Summary
Bu makalede, insan akciğerinin proksimal ve distal bölgelerinden canlı epitel hücrelerinin zenginleştirilmesine izin veren doku dissosiyasyonu ve hücresel fraksiyonasyon yaklaşımları için ayrıntılı bir metodoloji sunulmaktadır. Bu yaklaşımlar, akciğer epitel progenitör hücrelerinin fonksiyonel analizi için 3D organoid kültür modelleri kullanılarak uygulanmaktadır.
Abstract
Epitelyal organoid modelleri, bir organ sisteminin temel biyolojisini incelemek ve hastalık modellemesi için değerli araçlar olarak hizmet eder. Organoidler olarak yetiştirildiğinde, epitelyal progenitör hücreler kendi kendini yenileyebilir ve in vivo meslektaşlarınınkine benzer hücresel fonksiyonlar sergileyen farklılaştırıcı döller üretebilir. Burada, bölgeye özgü progenitörleri insan akciğerinden izole etmek ve deneysel ve doğrulama aracı olarak 3D organoid kültürler üretmek için adım adım bir protokol açıklanmaktadır. Akciğerin proksimal ve distal bölgelerini, bölgeye özgü progenitör hücreleri izole etmek amacıyla tanımlıyoruz. Toplam hücreleri akciğer ve trakeadan izole etmek için enzimatik ve mekanik ayrışmanın bir kombinasyonunu kullandık. Spesifik progenitör hücreler daha sonra, bazal hücreleri sıralamak için NGFR ve alveolar tip II hücreleri sıralamak için HTII-280 gibi hücre tipine özgü yüzey belirteçlerine dayanan floresan ilişkili hücre sıralama (FACS) kullanılarak proksimal veya distal orijinli hücrelerden fraksiyone edildi. 3D organoid kültürleri oluşturmak için izole bazal veya alveoler tip II progenitörler kullanıldı. Hem distal hem de proksimal progenitörler, 30. günde 5000 hücre/kuyu kaplandıklarında distal bölgede %9-13, proksimal bölgede %7-10 kolon oluşturan etkinliğe sahip organoidler oluşturdular. Distal organoidler kültürde HTII-280+ alveoler tip II hücrelerini korurken, proksimal organoidler 30. günde siliyer ve sekretuar hücrelere farklılaştı. Bu 3D organoid kültürler, akciğer epiteli ve epitel mezenkimal etkileşimlerinin hücre biyolojisini incelemek ve ayrıca bir hastalıkta epitel disfonksiyonunu hedefleyen terapötik stratejilerin geliştirilmesi ve doğrulanması için deneysel bir araç olarak kullanılabilir.
Introduction
İnsan solunum sisteminin hava sahaları, sırasıyla gazların taşınmasına ve daha sonra epitel-mikrovasküler bariyer boyunca değişimine aracılık eden iletken ve solunum bölgelerine ayrılabilir. İletken hava yolları trakea, bronşlar, bronşiyoller ve terminal bronşiyolleri içerirken, solunum hava boşlukları solunum bronşiyolleri, alveoler kanallar ve alveolleri içerir. Bu hava sahalarının epitel astarı, fonksiyonel olarak farklı her bölgenin benzersiz gereksinimlerini karşılamak için proksimo-distal eksen boyunca kompozisyonda değişir. Trakeo-bronşiyal hava yollarının psödostratifiye epiteli, fırça, nöroendokrin ve iyonosit 1,2,3 dahil olmak üzere daha az miktarda hücre tipine ek olarak, bazal, salgı ve siliyer olmak üzere üç ana hücre tipinden oluşur. Bronşiyoler hava yolları, morfolojik olarak benzer epitel hücre tiplerini barındırır, ancak bolluklarında ve fonksiyonel özelliklerinde farklılıklar vardır. Örneğin, bazal hücreler bronşiyoler hava yollarında daha az bulunur ve salgı hücreleri, trakeo-bronşiyal hava yollarında baskın olan seröz ve kadeh hücrelerine karşı kulüp hücrelerinin daha büyük bir bölümünü içerir. Solunum bölgesinin epitel hücreleri, alveoler kanalların ve alveollerin alveoler tip I (ATI) ve tip II (ATII) hücrelerine ek olarak, solunum bronşiyollerinde kötü tanımlanmış bir küboidal hücre tipini içerir 1,4.
Her bölgede epitelin korunmasına ve yenilenmesine katkıda bulunan epitel kök ve progenitör hücre tiplerinin kimliği eksik tanımlanmıştır ve büyük ölçüde hayvan modellerinde yapılan çalışmalardan çıkarılmıştır 5,6,7,8. Farelerde yapılan çalışmalar, psödotabakatize hava yollarının bazal hücrelerinin veya bronşiyoler hava yollarının kulüp hücrelerinin veya alveoler epitelin ATII hücrelerinin, sınırsız kendini yenileme ve multipotent farklılaşma kapasitesine dayanan epitel kök hücreleri olarak işlev gördüğünü göstermiştir 7,9,10,11,12 . İnsan akciğer epitel hücre tiplerinin köklülüğünü değerlendirmek için genetik soy izleme çalışmalarının yapılamamasına rağmen, epitel kök ve progenitör hücrelerin fonksiyonel potansiyelini değerlendirmek için organoid bazlı kültür modellerinin mevcudiyeti, fare ve insan arasındaki karşılaştırmalı çalışmalar için bir araç sağlamaktadır13,14,15,16,17.
Epitel hücre tiplerinin insan akciğerinin farklı bölgelerinden ve kültürlerinden izole edilmesi için bölgesel hücre tiplerini özetlemek için 3D organoid sistem kullanarak yöntemleri açıklıyoruz. Diğer organ sistemlerinden epitel hücrelerinin fonksiyonel analizi ve hastalık modellemesi için de benzer yöntemler geliştirilmiştir 18,19,20,21. Bu yöntemler, bölgesel epitel progenitör hücrelerinin tanımlanması, regülasyonlarını ve mikroçevrelerini araştıran mekanik çalışmalar yapmak, hastalık modellemesi ve ilaç keşfini sağlamak için bir platform sağlar. Hayvan modellerinde yapılan akciğer epitel progenitör hücreleri üzerine yapılan çalışmalar, in vivo veya in vitro analizden yararlanabilse de, insan akciğer epitelyal progenitör hücrelerinin kimliğine ilişkin bilgiler büyük ölçüde model organizmalardan ekstrapolasyona bağlı olmuştur. Bu nedenle, bu yöntemler, insan akciğer epitel hücre tiplerinin kimliğini ve davranışını, kök / progenitör hücrelerin düzenlenmesini araştıran çalışmaları ile ilişkilendirmek için bir köprü sağlar.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
İnsan akciğer dokusu, ölen doku bağışçılarından, Uluslararası Tıbbın İlerlemesi Enstitüsü (IIAM) tarafından geliştirilen ve Cedars-Sinai Tıp Merkezi İç İnceleme Kurulu tarafından onaylanan rıza prosedürlerine uygun olarak elde edilmiştir.
1. Akciğer hücrelerinin trakeo-bronşiyal veya küçük hava yolu/parankimal (küçük hava yolları ve alveoller) bölgelerinden izolasyonu için doku işleme
- Tüm diseksiyon aletlerini, cam eşyaları ve uygun çözeltileri hücre izolasyonundan bir gün önce hazırlayın ve otoklav yapın.
- Akciğer dokusunu aldıktan sonra, proksimal ve distal bölgeleri tanımlayın ve ayırın. Trakea ve bronşlar "proksimal" olarak kabul edilir. Bu protokolün amaçları doğrultusunda, trakea ve ilk 2-3 nesil bronş ekilir ve "proksimal" hava yolu epitelinin izolasyonu için kullanılır. Çapı 2 mm veya daha küçük olan küçük hava yolları ve çevresindeki parankimal doku, bu protokolün amacı doğrultusunda, "distal" akciğer epiteli olarak kabul edilir (Şekil 1A).
NOT: İnsan akciğer dokusunun işlenmesini içeren tüm prosedürler, uygun kişisel koruyucu ekipman kullanılarak bir biyogüvenlik kabininde yapılmalıdır.
2. Distal akciğer dokusundan küçük hava yolu ve alveoler epitelyal progenitör hücrelerin zenginleştirilmesi ve alt ayarlanması
- Distal doku hazırlığı
- Distal akciğer dokusunu steril bir Petri kabına (150 x 15 mm) yerleştirin. Zar dokusunu yaklaşık 1cm3 parçaya bölün ve temiz bir 50 mL tüpe yerleştirin.
- Dokuyu soğutulmuş HBSS ile 3 kat yıkayın, kan ve epitel astar sıvısını çıkarmak için her seferinde HBSS yıkamasını atın.
- Mendili yeni bir Petri kabına yerleştirin ve steril tüy önleyici mendillerle kurulayın. Forseps ve makas kullanarak, mümkün olduğunca fazla viseral plevrayı (akciğerin yüzeyini kaplayan hassas şeffaf bir zar) çıkarın.
- Dokuyu yaklaşık 2 mm çapında parçalara ayırmak için makas kullanın. Kıyılmış dokuyu temiz bir Petri kabına aktarın ve steril tek taraflı tıraş bıçağı ile yaklaşık 1 mm boyuta doğrayarak daha da doğrayın.
- Enzim sindirimi
NOT: Liberaz stok çözeltisi 5 mg/mL (100x) ve DNaz stoğu 2,5 mg/mL'dir (100x) (Malzeme Tablosu).- 50 mL konik bir tüp içinde steril HBSS'ye 50 μg / mL Liberaz ve 25 μg / mL DNaz ekleyin.
- Yaklaşık 2-3 g kıyılmış dokuyu, Liberaz ve DNaz içeren 25 mL HBSS içeren yeni bir 50 mL konik tüpe aktarın. 900 rpm'de ayarlanmış bir mikser kullanarak sürekli çalkalama ile 37 ° C'de 40-60 dakika boyunca inkübe edin. 30 dakikalık inkübasyondan sonra, küme oluşumunu önlemek ve inkübasyona devam etmek için iğnesiz 30 mL'lik bir şırınga kullanarak sindirilmiş dokuyu tritüre edin.
NOT: Enzimlerle kuluçka süresi, dokunun tipine veya durumuna bağlı olarak değişebilir. Örneğin, normal dokunun enzimatik sindirimi yaklaşık 45 dakika sürer. Bununla birlikte, idiyopatik pulmoner fibroz örneklerinden elde edilen fibrotik doku, 60 dakikaya kadar daha uzun bir kuluçka süresi gerektirebilir. Bu nedenle, FACS için çok önemli olan yüzey belirteçlerinin zarar görmesini önlemek için bu adımda dokuyu dikkatlice izleyin.
- Tek hücreli izolasyon
- 30 mL'lik bir şırıngaya takılı 16 G'lik bir iğneden 5 kat çekerek dokuyu tritürleştirin. Doku süspansiyonunu geniş delikli bir pipete çekin ve vakum basıncı altında bir dizi hücre süzgecinden (500 μm, 300 μm, 100 μm, 70 μm, 40 μm) geçirin. Kalan hücreleri toplamak için süzgeci 20 mL HBSS+ tamponu ile yıkayın. HBSS+ tamponunun tarifi Malzeme Tablosu'nda bulunabilir.
- Liberaz aktivitesini inhibe etmek ve aşırı sindirimi önlemek için filtrata 45 dakika sonra eşit miktarda HBSS+ tamponu ekleyin.
- Santrifüj, 4 °C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de filtratlanır. Süper natantı dikkatlice çıkarın ve atın. Pelet'e 1 mL Kırmızı Kan Hücresi (RBC) lizis tamponu ekleyin, peleti yerinden çıkarmak için tüpü hafifçe sallayın ve 1 dakika boyunca buz üzerinde inkübe edin.
NOT: RBC lizis çözeltisindeki miktar ve süre, peletin boyutuna bağlıdır. Hedef hücrelerin lizisini önlemek için hücreleri buz üzerinde tutmak ve RBC lizis çözeltisindeki zamanı dikkatlice izlemek önemlidir. RBC lizisi yetersizse, adımı tekrarlayın. - RBC lizis arabelleğini nötralize etmek için 10-20 mL HBSS+ arabelleği ekleyin. Santrifüj, 4 °C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de filtratlanır.
- Lize kırmızı kan hücreleri (hayalet hücreler) hücre peletinin üzerinde bulutlu bir tabaka oluşturursa, peleti 10 mL HBSS+ tamponunda yeniden askıya alın ve hayalet hücreleri ortadan kaldırmak için süspansiyonu 70 μm hücre süzgecinden süzün. Filtratın 4 ° C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj yapın ve sonraki adımlarla devam edin.
- İmmün hücrelerin ve endotel hücrelerinin tükenmesi (isteğe bağlı adım)
- CD31 + endotel hücrelerini ve CD45 + bağışıklık hücrelerini, üreticinin protokolüne uygun olarak monoklonal anti-insan CD31 ve CD45 antikoruna (izotip fare IgG1) ve LS sütunlarına konjuge edilmiş CD31 ve CD45 mikroboncuklarını kullanarak toplam hücre havuzundan tüketin (Malzeme Tablosu).
- Öncelikle epitel ve stromal hücrelerden oluşan akışı taze steril bir tüpte toplayın ve 4 ° C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj yapın. Akıştaki toplam hücre sayısını belirlemek için bir hücre sayımı gerçekleştirin.
- Floresanla ilişkili hücre ayıklama (FACS) için hücre yüzeyi boyama
- 1 mL HBSS+ arabelleği başına 1 x 107 hücreyi yeniden askıya alın. Gerekli konsantrasyonda birincil antikorlar ekleyin ve hücreleri karanlıkta 4 ° C'de 30 dakika boyunca inkübe edin. Bu çalışmada, aksi belirtilmedikçe florofor konjuge primer antikorlar kullanılmıştır. Antikor kaynaklarının ve titrelerin detayları Malzeme Tablosunda açıklanmıştır.
NOT: HTII-280 şu anda distal akciğer hücrelerinin ağırlıklı olarak hava yolu (HTII-280-) ve alveoler tip 2 (HTII-280+) hücre fraksiyonlarına alt ayarlanmasına izin veren en iyi yüzey reaktif antikorudur. Bu stratejiye bir uyarı, AT1 hücrelerinin bu yöntem kullanılarak lekelenmemesi ve kırılganlıkları nedeniyle zayıf bir şekilde temsil edilmesidir. Bununla birlikte, AT1 hücreleri, muhtemelen FACS tarafından canlı hücrelerin seçimi sırasında kırılganlıkları ve kayıpları nedeniyle distal akciğer preplerinde zayıf bir şekilde temsil edilir ve bu nedenle sadece hava yolu hücre fraksiyonunun nadir bir kirleticisini temsil eder. - 3 mL HBSS+ tamponu ekleyerek hücreleri yıkayın ve 4 °C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj yapın.
- Konjuge edilmemiş primer antikorlar kullanılıyorsa, uygun bir florofor konjuge sekonjuge sekonder antikorun gerekli konsantrasyonunu ekleyin ve buz üzerinde 30 dakika boyunca inkübe edin. 4 °C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de 3 mL HBSS+ tampon ve santrifüj ekleyerek fazla sekonder antikoru yıkayın.
- Üst natantı atın ve HBSS+ arabelleğindeki hücreleri 1 x 10 7 hücre/mL başına yeniden askıya alın. Tek hücreli bir süspansiyonun oluşumunu sağlamak için hücreleri bir süzgeç kapağından 5 mL polistiren tüplere filtreleyin. Geçirgen (ölü) hücreleri boyamak için DAPI (1 μg/mL) ekleyin.
NOT: FACS sırasında yanlış pozitifleri en aza indirmek için uygun tek renkli ve floresan eksi bir (FMO) kontrollerinin (yani, antikor boyama kokteyli eksi her biri bir antikor) kullanılması esastır. Bu çalışmada, floroforlar arasındaki emisyon spektrumlarının örtüşmesi için ampirik kompanzasyon için pozitif ve negatif seleksiyon boncukları kullanılmıştır (Malzeme Tablosu). FACS, ilgilenilen hücre tiplerini zenginleştirir. Canlı epitel hücreleri, CD45-negatif, CD31-negatif, CD236-pozitif hücre yüzey fenotipi ve DAPI için negatif boyama ile zenginleştirilir. Bu epitel hücre fraksiyonu, AT2 hücreleri için zenginleştirilmiş HTII-280-pozitif hücreler için spesifik boyama gibi, hücre tipine özgü yüzey belirteçleri için boyamaya dayanarak daha da alt kümelenebilir. Buna karşılık, HTII-280 için negatif seleksiyon, kulüp ve siliyer hücreler gibi küçük hava yolu epitel hücrelerinin zenginleşmesine izin verir (Şekil 2).
- 1 mL HBSS+ arabelleği başına 1 x 107 hücreyi yeniden askıya alın. Gerekli konsantrasyonda birincil antikorlar ekleyin ve hücreleri karanlıkta 4 ° C'de 30 dakika boyunca inkübe edin. Bu çalışmada, aksi belirtilmedikçe florofor konjuge primer antikorlar kullanılmıştır. Antikor kaynaklarının ve titrelerin detayları Malzeme Tablosunda açıklanmıştır.
3. Trakeo-bronşiyal hava yollarından epitelyal progenitör hücrelerin zenginleştirilmesi ve alt ayarlanması
- Doku hazırlama
- Proksimal hava yollarını (trakea / bronşlar) akciğerlerden diseke edin. Lümeni açığa çıkarmak için makas kullanarak uzunlukları boyunca hava yollarını açın ve dokuyu tamamen örtmek için 50 μg / mL Liberaz ekleyin.
- 900 rpm'de ayarlanmış bir termomikser kullanarak sürekli çalkalama ile 37 ° C'de 20 dakika boyunca inkübe edin.
- Proksimal hava yolunu santrifüj tüpünden çıkarın ve steril bir Petri kabına (150 x 15 mm) yerleştirin. Luminal epitel hücrelerini dokudan tamamen çıkarmak için bir neşter kullanarak hava yolunun yüzeyini yavaşça kazıyın.
- Petri kabını, yerinden çıkmış tüm luminal epitel hücrelerini toplamak ve yerinden çıkmış hücreleri 50 mL konik santrifüj tüpüne aktarmak için 5 mL steril HBSS+ tamponu ile yıkayın. Tek hücreli süspansiyon elde etmek için 10 mL'lik bir şırıngaya takılı 5x ila 16 G iğne ve 18 G iğne çizerek süspansiyonu tritürleştirin.
- Süspansiyonu 4 °C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj yapın. Peleti taze HBSS+ tamponunda yeniden askıya alın ve bu luminal hava yolu hücrelerini buz üzerinde saklayın, önümüzdeki adımlarda kıyılmış proksimal hava yollarından üretilen tek hücreli süspansiyonla birleştirilmeye hazır.
- Makas kullanarak, küçük doku şeritleri oluşturmak için halkaları boyunca kalan trakeo-bronşiyal dokuyu kesin ve şeritleri taze bir Petri kabına aktarın. Daha küçük parçalar yapmak için doku şeritlerini tek taraflı bir tıraş bıçağı kullanarak kıyın.
NOT: Proksimal hava yolları kıkırdaklı olduğundan, distal akciğer dokusu kadar ince kıyılamazlar. - Kıyılmış dokuyu C tüplerine aktarın, dokunun suya batırılmasını sağlamak için tüpe 2 mL Liberaz ekleyin. C tüpünü otomatik ayrıştırıcıya yükleyin ve dokuyu mekanik olarak daha da ayrıştırmak için İnsan Akciğer Protokolü-2'yi çalıştırın.
NOT: Bu protokolde kullanılan ayrıştırıcı, bu özel uygulama için insan akciğer protokolü-2 adı verilen optimize edilmiş bir program sunar (bkz.
- Enzim sindirimi ve tek hücre izolasyonu
- C tüpünden yaklaşık 2 g kıyılmış proksimal dokuyu her 50 mL konik santrifüj tüpüne aktarın ve her tüpe 50 μg / mL Liberaz ve 25 μg / mL DNaz çözeltisi ekleyin.
NOT: Verimli ayrışmayı sağlamak için, tüpler 30 mL işaretinin ötesinde doldurulmamalıdır. - Kıyılmış dokuyu 37 ° C'de 45 dakika boyunca inkübe edin ve 900 rpm'de ayarlanmış bir mikser kullanarak sürekli çalkalayın.
- Ayrışmış doku süspansiyonunu, yukarıda belirtildiği gibi vakum basıncı altında bir dizi hücre süzgecinden (500 μm, 300 μm, 100 μm, 70 μm, 40 μm) geçirin ve akışı toplayın. Kalan hücreleri toplamak için süzgeci 20 mL HBSS+ tamponu ile yıkayın.
NOT: Proksimal doku, distal dokuya kıyasla kıkırdaklı ve hacimli olduğundan, filtrelerin tıkanma olasılığı daha yüksektir. Bir huni kullanmak, süzgeçlerden geçerken sıvının taşmasını önlemeye yardımcı olabilir. - Liberaz aktivitesini inhibe etmek ve aşırı sindirimi önlemek için filtrata eşit miktarda HBSS+ tamponu ekleyin. İzole edilmiş luminal proksimal hava yolu hücrelerini 3.1.5'ten hücre süspansiyonuna bu adımda ekleyin.
- Kombine hücre süspansiyonunu 10 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj edin. Süpernatantı çıkarın ve HBSS+ arabelleğinde hücre yıkamayı tekrarlayın. CD45 + bağışıklık hücrelerinin ve CD31 + endotel hücrelerinin yukarıda 2.4'te belirtildiği gibi tükenmesini sağlayın (isteğe bağlı adım).
- Boyama yöntemleri distal akciğer dokusuna benzer, 2.5'teki adımları izleyin. Canlı epitel hücrelerini CD45-negatif, CD31-negatif, CD236-pozitif hücre yüzey fenotipine ve DAPI için negatif boyamaya dayanarak zenginleştirin.
- Ayrıca, bazal (NGFR pozitif) ve bazal olmayan (NGFR negatif; sekretuar, siliyer, nöroendokrin) hücre tiplerinin zenginleşmesine izin veren NGFR gibi hücre tipine özgü yüzey belirteçleri için boyamaya dayanan epitel hücre fraksiyonunu alt kümeleyin (Şekil 3).
- C tüpünden yaklaşık 2 g kıyılmış proksimal dokuyu her 50 mL konik santrifüj tüpüne aktarın ve her tüpe 50 μg / mL Liberaz ve 25 μg / mL DNaz çözeltisi ekleyin.
4. Organoid kültür
- 5.000 ekleyin (bu sayı istenen epitel organoid yoğunluğunu vermek için ayarlanabilir), 7.5 x 104 MRC-5 hücreleri (insan akciğer fibroblast hücre hattı) ile birlikte steril 1.5 mL tüpe sıralanmış proksimal veya distal epitel hücreleri. Epitel-mezenkimal etkileşimler progenitör hücrelerin genişlemesi için kritik öneme sahiptir.
- 4 °C'de 5 dakika boyunca 500 x g'de santrifüj.
NOT: Organoid koloni oluşturma verimliliğinin doğruluğunu sağlamak için sıralayıcıdan elde edilen hücre sayısını manuel olarak onaylamak önemlidir. - Süpernatantı dikkatlice çıkarın ve atın ve hücre peletini antibiyotiklerle desteklenmiş 50 μL buz gibi soğuk ortamda yeniden askıya alın. Hücre süspansiyonunu buz üzerinde tutun.
- Flakona 50 μL buz gibi soğuk 1x büyüme faktörü tükenmiş bazal membran matris ortamı ekleyin ve karıştırmak için süspansiyonu buz üzerinde hafifçe pipetleyin.
NOT: Bodrum membran matris ortamının erken polimerizasyonunu önlemek için buz gibi soğuk ortam kullanmak ve buz üzerindeki hücreleri korumak önemlidir. - Hücre süspansiyonunu, hava kabarcıklarının girmesini önlemeye özen göstererek, 24 kuyucuklu bir plakada (1,4 x 10 4 hücre/cm2)0,4 μm gözenek boyutunda hücre kültürü ekine aktarın.
- Matrisin katılaşmasını sağlamak için 30-45 dakika boyunca 37 ° C'de inkübe edin.
- Kuyuya 600 μL önceden ısıtılmış büyüme ortamı ekleyin.
NOT: Media, tohumlamadan sonraki ilk 24 saat boyunca antimikotik ajanlar (%0.4) ve Pen strep (%1) ve ilk 72 saat için 10 μM Rho kinaz inhibitörü ile desteklendi. - 30 gün boyunca% 5'lik bir CO2 inkübatöründe 37 ° C'de kültür, bu süre zarfında ortam her 48 saatte bir değiştirilmelidir.
NOT: Kültür süresi, deneyin amacına göre değiştirilebilir. Farklılaşmayı incelemek için daha uzun uç noktalar kullanılırken, deneyin amacı tam farklılaşmayı başarmak değilse, 7 gün, 14 gün vb. daha kısa uç noktalar kullanılabilir. - Hücreleri proliferatif fazda tutmak ve fibroblastların aşırı büyümesini baskılamak için 15 gün boyunca kültür ortamına 10 μM TGFβ inhibitörü ekleyin.
NOT: Sonuçlar, tahlil için kullanılan kültür ortamına göre farklılık gösterir. Örneğin, burada gösterilen sonuçlar Pneumacult-ALI Medium kullanılarak üretilmiştir, bu da distal akciğerden büyük organoidlerin, proksimal akciğerden iyi diferansiye ve daha büyük organoidlerin üretilmesiyle sonuçlanır.
5. Organoid boyama
- Organoidlerin sabitlenmesi ve gömülmesi
- Hem üst hem de alt transmembran kesici uç odalarından gelen ortamları aspire edin ve ılık PBS ile bir kez durulayın.
- 37°C'de 1 saat boyunca kesici uca 300 μL PFA (%2 w/v) ve kuyuya 500 μL yerleştirerek kültürleri sabitleyin. Fiksatifi çıkarın ve basememt membran matris tapasını yerinden çıkarmamaya dikkat ederek ılık PBS ile durulayın.
NOT: Sabit organoidler, sonraki adımlara başlamadan önce PBS'de 4 °C'de bir ila iki hafta boyunca suya batırılmış olarak saklanabilir. - PBS'yi aspire edin, kesici ucu ters çevirin ve kesici uç membranını çevresine dikkatlice kesin. Forseps kullanarak, matris tapasını rahatsız etmemeye dikkat ederek transwell membranı çıkarın.
- Petri kabında, matris fişini kurtarmak için kesici uca dokunun.
- Matris tapasına Histogel (37 °C'de tutulur) gibi bir damla Numune işleme jeli ekleyin ve jel katılaşana kadar 4 °C'de tutun.
- Fişi gömme bir kasete aktarın, artan etanol konsantrasyonları (% 70, 90 ve% 100) ile dehidratatın, ksilen içinde temizleyin ve parafin mumuna gömülün.
- Bir mikrotom üzerinde 7 μm kesitler kesin ve pozitif yüklü slaytlarda toplayın.
- Organoidlerin immünofloresan boyanması
- Balmumunu temizlemek için slaytları 30 dakika boyunca 65 ° C'ye yerleştirin.
- Bölümleri ksilen'e daldırarak deparaffinize edin ve etanol konsantrasyonlarını azaltarak rehidratlayın.
- Antijen maskesini kaldırma çözeltisinde, ticari olarak temin edilebilen bir retriever kullanarak sitrik asit bazında, slaytları çözeltiye 15 dakika batırarak yüksek sıcaklıkta antijen alımı gerçekleştirin (Malzeme Tablosu).
- Bir pap kalem kullanarak dokuyu hidrofobik bir bariyerle çevreleyin.
- Birincil antikorlar ve doku arasındaki spesifik olmayan boyamayı, Bloke edici tamponda inkübe ederek bloke edin.
- Kapsüllenmiş bir odada 4 °C'de gece boyunca inkübasyon çözeltisinde seyreltilmiş birincil antikorların uygun konsantrasyonundaki bölümleri inkübe edin.
- Bölümleri bir yıkama tamponu ile oda sıcaklığında 3 kat durulayın.
- Oda sıcaklığında 1 saat boyunca uygun florokrom konjuge sekonder antikor konsantrasyonunda inkübe edin.
- Bölümleri oda sıcaklığında %0,1 Ara 20-TBS ile 3 kat durulayın. bölümleri DAPI'de (1 μg/mL) 5 dakika boyunca inkübe edin. Bölümleri TBS'de (Tris tamponlu salin) %0,1 Aralık 20 ile bir kez durulayın, kurutun ve bir montaj çözeltisine monte edin (Şekil 4 ve Şekil 5).
NOT: İmmünofloresan boyama için kullanılan primer ve sekonder antikorların kaynak ve optimal çalışma seyreltmesi Malzeme Tablosunda yer almaktadır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Kaynak akciğer dokusu
Trakea ve ekstrapulmoner bronş (Şekil 1A) proksimal hava yolu epitel hücrelerinin ve sonraki jenerasyon proksimal organoidlerin izolasyonunda kaynak doku olarak kullanıldı. Hem parankimi hem de çapı 2 mm'den küçük küçük hava yollarını içeren distal akciğer dokusu (Şekil 1A), küçük hava yolu ve alveoler epitel hücrelerinin (distal akciğer epiteli) izolasyonu ve küçük hava yolu veya alveoler organoidlerin oluşumu için kullanıldı. Psödostratifiye bir epitel ile kaplı proksimal hava yolları, membran proteini NGFR için immünoreaktif olan bol miktarda bazal progenitör hücreyi içerir (Şekil 1B, C). Buna karşılık, alveolleri kaplayan epitel hücreleri, HTII-280 monoklonal antikoru ile apikal membran immünoreaktivitesini gösteren, alveolar tip 2 hücre (AT2) kimliklerini düşündüren bir alt küme içeriyordu (Şekil 1B, D). Bu yüzey belirteçleri, proksimal veya distal bölgelerden izole edilen epitel hücrelerinin tek hücreli süspansiyonlarını alt kümelemek için kullanıldı.
Doku ayrışması ve hücre fraksiyonasyonu
Toplam hücrelerin tek hücreli süspansiyonları, insan akciğer dokusunun proksimal veya distal bölgelerinden izole edildi ve zenginleştirilmiş epitel hücre popülasyonları elde etmek için hem manyetik boncuk hem de FACS kullanılarak fraksiyone edildi (Şekil 2 ve Şekil 3). Kırmızı kan hücreleri, bağışıklık hücreleri ve endotel hücreleri de dahil olmak üzere bol miktarda kirletici hücre tipi, sırasıyla CD235a, CD45 ve CD31'e karşı antikorlar kullanılarak boyandı, ardından bu hücre tiplerinin toplam akciğer hücresi havuzundan tükenmesi için manyetik ilişkili hücre sıralaması yapıldı. Ortaya çıkan "tükenmiş" hücre süspansiyonları, hem distal (Şekil 2E) hem de proksimal (Şekil 3E) doku örneklerinde epitel hücre popülasyonları için önemli ölçüde zenginleştirildi ve FACS verimliliğinde buna karşılık gelen artış oldu. CD45 ve CD31 mikroboncukları kullanılarak CD235a/CD45/CD31 pozitif hücrelerin tükenmesinden sonra distal populasyonda CD31-/CD45-/CD235a- yüzdesi %14'ten (Şekil 2 A,B)'ye (Şekil 2E,F) yükselmiştir. CD235a, CD45 veya CD31 için pozitif boyanan hücrelerin daha fazla FACS tükenmesi, DAPI için pozitif boyanması olan hücrelerin ortadan kaldırılması ve epitel hücre yüzey belirteci CD326 için pozitif seleksiyon, %7'ye kıyasla %33,5'i (Şekil 2 E,G) oluşturan oldukça zenginleştirilmiş bir distal hücre popülasyonuna yol açmıştır (Şekil 2A,C ) negatif popülasyonun tükenmesinden önce. Distal epitel hücre popülasyonlarının daha fazla alt ayarlanması, sırasıyla HTII-280 monoklonal antikoru ile yüzey boyamasına dayalı fraksiyonasyon ile sağlandı (Şekil 2D, H). Buna göre, distal akciğer epitel hücreleri %4.3 HTII-280+ ve %2.6 HTII-280- alt kümelerini (CD31/CD45/CD235a tükenmeden Şekil 2D) ve %30 HTII-280+ ve %3.6 HTII-280- alt kümelerini (CD31/CD45/CD235a'nın tükenmesinden sonra Şekil 2H) içeriyordu.
Proksimal bölgeden izole edilen toplam hücreler CD45 ve CD31 mikroboncukları kullanılarak CD235a/CD45/CD31 pozitif hücreler için tükenmiş ve CD31-/CD45-/CD235a- yüzdesi %17'den (Şekil 3 A,B) %56,6'ya yükselmiştir (Şekil 3E,F). Proksimal bölgeden izole edilen hücrelerde epitel hücre yüzey belirteci CD326 için pozitif seleksiyon, negatif populasyonun tükenmesi olmaksızın sırasıyla% 9.3'e (Şekil 3 A, C) kıyasla, toplam akciğer hücre fraksiyonlarının% 38'ini (Şekil 3E, G) oluşturan oldukça zenginleştirilmiş bir proksimal hücre popülasyonuna yol açmıştır. Proksimal epitel hücre popülasyonlarının daha fazla alt ayarlanması, sırasıyla NGFR'ye karşı antikorlarla yüzey boyamasına dayalı fraksiyonasyon ile sağlandı (Şekil 3D, H). Buna göre, proksimal akciğer epitel hücreleri %2.7 NGFR+ ve %6.5 NGFR- alt kümelerini (CD31/CD45/CD235a tükenmeden Şekil 3D) ve %13'ü NGFR+ ve %25 NGFR- idi (CD31/CD45/CD235a'nın tükenmesinden sonra Şekil 3H).
Akciğer organoid kültürleri
Distal akciğer epitelyal organoidleri, organoid büyüme ve farklılaşmayı optimize etmek için ampirik olarak test edilen ortamlarda büyüme faktörü tükenmiş bazal membran matrisi içinde kültürlendi. PneumaCult-ALI medium, small airway epitelyal cell growth medium (SAECG medium) ve mouse Basal medium olmak üzere üç farklı ortam değerlendirildi. Daha ileri çalışmalar için seçilen PneumaCult-ALI besiyeri kullanılarak optimal organoid büyüme elde edildi. HTII-280+ distal akciğer epitel hücrelerinin kültürleri, ortalama %10'luk koloni oluşturma etkinliği ile hızla genişleyen organoidler vermiştir (Şekil 4A,B). HTII-280 ve SPC monoklonal antikoru kullanılarak 30. gün kültürlerinin immünofloresan boyamasında, ağırlıklı olarak HTII-280+ ve SPC+ distal akciğer epitel hücrelerinden oluşan lümen içeren organoidler saptandı (Şekil 4 C, C' ve Şekil 4 D, D'). Distal akciğer epitelyal HTII-280- hücrelerinin kültürleri, küçük hava yollarınınkine benzeyen psödostratifiye bir epitelden oluşan organoidler verdi (gösterilmedi).
Proksimal akciğer epitel organoidleri, Matrigel'e tohumlanan NGFR + hücrelerinden kültürlendi ve PneumaCult-ALI ortamında 30 gün boyunca kültürlendi. Büyük lümen içeren organoidler gözlendi (Şekil 5 D,E,F) ve koloni oluşturma etkinliği ortalama %7,8 idi (Şekil 5A,B,C). Organoidler, kendini yenileyen Krt5+ ve NGFR+ bazal hücrelerden (Şekil 5D, 5E) oluşan psödostratifiye epitel ve FoxJ1+ siliyer hücreler ve MUC5AC+ sekretuar hücreler dahil olmak üzere farklılaşmış luminal hücre tiplerinden oluşuyordu (Şekil 5D,E).
Şekil 1: İnsan akciğer dokusunun örneklenmesi. (A) İnsan akciğerinin şematik gösterimi, hücre izolasyonu için proksimal ve distal bölgelerin örneklenmesi için strateji gösterir. (B) Akciğerin proksimal ve distal bölgelerinin H&E boyaması. (C,D) Bronşiyal hava yollarının bazal membranında NGFR+ bazal progenitör hücreleri (kırmızı) ve alveollerde HTII-280+ alveoler tip II progenitörleri (yeşil) gösteren ilgili bölgelerin immünofloresan boyanması. ölçek çubuğu = 50 μm. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Distal akciğer hücreleri için temsili sıralama stratejisi. (A,E) Bir biyolojik örnekten akciğerin distal bölgelerinde CD31 ve CD45 manyetik boncukları kullanılarak CD45 + ve CD31 + popülasyonunun tükenmesinden önce ve sonra çeşitli hücre popülasyonlarının yüzdesi. (B,F) CD31/CD45/CD235a pozitif populasyonun tükenmesinden önce ve sonra distal CD31-/CD45-/CD235a- populasyonunun (C,G) Epcam+ populasyonunun CD31/CD45/CD235a pozitif populasyonun tükenmesinden önce ve sonra geçiş stratejisini gösteren FACS grafiğinin temsili görüntüsü. (D,H) HTII-280+/- CD31/CD45/CD235a pozitif hücrelerin tükenmesinden önce ve sonra popülasyon. A-D panelleri aynı biyolojik numuneden, E-H panelleri ise aynı biyolojik numunedendir. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Proksimal akciğer hücreleri için temsili sıralama stratejisi. (A,E) Akciğerin proksimal bölgelerinde CD31 ve CD45 manyetik boncukları kullanılarak CD45+ ve CD31+ popülasyonlarının tükenmesinden önce ve sonra çeşitli hücre popülasyonlarının yüzdesi. (B,F) CD31/CD45/CD235a pozitif populasyonun tükenmesinden önce ve sonra proksimal CD31-/CD45-/CD235a- populasyonunun CD31/CD45/CD235a pozitif populasyonun tükenmesinden önce ve sonra Epcam+ populasyonunun geçiş stratejisini gösteren FACS grafiğinin temsili görüntüsü. (D,H) CD31/CD45/CD235a pozitif hücrelerin tükenmesinden önce ve sonra NGFR+/- popülasyonu. A-D ve E-H panelleri iki farklı biyolojik örnekten hazırlanmıştır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Distal akciğer organoidlerinin karakterizasyonu. (A) PneumaCult-ALI ortamında kültürlenen insan distal organoidlerinin temsili görüntüsü (2x büyütme). (B) Koloni oluşturma etkinliği (%CFE), iki farklı biyolojik örneklemden türetilen organoidlerin üçlü kuyucukları üzerinde hesaplanmıştır. (C, C') HTII-280+ AT2 hücrelerini (yeşil) gösteren ALI ortamında kültürlenen karşılık gelen distal organoidlerin immünofloresan boyaması. (D, D') Bu çalışmada AT2 hücrelerinin izolasyonu için kullanılan belirteç, HTII-280 kostains (yeşil) için başka bir iyi karakterize AT2 hücre belirteci SPC (kırmızı) için. Ölçek çubuğu = 50um. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: İnsan proksimal akciğerinden proksimal organoidlerin karakterizasyonu. (A,B) PneumaCult-ALI orta ölçekli çubukta kültürlenen insan proksimal organoidlerinin temsili görüntüsü 50 μm. (C) Koloni oluşturma etkinliği yüzdesi (%CFE), iki farklı biyolojik örneklemden türetilen organoidlerin üçlü kuyucukları üzerinde hesaplanmıştır. 30. günde farklılaşmış proksimal organoidlerin (D) Krt5+ bazal hücreler (yeşil), FoxJ1+ siliyer hücreler (kırmızı) (E) Krt5+ bazal hücreler (yeşil) ve MUC5AC+ kadeh hücreleri (kırmızı) ile immünofloresan boyanması. (F) Bu çalışmada bazal hücrelerin izolasyonu için kullanılan belirteç, iyi karakterize edilmiş bazal hücre belirteci Krt5 (kırmızı) için NGFR (yeşil) eş boyaları. Ölçek çubuğu = 50 μm. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Moleküler veya fonksiyonel analiz ve hastalık modellemesi için insan akciğer dokusundan tanımlanmış akciğer hücrelerinin alt popülasyonlarının izolasyonu için güvenilir bir yöntem tanımladık. Yöntemlerin kritik unsurları, taze izole edilmiş hücrelerin antikor aracılı zenginleştirilmesine izin veren yüzey epitoplarının korunması ile doku ayrışmasını sağlama yeteneğini ve bölgeye özgü epitel organoidlerinin verimli bir şekilde üretilmesi için kültür yöntemlerinin optimizasyonunu içerir. Üç boyutlu kültürde stromal destek hücreleri ile yeniden birleştirildiğinde organoid oluşturabilen epitelyal progenitör hücrelerin geri kazanılması ve zenginleştirilmesine odaklanıyoruz. Bu kültürlerde organoidlerin klonalitesini tanımlamamış olsak da, izole fare akciğer epitelyal progenitör hücreleri kullanılarak yapılan benzer çalışmaların, farklı floresan muhabirleri barındıran hücrelerin karışık kültürlerinin kullanımına klonal olarak dayandığı gösterilmiştir22,23.
Burada açıklanan yöntemler, sindirilmiş akciğer dokusundan hücre geri kazanımını iyileştirmeyi amaçlayan uyarlamaları içerir. Sindirilmiş numuneler, kalan sindirilmemiş kümeleri daha da bozmak ve homojen bir hücre süspansiyonu elde etmek için 16 gauge'lik bir iğneden geçirilir. Ekstrüde genomik DNA'nın neden olduğu hücre agregasyonu, FACS izolasyonu sırasında kesintisiz bir akışkan akışı sağlayan homojen bir hücre preparatı üreten DNaz I eklenerek hafifletildi. Birlikte bu basit modifikasyonlar, hedef hücre popülasyonlarının iyileşmesini arttırır ve FACS zenginleştirmesi sırasında kümelenmeye bağlı gecikmeleri önler.
Önceki protokoller, hücre izolasyonu 4,5'ten önce tek bir hücre süspansiyonu sağlamak için Elastaz, dispase ve tripsin / 2 mM EDTA ile doku sindirimini gerektirir. Bununla birlikte, proteazların bu kombinasyonu yüzey proteinlerinin kaybına yol açar ve antikor boyama ve FACS'den önce yüzey proteinlerinin yeniden ekspresyonu için hücrelerin purkol kaplı kültür kaplarında gece boyunca kültürlenmesini gerektirir. Buna karşılık, akciğer dokusunu nazikçe bozmak için Liberaz ve mekanik ajitasyonun kombinasyonu, antikor boyama ve FACS zenginleştirme için yüzey epitoplarını korurken daha hızlı bir şekilde gerçekleştirilebilen daha verimli, ancak daha hafif bir ayrışma protokolü sağlar. Böylece toplam doku işleme süresi yoğunlaşır ve doku ayrışmasından hemen sonra FACS izolasyonu yapılabilir.
Bu yöntemler, epitelyal progenitör hücrelerin izolasyonuna ve in vitro kültürüne, menşe bölgelerinin özel soy temsilcisini veren izin verir. Bununla birlikte, bu yöntemler benzer şekilde immün, vasküler ve stromal hücre tipleri gibi diğer hücre popülasyonlarının tanımlanması ve zenginleştirilmesinde de uygulanabilir. Bu, özellikle vasküler ve epitel bölmelerinin modellenmesine ve bağışıklık hücreleri gibi diğer hücre tiplerinin tanıtılmasına izin veren bölgesel akciğer çip üzerinde çip üzerinde epitel sistemlerinin geliştirilmesi için uygulanabilirolabilir 24,25,26. Yakın zamanda yapılan bir çalışmada, bu metodoloji kullanılarak üretilen alveoler epitelin 3D organoid kültürlerini, akciğerin COVID 19 modellemesini incelemek ve SARS-CoV-2 enfeksiyonuna karşı terapötik hedefleri taramak için bir araç olarak kullandık. 27 adet
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak hiçbir şeyleri yoktur.
Acknowledgments
IFC ve H ve E boyama için Mizuno Takako'nun, doku kesiti için Vanessa Garcia'nın ve el yazması hazırlanmasına yardımcı olduğu için Anika S Chandrasekaran'ın desteğine teşekkür ederiz. Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri (5RO1HL135163-04, PO1HL108793-08) ve Celgene IDEAL Konsorsiyumu tarafından desteklenmektedir.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Isolation | |||
| 10 mL Sterile syringes, Luer-Lok Tip | Fisher scientific | BD 309646 | |
| 30 mL Sterile syringes, Luer-Lok Tip | VWR | BD302832 | |
| Biohazard bags | VWR | 89495-440 | |
| Biohazard bags | VWR | 89495-440 | |
| connecting ring | Pluriselect | 41-50000-03 | |
| Deoxyribonuclease (lot#SLBF7798V) | sigma Aldrich | DN25-1G | |
| Disposable Petri dishes | Corning/Falcon | 25373-187 | |
| Funnel | Pluriselect | 42-50000 | |
| HBSS | Corning | 21-023 | |
| Liberase TM Research Grade | sigma Aldrich | 5401127001 | |
| needle 16G | VWR | 305198 | |
| needle 18G | VWR | 305199 | |
| PluriStrainer 100 µm (Cell Strainer) | Pluriselect | 43-50100-51 | |
| PluriStrainer 300 µm (Cell Strainer) | Pluriselect | 43-50300-03 | |
| PluriStrainer 40 µm (Cell Strainer) | Pluriselect | 43-50040-51 | |
| PluriStrainer 500 µm (Cell Strainer) | Pluriselect | 43-50500-03 | |
| PluriStrainer 70 µm (Cell Strainer) | Pluriselect | 43-50070-51 | |
| Razor blades | VWR | 55411-050 | |
| Red Blood Cell lysis buffer | eBioscience | 00-4333-57 | |
| Equipment’s | |||
| GentleMACS C Tubes | MACS Miltenyi Biotec | 130-096-334 | |
| GentleMACS Octo Dissociator | MACS Miltenyi Biotec | 130-095-937 | |
| Leica ASP 300s Tissue processor | |||
| LS Columns | MACS Miltenyi Biotec | 130-042-401 | |
| MACS MultiStand** | Miltenyi Biotech | 130-042-303 | |
| Thermomixer | Eppendorf | 05-412-503 | |
| Thermomixer | Eppendorf | 05-412-503 | |
| HBSS+ Buffer | |||
| Amphotericin B | Thermo fisher scientific | 15290018 | 2ml |
| EDTA (0.5 M), pH 8.0, RNase-free | Thermo fisher scientific | AM9260G | 500µl |
| Fetal Bovine Serum | Gemini Bio-Products | 100-106 | 10ml |
| HBSS Hank's Balanced Salt Solution 1X 500 ml | VWR | 45000-456 | 500ml bottle |
| HEPES (1 M) | Thermo fisher scientific | 15630080 | 5ml |
| Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture | Thermo fisher scientific | 15640055 | 5ml |
| List of antibodies for FACS | |||
| Alexa Fluor 647 anti-human CD326 (EpCAM) Antibody | BioLegend | 369820 | 1:50 |
| BD CompBead Anti-Mouse Ig, K/ Negative control particles set | Fisher Scientific | BDB552843 | |
| CD31 MicroBead Kit, human | Miltenyi Biotec | 130-091-935 | 20µl/ 107 total cells |
| CD45 MicroBeads, human | Miltenyi Biotec | 130-045-801 | 20µl/ 107 total cells |
| DAPI | Sigma Aldrich | D9542-10MG | 1:10000 |
| FITC anti-human CD235a | BioLegend | 349104 | 1:100 |
| FITC anti-human CD31 | BioLegend | 303104 | 1:100 |
| FITC anti-human CD45 | BioLegend | 304054 | 1:100 |
| FITC anti-mouse IgM Antibody | BioLegend | 406506 | 1:500 |
| Mouse IgM anti human HT2-280 | Terrace Biotech | TB-27AHT2-280 | 1:300 |
| PE anti-human CD271(NGFR) | BioLegend | 345106 | 1:50 |
| Composition of Organoid Culture mediums | |||
| MRC-5 | ATCC | CCL-171 | |
| PneumaCult -ALI Medium | Stemcell Technologies | 5001 | |
| Small Airway Epithelial Cell Growth Medium | PromoCell | C-21170 | |
| ThinCert Tissue Culture Inserts, Sterile | Greiner Bio-One | 662641 | |
| Y-27632 (ROCK inhibitor) 100mM stock (1000x) | Stemcell Technologies | 72302 | |
| Mouse Basal medium: | |||
| Amphotericin B | Thermo fisher scientific | 15290018 | 50 µl |
| DMEM/F-12, HEPES | ThermoFisher scientific | 11330032 | 50 ml |
| Fetal Bovine Serum | Gemini Bio-Products | 100-106 | 5 ml |
| Insulin-Transferrin-Selenium (ITS -G) (100X) | ThermoFisher scientific | 41400045 | 500 µl |
| Penicillin-Streptomycin-Neomycin (PSN) Antibiotic Mixture | Thermo fisher scientific | 15640055 | 500 µl |
| SB431542 TGF-β pathway inhibitor (stock 100 mM) | Stem cell | 72234 | 5 µl |
| List of antibodies for Immunohistochemistry | |||
| Antigen unmasking solution, citric acid based | Vector | H-3300 | 937 µl in 100ml water |
| Histogel | Thermo Scientific | HG-4000-012 | |
| Primary Antibodies | |||
| Anti HT2-280 | Terracebiotech | TB-27AHT2-280 | 1:500 |
| FOXJ1 Monoclonal Antibody (2A5) | Thermo Fisher Scientific | 14-9965-82 | 1:300 |
| Human Uteroglobin/SCGB1A1 Antibody | R and D systems | MAB4218 | 1:300 |
| Keratin 5 Polyclonal Chicken Antibody, Purified [Poly9059] | Biolegend | 905901 | 1:500 |
| MUC5AC Monoclonal Antibody (45M1) | Thermo Fisher Scientific | MA5-12178 | 1:300 |
| PDPN / Podoplanin Antibody (clone 8.1.1) | LifeSpan Biosciences | LS-C143022-100 | 1:300 |
| Purified Mouse Anti-E-Cadherin | BD biosciences | 610182 | 1:1000 |
| Sox-2 Antibody | Santa Cruz biotechnologies | sc-365964 | 1:300 |
| Secondary Antibodies | |||
| Donkey anti-rabbit lgG, 488 | Thermo Fisher Scientific | A-21206 | 1:500 |
| FITC anti-mouse IgM Antibody | BioLegend | 406506 | 1:500 |
| Goat anti-Hamster IgG (H+L), Alexa Fluor 594 | Thermo Fisher Scientific | A-21113 | 1:500 |
| Goat anti-Mouse IgG1 Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific | A-21121 | 1:500 |
| Goat anti-Mouse IgG2a Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488 | Thermo Fisher Scientific | A-21131 | 1:500 |
| Goat anti-Mouse IgG2a Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 568 | Thermo Fisher Scientific | A-21134 | 1:500 |
| Goat anti-Mouse IgG2b Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 568 | Thermo Fisher Scientific | A-21144 | 1:500 |
| Buffers | |||
| Immunohistochemistry Blocking Solution | 3% BSA, o.4% Triton-x100 in TBS (Tris based saline) | ||
| Immunohistochemistry Incubation Solution | 3% BSA, ).1% Triton-X100 in TBS | ||
| Immunohistochemistry Washing Solution | TBS with 0.1% Tween 20 |
References
- Rackley, C. R., Stripp, B. R. Building and maintaining the epithelium of the lung. Journal of Clinical Investigation. 122 (8), 2724-2730 (2012).
- Montoro, D. T., et al. A revised airway epithelial hierarchy includes CFTR-expressing ionocytes. Nature. 560 (7718), 319-324 (2018).
- Plasschaert, L. W., et al. A single-cell atlas of the airway epithelium reveals the CFTR-rich pulmonary ionocyte. Nature. 560 (7718), 377-381 (2018).
- Barkauskas, C. E., et al. Type 2 alveolar cells are stem cells in adult lung. Journal of Clinical Investigation. 123 (7), 3025-3036 (2013).
- Barkauskas, C. E., et al. Lung organoids: current uses and future promise. Development. 144 (6), 986-997 (2017).
- Leeman, K. T., Fillmore, C. M., Kim, C. F. Lung Stem and Progenitor Cells in Tissue Homeostasis and Disease. Stem Cells in Development and Disease. 107, 207-233 (2014).
- Rawlins, E. L., et al. The Role of Scgb1a1(+) Clara Cells in the Long-Term Maintenance and Repair of Lung Airway but Not Alveolar, Epithelium. Cell Stem Cell. 4 (6), 525-534 (2009).
- Rock, J. R., et al. Basal cells as stem cells of the mouse trachea and human airway epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (31), 12771-12775 (2009).
- Chang, W. I., et al. Bmp4 is essential for the formation of the vestibular apparatus that detects angular head movements. Plos Genetics. 4 (4), 1000050 (2008).
- McQualter, J. L., Bertoncello, I. Concise Review: Deconstructing the Lung to Reveal Its Regenerative Potential. Stem Cells. 30 (5), 811-816 (2012).
- Gonzalez, R. F., Allen, L., Gonzales, L., Ballard, P. L., Dobbs, L. G. HTII-280, a Biomarker Specific to the Apical Plasma Membrane of Human Lung Alveolar Type II Cells. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 58 (10), 891-901 (2010).
- Rock, J. R., et al. Notch-Dependent Differentiation of Adult Airway Basal Stem Cells. Cell Stem Cell. 8 (6), 639-648 (2011).
- Page, H., Flood, P., Reynaud, E. G. Three-dimensional tissue cultures: current trends and beyond. Cell and Tissue Research. 352 (1), 123-131 (2013).
- Hynds, R. E., Giangreco, A. Concise Review: The Relevance of Human Stem Cell-Derived Organoid Models for Epithelial Translational Medicine. Stem Cells. 31 (3), 417-422 (2013).
- Lancaster, M. A., Knoblich, J. A. Organogenesis in a dish: Modeling development and disease using organoid technologies. Science. 345 (6194), (2014).
- Weber, C.
- Fatehullah, A., Tan, S. H., Barker, N. Organoids as an in vitro model of human development and disease. Nature Cell Biology. 18 (3), 246-254 (2016).
- Nikolic, M. Z., Rawlins, E. L. Lung Organoids and Their Use To Study Cell-Cell Interaction. Current Pathobiology Reports. 5 (2), 223-231 (2017).
- Sato, T., et al. Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett's epithelium. Gastroenterology. 141 (5), 1762-1772 (2011).
- Reynolds, B. A., Rietze, R. L. Neural stem cells and neurospheres--re-evaluating the relationship. Nature Methods. 2 (5), 333-336 (2005).
- Chua, C. W., et al. Single luminal epithelial progenitors can generate prostate organoids in culture. Nature Cell Biology. 16 (10), 951-961 (2014).
- Teisanu, R. M., et al. Functional analysis of two distinct bronchiolar progenitors during lung injury and repair. American Journal of Respiratory and Cellular Molecular Biology. 44 (6), 794-803 (2011).
- Chen, H., et al. Airway epithelial progenitors are region specific and show differential responses to bleomycin-induced lung injury. Stem Cells. 30 (9), 1948-1960 (2012).
- Benam, K. H., et al. Small airway-on-a-chip enables analysis of human lung inflammation and drug responses in vitro. Nature Methods. 13 (2), 151-157 (2016).
- Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
- Jain, A., et al. Primary Human Lung Alveolus-on-a-chip Model of Intravascular Thrombosis for Assessment of Therapeutics. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 103 (2), 332-340 (2018).
- Mulay, A., et al. SARS-CoV-2 infection of primary human lung epithelium for COVID-19 modeling and drug discovery. bioRxiv. , (2020).
