).
- Costruire un trascrittoma previsto per ogni campione mediante Gemelli 16 sotto i NGS: menu Analysis RNA. Scegliere di utilizzare l'annotazione di riferimento come guida (selezionare il file GTF caricato al punto 4.7) e attivare le opzioni di eseguire la correzione Bias (dalla Storia, il file FASTA dal punto 4.7) e utilizzare multi-lettura corretta.
- Unisci trascrittomi previsti per tutti i campioni che utilizzano Cuffmerge 16 sotto la NGS: menu di RNA analisi. Scegliere di utilizzare annotazioni di riferimento (file GTF dal punto 4.7) e dati di sequenza (dalla Storia, il file FASTA dal punto 4.7).
- Confronta i file generati da BAM TopHat2 per ogni campione mediante Cuffdiff 16 sotto la NGS: menu di RNA analisi. Nelle trascrizioni di campo selezionare il metrascrittoma rged generato da Cuffmerge e attivare le opzioni di eseguire la correzione Bias (dalla Storia, il file FASTA dal punto 4.7) e utilizzare multi-lettura corretta.
- Ordina espressione differenziale test tabelle numericamente ascendente nella colonna 13 (valore q) utilizzando lo strumento Dividi sotto il menu Filtro e ordinamento.
NOTA: I geni / trascrizioni che mostrano espressione differenziale significativo tra le condizioni sperimentali presenterà i valori di q più bassi. - Per controllare i risultati visivamente con grafici di copertura, prima convertire i file in formato BAM bedGraph utilizzando lo strumento Crea una BedGraph di copertura del genoma 17 nel menu BEDTools. Disattivare la segnalazione delle regioni senza copertura, scegliere di trattare le voci giuntati come intervalli distinti e scalare la copertura di un fattore che normalizza la profondità sequenza per tutti i set di dati a confronto.
- Convertire il file bedGraph risultante in formato pezzo grosso con ilstrumento parrucca / BedGraph-per-pezzo da novanta ( http://www.genome.ucsc.edu/ ) sotto il menu Formati Converti. Caricare i file pezzo grosso come tracce personalizzati nel browser genoma UCSC ( http://www.genome.ucsc.edu/ ) per il montaggio galGal4 e cercare un gene di interesse per visualizzare la copertura dei set di dati.
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Representative Results
Per convalidare il metodo descritto, due campioni di controllo sono stati generati da embrioni elettroporate con i pMES vuoto vettore 7 e un campione da embrioni trasfettate con lo stesso vettore contenente l'inserto costruire SCRT2-ZNF, che codifica i domini zinc-finger di pollo SCRT2 18. I campioni che producono 11-22 mg di RNA totale sono stati ottenuti da ciascun pool di 8 a 12 embrioni. Tutti e tre i campioni ottenuto un valore ottimale RIN 10 a un controllo di qualità eseguito con lo strumento Bioanalizzatore (Figura 1), dimostrando che l'RNA di alta qualità può essere ottenuta con questo protocollo.
Dopo la sequenza, il processo di filtraggio descritto ha aumentato il tasso di allineamento 83-91% di legge (dati non riportati). Come previsto, il confronto dei trascrittomi da due campioni di controllo non ha mostrato alcuna differenza evidente rispetto a livello globale in un grafico a dispersione (Figura 2) e il coefficiente di correlazione di Pearson è 0.99. Inoltre, la visualizzazione di copertura per tutti i tre gruppi di dati lungo il locus contenente la porzione della sequenza SCRT2 mostrato un netto aumento del numero di letture mappato a questa regione nel campione sperimentale (Figura 3), indicando che la sovraespressione era successo e che le differenze tra il controllo e campioni sperimentali dovrebbero essere rilevabili con il metodo qui descritto.
Figura 1:. Controllo di qualità RNA Bioanalyzer elettroferogrammi che mostra alto livello di integrità per i campioni di RNA totale due di controllo indicate dalle 18S e 28S picchi di RNA ribosomiale. Inserti rappresentano un gel virtuale per la corsa.
Figure 2:. La riproducibilità dei risultati di quantificazione di RNA-Seq scatter plot che mostra che RPKM per la maggior parte dei geni è la stessa in entrambi i campioni di controllo. Praticamente tutti i geni che non seguono questo modello hanno valori molto bassi RPKM e, quindi, sono di solito ignorate dai confronti trascrittoma.
Figura 3: Visualizzazione delle differenze tra un campione sperimentale di visualizzazione del browser UCSC Genome del locus SCRT2 nel genoma di pollo (galGal4) che mostra un aumento visibile della copertura della regione che codifica per il dominio della proteina (SCRT2-ZNF) ectopicamente espressi nella. campione sperimentale.
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Discussion
Qui forniamo linee guida per l'analisi degli effetti dopo l'elettroporazione del pollo midollo spinale. Anche se l'elettroporazione di vettori di DNA viene più spesso utilizzato per iperespressione di un gene di interesse, si può anche usare costrutti codificanti dominanti negativi, proteine quimeric o precursori per siRNA per generare condizioni di funzione del gene knock-down 19-21. In realtà, il confronto dei profili trascrittoma derivanti sia da GAIN- e analisi di perdita-di-funzione può notare geni differenzialmente espressi in maniera opposta in ogni condizione, avendo così la possibilità di scoprire gli effetti più specifici.
Come qualsiasi metodo applicato a valle di estrazione di RNA, sintesi di librerie di RNA-Seq richiede una quantità iniziale minimo di materiale di partenza. Con questo protocollo, 8 embrioni dovrebbero essere sufficienti per fornire circa 10 mg di RNA totale. Partendo da un minor numero di individui senza compromettere una concentrazione di lavoro adeguato è probabilmentepossibile con l'uso di sistemi di estrazione di RNA che permettono diluizione finale in piccoli volumi.
La corretta separazione del tubo neurale da tutto mesoderma dovrebbe essere praticato un paio di volte prima di applicare ai campioni importanti, in quanto si tratta di un passaggio delicato che richiede una certa familiarità. Per evitare un'eccessiva degradazione dell'RNA durante la fase di dissezione, è anche importante per completare l'intera procedura per tutte le provette neurali in circa 1-2 ore. Anche in questo caso, la pratica sarà importante per migliorare i tempi di dissezione. Un'osservazione importante è che la connessione tra i tessuti mesoderma è più forte il legame tra mesoderma e del tubo neurale, tirando in tal modo strutture mesodermiche, specialmente la notocorda, è più efficace che cercare di tagliare il tessuto indesiderato. Inoltre, i ricercatori dovrebbero sentirsi liberi di sviluppare la propria tecnica ottimizzata per le proprie condizioni di dissezione. Tuttavia, occorre prestare attenzione per i campioni a confronto in uno stesso esperimento per essere sezionato in modo simile in modo che level di contaminazione con tessuti mesodermiche sia il più possibile omogenea tra i campioni.
Il nostro protocollo dimostra il confronto dei profili trascrittoma di pollo fase HH23 midollo spinale embrionali trasfettate in fase HH12-13. Tuttavia, piccoli aggiustamenti dovrebbero consentire la sua applicazione agli embrioni raccolti nelle fasi precedenti. D'altra parte, se le fasi successive sono desiderate per l'analisi del risultato finale, i vettori bicistronici menzionati potrebbero non essere adatti a causa di una continua riduzione del numero di molecole per cellula come procede lo sviluppo. Pertanto, soprattutto se il punto finale desiderata è raggiunta dopo più di 72 ore dopo la trasfezione, può essere necessario utilizzare vettori codificanti trasposone mediata genomico integrazione del costrutto utilizzato 22.
Un altro aspetto da considerare è l'eterogeneità della efficienza elettroporazione. Il numero di cellule non trasfettate varia da pochi a una notevole amount, soprattutto quelli del tubo neurale ventrale. Poiché dopo la dissezione tutte le cellule vengono sottoposte ad analisi a valle, una bassa efficienza elettroporazione ridurrà la sensibilità del test. Un approccio per arricchire il campione con cellule elettroporate è l'uso della fluorescenza delle cellule attivate (FACS) per ridurre la popolazione di cellule non trasfettate dal campione finale 23. Se viene utilizzato un tale approccio, tuttavia, un maggior numero di embrioni sarà necessario per raggiungere la resa sufficiente per la preparazione biblioteca RNA-Seq.
Illumina sequenziamento è raccomandata in quanto è più ampiamente offerto dai centri di sequenziamento e in silico RNA-Seq analisi dei dati è semplificato rispetto ad altre piattaforme disponibili 24. Tuttavia, altre opzioni sono ancora adeguati con modifiche in filtraggio dei dati i passaggi più adatto alla piattaforma scelta. Linee guida di analisi dei dati di RNA-Seq non sono ancora del tutto definite e confronto delle uscite from diversi strumenti a disposizione, alcuni dei quali sono già inclusi nel server pubblico Galaxy, è altamente raccomandato. Tuttavia, l'analisi in silico qui descritto dovrebbe essere adatto per ottenere buoni risultati del confronto da insiemi di dati di alta qualità. Come in tutte le altre aree in Biology, high-throughput sequencing aumenta enormemente la quantità di informazioni che possono essere ottenute da un singolo esperimento, e il metodo qui descritto è un modo di applicarlo allo studio dello sviluppo del midollo spinale.
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Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Indian ink | Any supplier | ||
| 18G x 1 1/2 needle | BD | 305196 | |
| 3 ml syringe | BD | 309657 | |
| Tris | MP Biomedicals | 819620 | |
| F D & C Blue 1 | Spectra Colors Corporation | 5.FC.0010P0 | Food Dye used to visualize DNA injection |
| Ringer's solution (1 L) | |||
| - 7.2 g NaCl | Sigma-Aldrich | S-9888 | |
| - 0.37 g KCl | Sigma-Aldrich | P-4504 | |
| - 0.225 g CaCl2•2H2O | Fisher Scientific | 10043-52-4 | |
| - 0.217 g Na2HPO4.7H2O | Sigma-Aldrich | S-9390 | |
| - 0.02 g KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P-5379 | |
| - ddH2O to 800 ml and adjust pH to 7.4 | |||
| - ddH2O to 1 L | |||
| - Filter and autoclave | |||
| PBS (Phosphate Buffered Solution) (1 L) | |||
| - 8 g NaCl | Sigma-Aldrich | S-9888 | |
| - 0.2 g KCl | Sigma-Aldrich | P-4504 | |
| - 1.15 g Na2HPO4•7H2O | Sigma-Aldrich | S-9390 | |
| - 0.2 g KH2PO4 | Sigma-Aldrich | P-5379 | |
| - ddH2O to 800 ml and adjust pH to 7.2 | |||
| - ddH2O to 1 L and filter | |||
| - 1 ml DEPC (Diethylpyrocarbonate) | Sigma-Aldrich | D-5758 | |
| - Shake vigorously and let stand overnight at room temperature | |||
| - Autoclave | |||
| Sieved spoon | Any supplier | ||
| Sterile 60 x 15 mm polystirene Petri dishes | Corning Life Sciences | 351007 | |
| RNaseZap RNase decontamination solution | Life Technologies | AM9780 | |
| Fine point surgical scissors | Any supplier | ||
| Straight fine point tweezers | Any supplier | ||
| Pulled glass needle made from 1.1 x 75 mm glass capillary tubes | Kimble Chase | 40A502 | |
| 9'' glass Pasteur pipette | Any supplier | ||
| Manual pipette pump | Any supplier | ||
| Clear 1.5 ml microcentrifuge polypropilene tubes | Corning Life Sciences | MCT-150-C | |
| Microcentrifuge | Any supplier | ||
| RNAlater solution for RNA stabilization | Life Technologies | AM7020 | |
| RNAqueous total RNA isolation kit | Life Technologies | AM1912 | |
| Molecular Biology Grade Ethanol | Any supplier | ||
| RNA 6000 Nano Kit | Agilent Technologies | 5067-1511 | |
| 2100 Electrophoresis Bioanalyzer Instrument | Agilent Technologies | G2939AA | |
| Truseq RNA Sample Preparation Kit v2 | Illumina | RS-122-2001/RS-122-2002 |
References
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