Summary
Synaptic strömmar kan spelas in focally från visualiserade synaptic knappar på den Drosophila tredje instar larver neuromuskulära förbindelsen. Denna teknik gör det möjligt att övervaka aktiviteten hos en enda synaptic bouton.
Abstract
Drosophila neuromuskulära förbindelsen (NMJ) är en utmärkt modell att studera glutamatergic synaptisk transmission. Vi beskriva tekniken av fokal macropatch inspelningar av synaptic strömmar från visualiserade knappar på den Drosophila larval NMJ. Denna teknik kräver anpassad fabrication inspelning Mikropipetter, liksom förening Mikroskop utrustat med en hög förstoring, långdistans vatten nedsänkning mål, differentiell störningar kontrast (DIC) optik och en fluorescerande bifogad fil. Inspelning elektroden placeras på toppen av en valda synaptic bouton visualiseras med DIC optik, påljusfluorescens eller båda. Fördelen med denna teknik är att det tillåter att övervaka synaptic aktiviteten hos ett begränsat antal platser för övergång. Inspelning elektroden har en diameter på flera mikrometer och release webbplatser placeras utanför elektrod fälgen påtagligt påverkar inte de inspelade strömmarna. Inspelade synaptic strömmarna har snabb kinetik och kan lösas lätt. Dessa fördelar är särskilt viktigt för studier av muterade fluglinor med ökad spontan eller asynkron synaptisk aktivitet.
Introduction
Drosophila är en utmärkt modell att studera de molekylära mekanismer som styr synaptisk transmission. Det neuromuskulära systemet i Drosophila är glutamaterg och därför den Drosophila neuromuskulära förbindelsen (NMJ) kan användas för att studera bevarade funktioner i glutamaterg release. Sedan Jan och Jans studie1tredje instar larverna har använts mycket att studera evoked och spontana synaptisk transmission genom övervakning av excitatoriska junction potentialer (EJPs) eller strömmar (EJCs). EJPs registreras vanligen intracellulärt med en skarp mikro-glaselektrod, och de speglar aktiviteten av den hela NMJ, inklusive alla de knappar att göra synapser på given muskelfibern.
Däremot kan aktiviteten hos ett begränsat antal platser för release registreras focally genom att placera en mikropipett spets nära neuronala terminaler eller synaptic varicosities. Denna teknik användes ursprungligen av Katz och Miledi2och fokal extracellulära inspelningar har lyckat använts på flera NMJ preparat, inklusive grodan3,4,5, mus6 , 7 , 8, kräftdjur9,10,11,12,13,14,15,16och Drosophila17,18,19,20,21,22,23. Denna metod utvecklades ytterligare av Dudel, som optimerade macropatch omkodning elektroder24,25. Dudels genomförande matchade denna teknik noga lös-patch-clamp metod26.
Den Drosophila larval NMJ har klart definierade synaptic knappar och transgena linjerna med genetiskt kodade neuronala fluorescerande Taggar (se Tabell för material) är lätt tillgängliga. Dessa fördelar aktiverat oss att spela in EJCs och mEJCs från en vald synaptic bouton20,21,22. Här beskriver vi denna teknik i detalj.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. tillverkning av inspelning elektroder
- dra glaselektroderna
- Använd följande protokoll för den mikroelektrod avdragare (se Tabell för material):
- linje 1: värme 510 dra - hastighet 30 tid 250; Linje 2: Värm 490 Pull - hastighet 30 tid 250.
Obs: Tidsenheter motsvarar 0.5 ms per enhet; de övriga enheterna är relativa. Värdet av värmen ska justeras för varje glödtråd efter ramp testet utförs.
- linje 1: värme 510 dra - hastighet 30 tid 250; Linje 2: Värm 490 Pull - hastighet 30 tid 250.
- Använda ett mikroskop (35 x förstoring) för att säkerställa att den inre diametern av drog elektroden är i spänna av 7-10 µm ( figur 1A). Lagra kapillärerna i väl förslutna behållare att förhindra ansamling av damm.
- Använd följande protokoll för den mikroelektrod avdragare (se Tabell för material):
- Brand polering
- brand polska kapillärer (80-90% av maximal värmevärdet för 1-2 s) använder ett mikro-forge (se Tabell för material). Säkerställa den slutliga inre diametern av polerad elektroden är 5 µm ( figur 1A) 27.
- Böjande
Obs: två böjar är gjorda för att placera elektroden på toppen av muskeln under ett högförstoringsobjektiv.- Använd apparaten visas i figur 1B. Fixa elektroden i manipulatorn och Placera spetsen över glödtråden, inte röra den.
- Set värme värde till 60-70% av maximalt och tryck på pedalen av mikro-smedjan för 1-2 s (se Tabell för material) för att värma upp glödtråden. Använd en L-formad nål försiktigt dra ner spetsen av elektroden ( figur 1B förstoras). Göra böjen på ca 90 o ( figur 1 c).
- Håll elektroden över lågan av facklan för hand med pincett och göra andra böjen på ett avstånd av 7-10 mm från den första böjen och i en vinkel på ca 120 o ( figur 1 c).
figur 1. Sista stegen av mikropipett fabrication. (A) elektrod tips efter dra och brand polering. (B.1) inställningen för tip böjning. (B.2), inramade området visas utvidgade till höger. Elektroden och glödtråden är fasta så att elektroden spetsen är placerad något över tråden och inte röra. (C.1) inspelning elektroden. (C.2), inramade området visas utvidgade till höger. Den första böjen har en vinkel på cirka 90°, och avståndet mellan den första böjen och spetsen av elektroden är ca 1 mm. skala bar = 3 mm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
2. ytterligare förberedande steg
- Förbered heamolymph-liknande (HL3) lösning (i mM): 70 NaCl, 5 KCl, 20 MgCl 2, 10 NaHCO 3, 5 trehalos, 115 sackaros, 5 HEPES och 1 mM CaCl 2, justera pH till 7,3 - 7.4. Förvara lösningen i kylskåp och göra det färska varje vecka.
- Göra stimulering Pipetter på samma sätt som inspelning glas pipetter, utom finns det ingen anledning att böja dem.
Obs: Beredning av stimulering elektroder är beskrivs i detalj i 28 och 27. Den slutliga diametern efter brand polering bör vara i intervallet 5-7 µm. - Infoga stimulering pipett i en mikroelektrod hållare ansluten till en spruta.
- Tillverkning dissektion tallrikar från små petriskålar (35 x 10 mm) belagd med silikon gummi epoxi (se Tabell för material) som beskrivs i 28.
Obs: Silikongummi bör vara helt härdat före användning. - Plocka en vandrande tredje-instar larver och dissekera det som beskrivs i 27 , 28 , 29 , 30.
Obs: För att visualisera knappar, använda den flyga stammen CD8-GFP (se Tabell för material)- använda pincett (se Tabell för material), plocka 3 rd instar larverna från en injektionsflaska.
- Pin larverna, placera den första pin bakre och en annan fäst främre (Stäng för munnen krokar).
- Lägg till HL3 lösning.
- Göra ett snitt med våren sax (se Tabell för material) hela vägen från det övre stiftet till den längst ned på ryggsidan av larverna.
- Fästa larver filén, utsläppande 2 extra stift på vänster och höger sida av larverna.
- Ta bort tarmar och tracheas använda pincett.
- Skär nerverna strax utanför den ventrala nerv sladd med våren sax.
3. Elektriska inspelningar av EJCs
figur 2. Inställningen för inspelning. Urvalet NMJ fästs kisel belagda petriskål (pil) är placerad över den rörliga fasen av mikroskopet upprätt förening utrustad med funktioner som epifluorescence, ett högförstoringsobjektiv och två micromanipulators. Mikroskopet är stationerad på en vibrationsdämpande bord. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
- Inspelning
- plats petriskål med förberedelsen på Mikroskop scenen ( figur 2). Infoga referenselektroden i badet.
- Fylla inspelning elektroden med HL3 lösning. Under målet 10 x (se Tabell för material), sänk ned elektroden in i badet och placera den över muskler 6 och 7 i buken segmenten 2, 3 eller 4 med hjälp av micromanipulator () (se Tabell för material) figur 3 A.1 och A.2).
- Växla målet till 60 x (se Tabell för material). Fokusera på området av intresse med hjälp av antingen påljusfluorescens eller DIC optik. Placera spetsen på elektroden ovanpå synaptic bouton ( figur 3 B.1-3).
- Tryck på elektroden mycket varsamt på muskeln. Övertryck kan skada NMJ eller inducera en ökning i spontana synaptisk aktivitet. Se till att spetsen på elektroden inte igensatt - om det är, Byt ut den.
- Slå på förstärkaren och A/D styrelsen datorn.
- Välj spänningen klämman på förstärkaren.
- Starta förvärv programvaran och välja den ' gap-fri ' läget.
- Följa uppkomsten av mEJCs på datorskärmen.
- Se till att amplituden av mEJCs är i spänna av 0,2 - 0,7 nA.
Obs: Mindre EJCs indikerar att inspelning elektroden har defekter eller att den inte är placerad korrekt.
figur 3. Visualisering av synaptic knappar. (A) A brightfield bild av en hemi-segmentet under 10 x förstoring (A.1) och utvidgade inramade området visar musklerna 6 och 7 (A.2, pilen markerar inspelning elektroden). Skalstapeln = 50 µm. (B) Synaptic knappar visualiseras i en Drosophila-linje med en genetiskt kodade neuronala markör (CD8-GFP) använder påljusfluorescens imaging (B.1) eller DIC optik (B.2). Bilderna är tagna med 60 x objektiv och filter kuben för god Jordbrukarsed imaging (se Tabell för material). Synaptic knappar är markerade med pilar och en överlagring av lysrör och DIC bilder visas i B.3. Skalstapeln = 10 µm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
- stimulering
- med en micromanipulator, under en visuell kontroll, placera stimulering elektroden nära axon innervating buk segment 2-4.
- Negativa tryck genom att dra kolven i sprutan ansluten till elektrodhållare, så att axon dras inuti elektroden ( figur 2).
- Aktivera stimulatorn. Vrid vredet på den isolerade avdelningen (se Tabell för material) för att ställa en noll ström och sedan försiktigt öka den, tills EJCs visas (eller tills tröskelvärdet nås).
- Utför stimulering i en suprathreshold regim, med stimulering nuvarande ökade ungefär två gånger, jämfört med tröskelvärdet för observationen av EJCs.
Obs: Vår erfarenhet sådan stimulering intensitet är optimal att undvika potentiell handling misslyckanden och aktionspotential bränning. Till exempel om EJCs visas med stimulering aktuella för 0.2 mA, använda en ström av 0,4 mA hela experimentet.
- Täta motstånd
- mäta tätning motståndet av inspelning macropatch elektroden genom att stänga växeln elektrod motstånd av förstärkaren till " tätning prov " position. Observera att värdet av seal motstånd i GΩ kommer att visas i den " nuvarande " fönster.
- Kontrollera tätningen motståndet är i intervallet 0,5 - 2 M Ω. Värden utanför det här intervallet anger att elektroden är inte korrekt polerad eller inte korrekt placerad.
- Övervaka tätning motstånd hela inspelningen, se till att det förblir konstant under hela försöket.
4. Analys
- analysera inspelningar anställa anpassad programvara för analys (se Tabell för material).
Obs: Vårt labb använder interna programvara Quantan 31 som är anpassad för detektion av EJCs och mEJCs registreras focally ( figur 4). Denna programvara innehåller en Gaussisk digitala filter och tillåter detektion av kvantfysikaliska toppar i överlappande multi kvantfysikaliska händelser ( figur 4A). Andra metoder beskrivs i 17.
figur 4. Kvantfysikaliska analys. Upptäckt av mEJCs (A) och EJCs (B) av Quantan programvara. Om evenemangsområdet markeras i grönt och toppar är markerade med röda pilspetsar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Focal macropatch inspelningar aktivera övervakning synaptisk aktivitet från valda synaptic knappar (figur 5). När elektroden placeras på toppen av en synaptisk bouton (figur 5A, plats 1), de inspelade mEJCs (figur 5 c, plats 1) har en amplituder som betydligt överstiger ljudnivån och skarpa stigande faser (på en sub millisekunden spänna). När inspelningen elektroden flyttas bort från den synaptiska bouton av flera mikrometer (figur 5A, plats 2), amplituderna av inspelade mEJCs nedgång nästan till ljudnivån (figur 5B, plats 2). De inspelade EJCs kan knappt skiljas från bullret och de har långvarig stigande faser (figur 5 c, plats 2 kontra plats 1).
Det begränsade antalet release platser bidrar till inspelade EJCs och mEJCs, samt snabb kinetik av synaptic strömmar registreras focally, möjliggör korrekt upptäckt av release händelser i mutanter med förhöjda synaptisk aktivitet. Detta kan tydligt illustreras av inspelningar av mEJCs från complexin null mutant (figur 6A). Spontan aktivitet är drastiskt förhöjd i denna mutant32, och därför mEJPs inspelade intracellulärt överlappar varandra och inte kan särskiljas från varandra (figur 6B), medan fokal inspelningar22 aktivera korrekt Påvisande av spontana release händelser (figur 4A).
Figur 5. Inspelningar av EJCs och mEJCs från en vald bouton. (A) Placera elektroden över en valda bouton (plats 1) och flytta den ifrån bouton (plats 2). Bilderna visar den CD8-GFP-märkta NMJ visualiseras med påljusfluorescens (A.1), inspelning elektrod över muskelfibern (A.2), och överlägg (A.3, A.4), med elektroden placeras över webbplats 1 (A.3) eller platsen 2 ( A.4). skalstapeln = 10 µm. (B) mEJCs som spelats in från bouton (plats 1) är tydligt åtskilda från inspelningen buller och snabbt stigande faser. Däremot mEJCs inspelade från platsen 2 tillförlitligt inte kan särskiljas från inspelningen buller, deras amplituder reduceras several-fold och de har en långsammare tid-kurs. (C) The amplituder av EJCs inspelade från bouton (plats 1) överstiga av många gånger amplituderna för EJCs inspelade från plats 2, och de har också mer snabb kinetik. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6. Focal macropatch kontra intracellulära inspelningar. Focal inspelningar aktivera korrekt detektering av mEJCs i complexin null mutant (A), medan intracellulära inspelningar (B) från denna mutant utställning versionen händelser som överlappar varandra och kan inte upptäckas. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Drosophila representerar en fördelaktiga modellorganism att studera synaptisk transmission. Flera inspelning konfigurationer har använts vid de larver NMJ, inklusive intracellulära inspelningar av synaptic potentialer, inspelningar av synaptic strömmar med två elektrod spänningen klämman33,34, och fokal macropatch inspelningar av synaptic strömmar som beskrivs här. Den sistnämnda tekniken tillåter exakt kvantifiering av synaptisk transmission på visualiserade knappar.
Framgången för protokollet beskrivs är kritiskt beroende av förmågan att tydligt visualisera området av intresse och att anpassa utarbetandet av inspelning elektroder. Således, kvalitet DIC optik, en vatten nedsänkning högförstoringsobjektiv med långa arbetsavstånd och anpassad utrustning för brand polering och böjning av inspelning elektroder är kritiskt viktigt.
Fördelen med detta tillvägagångssätt är att det tillåter att övervaka aktiviteten hos några synapser som är placerade under inspelning elektroden. Det bör noteras, dock knappar placerade nära kanten av elektroden kan också bidra till inspelade aktivitet. Därför är det viktigt, att placera av elektroden, liksom seal motståndet, inte ändras under experimentet.
Möjlighet att övervaka aktiviteten hos en enda bouton kan eventuellt kombineras med senaste avbildningstekniker. Till exempel optisk detektion av aktivitet på enskilda aktiva zoner35 kan kombineras med fokal inspelningar av EJCs och mEJC, och här kunde paret den rumsliga upplösningen i optisk detektion med temporal upplösning av elektriska inspelningar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Stöds av NIH bidraget R01 MH 099557
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sutter P-97 | Sutter instrument | P-97 | Microelectrode puller |
| Narishige MF-830 | Narishige | MF-830 | Microforge |
| WPI MF200 | WPI | MF200 | Microforge |
| Glass capilaries | WPI | B150-86-10 | Glass capilaries |
| Microtorch 1WG61 | Grainer | 1WG61 | Microtorch |
| Sylgard 184 Silicone Elastomer Kit | Dow Corning | SYLGARD 184 | Silicone for dissection plates preparation |
| Dissection pins | Amazon | B00J5PMPJA | Pins for larvae positioning |
| Tweezers | WPIINC | 500342 | Tweezers for placing pins, removing the guts and tracheas. |
| Scissors | WPIINC | 501778 | Scissors for cutting the cuticula of the larvae and nerves. |
| Olympus BX61WI | Olympus | BX61WI | Upright microscope |
| Olympus Lumplan FL N 60x | Olympus | UPLFLN 60X | Microscope objective 60X |
| Olympus UPlan FL N 10x | Olympus | Uplanfl N 10X | Microscope objective 10X |
| Narishige Micromanipulator | Narishige | MHW-3 | Three-axis Water Hydraulic Micromanipulator |
| npi Electronic GmbH ELC-03XS | npi Electronic GmbH | ELC-03XS | Electrophysiological amplifier |
| A.M.P.I Master 8 | A.M.P.I. | Master 8 | Electrical stimulator |
| A.M.P.I Iso-Flex | A.M.P.I. | Iso-Flex | Stimulus isolator |
| TMC antivibration table | TMC | 63-9090 | Antivibration table |
| TMC Faraday cage | TMC | 81-333-90 | Faraday cage |
| Digidata 1322A | Axon Instruments | Digidata 1322A | Digidata |
| Computer | Dell | Dell Dimension 5150 | Computer with Win XP OS |
| Electrode holder | WPI | MEH3SW | Electrode holder |
| Optical filter | Omega optical | XF 115-2 | Filter cube for Green Fluorescent Protein (GFP) detection |
| pCLAMP 8 | Axon Instruments | 8.0.0.81 | Software for signal recording |
| Quantan | In-house software | - | Software for signal processing |
| Canton-S (Wildtype) | Bloomington Stock Center | 64349 | Control fly line |
| cpx SH1 | Generous Gift of J.T. Littleton | - | Complexin knock-out fly line with increased spontaneous exocytosis |
| CD8-GFP | Bloomington Stock Center | 5137 | Fly line with neuronal fluorescent (GFP) Tag |
References
- Jan, L. Y., Jan, Y. N. Properties of the larval neuromuscular junction in Drosophila melanogaster. J Physiol. 262 (1), 189-214 (1976).
- Katz, B., Miledi, R. The effect of temperature on the synaptic delay at the neuromuscular junction. J Physiol. 181 (3), 656-670 (1965).
- Macleod, G. T., Gan, J., Bennett, M. R. Vesicle-associated proteins and quantal release at single active zones of amphibian (Bufo marinus) motor-nerve terminals. J Neurophysiol. 82 (3), 1133-1146 (1999).
- Macleod, G. T., Farnell, L., Gibson, W. G., Bennett, M. R. Quantal secretion and nerve-terminal cable properties at neuromuscular junctions in an amphibian (Bufo marinus). J Neurophysiol. 81 (3), 1135-1146 (1999).
- Zefirov, A., Benish, T., Fatkullin, N., Cheranov, S., Khazipov, R.
- Macleod, G. T., Lavidis, N. A., Bennett, M. R. Calcium dependence of quantal secretion from visualized sympathetic nerve varicosities on the mouse vas deferens. J Physiol. 480 (Pt 1), 61-70 (1994).
- Samigullin, D., Bill, C. A., Coleman, W. L., Bykhovskaia, M. Regulation of transmitter release by synapsin II in mouse motor terminals. J Physiol. 561 (Pt 1), 149-158 (2004).
- Coleman, W. L., Bykhovskaia, M. Rab3a-mediated vesicle recruitment regulates short-term plasticity at the mouse diaphragm synapse. Mol Cell Neurosci. 41 (2), 286-296 (2009).
- Atwood, H. L., Parnas, H., Parnas, I., Wojtowicz, J. M. Quantal currents evoked by graded intracellular depolarization of crayfish motor axon terminals. J Physiol. 383, 587-599 (1987).
- Parnas, H., Dudel, J., Parnas, I. Neurotransmitter release and its facilitation in crayfish. I. Saturation kinetics of release, and of entry and removal of calcium. Pflugers Arch. 393 (1), 1-14 (1982).
- Wojtowicz, J. M., Marin, L., Atwood, H. L. Activity-induced changes in synaptic release sites at the crayfish neuromuscular junction. J Neurosci. 14 (6), 3688-3703 (1994).
- Zucker, R. S. Crayfish neuromuscular facilitation activated by constant presynaptic action potentials and depolarizing pulses. J Physiol. 241 (1), 69-89 (1974).
- Zucker, R. S. Changes in the statistics of transmitter release during facilitation. J Physiol. 229 (3), 787-810 (1973).
- Worden, M. K., Bykhovskaia, M., Hackett, J. T. Facilitation at the lobster neuromuscular junction: a stimulus-dependent mobilization model. J Neurophysiol. 78 (1), 417-428 (1997).
- Bykhovskaia, M., Hackett, J. T., Worden, M. K. Asynchrony of quantal events in evoked multiquantal responses indicates presynaptic quantal interaction. J Neurophysiol. 81 (5), 2234-2242 (1999).
- Bykhovskaia, M., Polagaeva, E., Hackett, J. T. Mechnisms underlying different facilitation forms at the lobster neuromuscular synapse. Brain Res. 1019 (1-2), 10-21 (2004).
- Cooper, R. L., Stewart, B. A., Wojtowicz, J. M., Wang, S., Atwood, H. L. Quantal measurement and analysis methods compared for crayfish and Drosophila neuromuscular junctions, and rat hippocampus. J Neurosci Methods. 61 (1-2), 67-78 (1995).
- Stewart, B. A., Atwood, H. L., Renger, J. J., Wang, J., Wu, C. F. Improved stability of Drosophila larval neuromuscular preparations in haemolymph-like physiological solutions. J Comp Physiol A. 175 (2), 179-191 (1994).
- Pawlu, C., DiAntonio, A., Heckmann, M. Postfusional control of quantal current shape. Neuron. 42 (4), 607-618 (2004).
- Akbergenova, Y., Bykhovskaia, M. Synapsin maintains the reserve vesicle pool and spatial segregation of the recycling pool in Drosophila presynaptic boutons. Brain Res. 1178, 52-64 (2007).
- Akbergenova, Y., Bykhovskaia, M. Enhancement of the endosomal endocytic pathway increases quantal size. Mol Cell Neurosci. 40 (2), 199-206 (2009).
- Vasin, A., Volfson, D., Littleton, J. T., Bykhovskaia, M. Interaction of the Complexin Accessory Helix with Synaptobrevin Regulates Spontaneous Fusion. Biophys J. 111 (9), 1954-1964 (2016).
- Wong, K., Karunanithi, S., Atwood, H. L. Quantal unit populations at the Drosophila larval neuromuscular junction. J Neurophysiol. 82 (3), 1497-1511 (1999).
- Dudel, J. The effect of reduced calcium on quantal unit current and release at the crayfish neuromuscular junction. Pflugers Arch. 391 (1), 35-40 (1981).
- Dudel, J. Contribution of Ca2+ inflow to quantal, phasic transmitter release from nerve terminals of frog muscle. Pflugers Arch. 422 (2), 129-142 (1992).
- Marrero, H. G., Lemos, J. R. Loose-Patch-Clamp method. , 2 ed, Humana Press. (2007).
- Wu, W. H., Cooper, R. L. Physiological recordings of high and low output NMJs on the crayfish leg extensor muscle. J Vis Exp. (45), (2010).
- Verstreken, P., Ohyama, T., Bellen, H. J. FM 1-43 labeling of synaptic vesicle pools at the Drosophila neuromuscular junction. Methods Mol Biol. 440, 349-369 (2008).
- Brent, J. R., Werner, K. M., McCabe, B. D. Drosophila larval NMJ dissection. J Vis Exp. (24), (2009).
- Imlach, W., McCabe, B. D. Electrophysiological methods for recording synaptic potentials from the NMJ of Drosophila larvae. J Vis Exp. (24), (2009).
- Bykhovskaia, M. Making quantal analysis more convenient, fast, and accurate: user-friendly software QUANTAN. J Neurosci Methods. 168 (2), 500-513 (2008).
- Huntwork, S., Littleton, J. T. A complexin fusion clamp regulates spontaneous neurotransmitter release and synaptic growth. Nat Neurosci. 10 (10), 1235-1237 (2007).
- Zhong, Y., Wu, C. F. Altered synaptic plasticity in Drosophila memory mutants with a defective cyclic AMP cascade. Science. 251 (4990), 198-201 (1991).
- Delgado, R., Maureira, C., Oliva, C., Kidokoro, Y., Labarca, P. Size of vesicle pools, rates of mobilization, and recycling at neuromuscular synapses of a Drosophila mutant, shibire. Neuron. 28 (3), 941-953 (2000).
- Melom, J. E., Akbergenova, Y., Gavornik, J. P., Littleton, J. T. Spontaneous and evoked release are independently regulated at individual active zones. J Neurosci. 33 (44), 17253-17263 (2013).
