Summary
Aqui, apresentamos um novo protocolo para estudar e mapear a deposição direcionada dos portadores de drogas para células endoteliais em modelos de artéria humanas fabricadas, de tamanho real, tridimensionais sob fluxo fisiológico. O método apresentado pode servir como uma nova plataforma para o direcionamento de portadores de drogas dentro do sistema vascular.
Abstract
O uso de modelos tridimensionais (3D) de artérias humanas, que são projetados com as dimensões corretas e anatomia, permite a modelagem adequada de vários processos importantes no sistema cardiovascular. Recentemente, embora vários estudos biológicos tenham sido realizados utilizando tais modelos 3D de artérias humanas, eles não foram aplicados para estudar o direcionamento vascular. Este artigo apresenta um novo método para fabricar modelos arteriais humanos reconstruídos de tamanho real usando uma técnica de impressão 3D, forra-los com células endoteliais humanas (CE) e estudar partículas direcionadas sob fluxo fisiológico. Esses modelos têm a vantagem de replicar o tamanho fisiológico e as condições dos vasos sanguíneos no corpo humano usando componentes de baixo custo. Esta técnica pode servir como uma nova plataforma para estudar e entender a segmentação de medicamentos no sistema cardiovascular e pode melhorar o design de novas nanomedicinas injetáveis. Além disso, a abordagem apresentada pode fornecer ferramentas significativas para o estudo da entrega direcionada de diferentes agentes para doenças cardiovasculares sob fluxo específico do paciente e condições fisiológicas.
Introduction
Várias abordagens foram recentemente aplicadas utilizando modelos 3D de artérias humanas1,2,3,4,5. Esses modelos replicam a anatomia fisiológica e o ambiente de diferentes artérias do corpo humano in vitro. No entanto, eles têm sido usados principalmente em estudos de biologia celular. Estudos atuais sobre direcionamento vascular de partículas para o endotélio incluem em simulações computacionais silico 6,7,8, modelos microfluidos in vitro 9,10,11, e in vivo modelos animais12. Apesar dos insights que eles forneceram, esses modelos experimentais falharam em simular com precisão o processo de segmentação que ocorre nas artérias humanas, onde o fluxo sanguíneo e a hemodinâmica constituem fatores dominantes. Por exemplo, o estudo de partículas direcionadas a regiões ateroscleróticas na bifurcação da artéria carótida, conhecida por seu complexo padrão de fluxo de recirculação e gradiente de estresse de cisalhamento de parede, pode impactar a viagem tomada pelas partículas antes de atingirem o endotélio13,14,15,16. Portanto, esses estudos devem ser realizados em condições que replicam o ambiente fisiológico, ou seja,tamanho, dimensão, anatomia e perfil de fluxo.
Recentemente, este grupo de pesquisa fabricou modelos arteriais humanos reconstruídos em 3D para estudar a deposição e direcionamento de partículas para a vasculatura17. Os modelos foram baseados em réplicas geométricas 3D de vasos sanguíneos humanos, que foram então cultivadas com CEs humanos que posteriormente forraram suas paredes internas. Além disso, quando submetidos a um sistema de perfusão que produz fluxo fisiológico, os modelos replicaram com precisão as condições fisiológicas. O sistema de perfusão foi projetado para perfumar fluidos a uma taxa de fluxo constante, utilizando uma bomba peristáltica em configurações de circuito fechado e aberto(Figura 1). O sistema pode ser usado como um circuito fechado para mapear a deposição de partículas e direcionar para as células semeadas dentro do modelo carótida. Além disso, pode ser usado como um circuito aberto para lavar partículas não aderentes no final dos experimentos e para limpar e manter o sistema. Este artigo apresenta protocolos para a fabricação de modelos 3D da bifurcação carótida humana, design do sistema de perfusão e mapeamento da deposição de partículas-alvo dentro dos modelos.
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Protocol
NOTA: Este protocolo descreve a fabricação de um modelo 3D da artéria carótida e pode ser aplicado para gerar qualquer outra artéria de interesse simplesmente modificando os parâmetros geométricos.
1. Design e fabricação de uma bifurcação 3D do modelo de artéria carótida humana
- Escolha imagens de pacientes ou geometrias previamente estudadas da bifurcação da artéria carótida humana e crie um modelo de design auxiliado por computador do molde que precisa ser impresso.
NOTA: A bifurcação da artéria carótida tem uma entrada e duas tomadas. É importante projetar uma moldura de molde 3D ao redor da artéria e suportes temporários de impressão entre a estrutura e o molde da artéria(Figura 2A-C). - Imprima as geometrias usando uma impressora 3D. Corte os suportes temporários de impressão e use lixa para polir e suavizar os moldes, especialmente nas áreas onde os suportes foram cortados. Enxágüe o modelo lixado com álcool isopropílico para remover o pó plástico e deixe secar completamente em uma capa química por 2-3 h.
NOTA: Aqui, os moldes impressos foram feitos de resina clara v4 (Figura 2D,E). - Para dissolver facilmente o plástico, pulverize os moldes com laca transparente dentro de uma capa química e deixe secar ao ar por 1h. Repita este 3x.
NOTA: Aqui, foi usado spray claro 2X ultra cover, mas qualquer outro tipo deve ser adequado desde que não seja laca de madeira. Confirme se não há plástico exposto porque o plástico pode reagir com o silicone e evitar que ele se solidifique corretamente. A qualidade da superfície pulverizada determinará a qualidade da superfície do modelo final de silicone. - Corte slides/tiras retangulares transparentes de plástico liso das mesmas dimensões do quadro de moldes, e cole-os usando a laca para o quadro em todos os lados e de um lado da moldura, de tal forma que ela será selada na parte inferior e aberta na parte superior. Aplique a laca usando uma escova de tinta dentro de uma capa química, e deixe que os slides sequem completamente por pelo menos 24 h(Figura 2F).
- Para preparar a mistura de borracha de silicone, adicione silicone líquido com seu agente de cura (proporção de massa 1:10) em uma placa de plástico e mexa bem para garantir a mistura completa. Para o modelo carótida, adicione 54 g do silicone e 6 g de seu agente de cura.
- Esfrie a mistura por 15 min a 4 °C, depois desgas-la em um desiccador a vácuo até que todas as bolhas de ar tenham sido eliminadas. Coloque o molde no desiccator (com o lado aberto virado para cima), despeje lentamente a mistura de silicone no molde e remova novamente as bolhas de ar até que a mistura esteja clara.
- Deixe o molde ficar com o silicone durante a noite à temperatura ambiente (se possível, deixe-o no desiccator sem vácuo). Se a mistura não tiver secado totalmente, incuba-a a 60 °C por mais algumas horas.
- Uma vez que a mistura esteja totalmente seca, remova os slides transparentes e mergulhe o modelo em acetona absoluta por 48 h em uma capa química até que o plástico esteja totalmente dissolvido. Remova as sobras de plástico com uma vara de madeira. Para evaporar a acetona presa dentro do modelo, incuba-a a 60 °C por pelo menos 4 dias antes da semeadura celular.
2. Cultura celular e semeadura em modelos
- Prepare três conectores para o modelo carótida: um para a entrada e dois para as tomadas (ver Tabela de Materiais). Esterilize o modelo e os conectores por irradiação ultravioleta em uma capa biológica por 20 minutos.
- Cubra os modelos com 4 mL de fibronectina de 100 μg/mL (em salina tamponada de fosfato de 1x, (PBS)) por 2 h a 37 °C ou durante a noite a 4 °C. Injete a solução de fibronectina no modelo através da entrada usando uma seringa de plástico de 5 ou 10 mL. Remova a fibronectina através da tomada e lave o modelo com meio CE.
- Suspender 2,5 × 106 células/mL células endoteliais de veias umbilicais humanas (HUVECs, passagem < 6), e encher o modelo com 4 mL de suspensão celular utilizando uma seringa plástica de 5 ou 10 mL(Figura 3A). Coloque o modelo em uma rotadora dentro de uma incubadora (37 °C) a uma velocidade de 1 rpm por 48 h para garantir a semeadura homogênea. Certifique-se de que o modelo está bem conectado ao rotador(Figura 3B). Troque o meio após 24h dentro de uma capa biológica, e retorne à rotadora dentro da incubadora por mais 24h.
NOTA: Após 24 horas, as células são semeadas e podem ser imagens usando um microscópio. - Retire o modelo do rotador e lave com 1x PBS usando uma seringa de plástico de 10 mL. Para fixar as células, incubar as células com 4 mL de 4% de paraformaldeído (PFA) ao modelo por 15 minutos dentro de uma capa química e, em seguida, enxaguar 3x com PBS. Adicione 4 mL de PBS e armazene a 4 °C até o experimento(Figura 3C). Manche as células dentro do modelo usando protocolos de coloração padrão (por exemplo, coloração nuclear com 4′,6-diamidino-2-fenilômado (DAPI), Figura 3D).
3. Projeto do sistema de perfusão
- O sistema de perfusão tem duas entradas e dois tubos de saída. Mescle as duas entradas em um único tubo de ID de 4 mm e novamente em dois tubos de ID de 6 mm, que se conectam à bomba peristáltica. Mescle os dois tubos de ID de 6 mm que saem da bomba peristáltica em um único tubo de 4 mm e conecte-o a um amortecedor de oscilação para eliminar quaisquer oscilações da bomba. Use uma garrafa de boca estreita de 250 mL com uma tampa de três orifícios como amortecedor.
- Conecte um orifício à entrada da bomba, feche o segundo com uma rolha que é usada para ventilação de pressão em emergências e estenda o terceiro orifício (que é a saída) até a parte inferior da garrafa.
- Conecte o amortecedor à entrada do modelo carótida cultivado usando o tubo de saída. Mescle as duas tomadas do modelo a uma tubulação, que será a saída do sistema (Todas as tubulações são de 4 mm de ID).
- Divida a tubulação de saída em dois tubos de saída (um para o circuito fechado e outro para o recipiente de resíduos no circuito aberto). Coloque um grampo plástico em cada tubo.
NOTA: A combinação de grampos abertos/fechados determinará se o sistema está em uma configuração de circuito fechado ou aberto. Como mostrado na Figura 1, se os grampos a e d estiverem próximos enquanto b e c estiverem abertos, o sistema é um circuito fechado; o inverso traz o sistema para a configuração do circuito aberto. - Prepare três recipientes: um que pode conter fluido de 300 mL (para circuito fechado) e outros dois de 1 L cada: um para lavagem e outro para resíduos (para circuito aberto).
4. Configuração de circuito fechado: experimento de perfusão e imagem
- Adicione 300 mL de PBS ao contêiner de circuito fechado, o que é suficiente para encher todo o sistema, incluindo o tubo e o modelo. Coloque um tubo de entrada e um tubo de saída (grampos abertos b e c) dentro do recipiente.
- Encha o recipiente de lavagem 1 L com água destilada (para lavar no final do experimento), e deixe o outro recipiente de resíduos de 1 L vazio. Coloque a outra tubulação de entrada e saída (grampos de fechamento a e d) nos recipientes de lavagem e resíduos, respectivamente.
- Tire o modelo carótida cultivado por célula fixa do armazenamento de 4 °C e esvazie o PBS. Conecte a entrada e as tomadas da carótida conforme descrito nas etapas 3.3-3.4. Não deixe o modelo seco por muito tempo. Uma vez que o modelo esteja conectado, ative a bomba para perfundir o fluido.
- Coloque o modelo carótida sob o microscópio. Abra a tubulação antes da entrada e depois da saída do modelo carótida. Coloque a bomba peristáltica a 10 rpm e ligue-a. Aumente a velocidade em incrementos de 5 rpm, a cada 4-5 min. Certifique-se de que não há vazamentos.
- A 100 rpm, o que equivale à taxa de fluxo máximo da forma de onda fisiológica da artéria carótida humana (~400 mL/min), adicione partículas fluorescentes de poliestireno carboxil (PS) (2 μm, a uma concentração de 1,6 μg/mL) aos 300 mL de PBS no contêiner de circuito fechado. Imagem da região de interesse a cada 10 s por 1,5 h (imagens ou vídeos ainda únicos conforme necessário).
5. Configuração de circuito aberto: a etapa de lavagem
- Abra os grampos dos tubos de lavagem e resíduos nos recipientes de 1 L (grampos a e d), e feche imediatamente os grampos dos tubos de entrada e saída no recipiente de 300 mL (grampos b e c) para alterar o sistema de uma configuração de circuito fechado para aberto.
- Deixe a maior parte da água fluir do recipiente de lavagem para o recipiente de resíduos a 100 rpm. Antes de ser completamente transferido, pressione parar na bomba peristáltica e feche os grampos do tubo antes da entrada e após a saída do modelo carótida.
- Utilizando os filtros apropriados, capture imagens do modelo na região de interesse para mostrar a deposição e a adesão de partículas às células. Desconecte o modelo carótida. Adicione cuidadosamente e lentamente 4 mL de PBS com uma seringa de 10 mL através da entrada do modelo.
- Conecte um "modelo manequim", (que também é um modelo carótida de borracha de silicone 3D usado apenas para lavar, sem células cultivadas) em vez do modelo carótida, e enxágue o sistema. Adicione mais 1 L de água e lave o sistema novamente até que toda a água seja transferida do recipiente de lavagem para o lixo. Desligue a bomba peristáltica.
6. Aquisição e análise de dados
- Adquira um filme digital de depoimento de partículas na região de interesse com as imagens tiradas durante o experimento, utilizando um código de software personalizado (ver a Tabela de Materiais).
- Para o mapeamento da deposição das partículas ao longo do modelo, ladrilhos múltiplas imagens para cobrir a região de interesse examinada (Figura 4A,B).
NOTA: Um código de software personalizado pode ser escrito para quantificar o número de partículas aderidas em um local de interesse (um arquivo de amostra foi fornecido como Informações Suplementares)17.
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Representative Results
Este artigo apresenta um novo protocolo para mapear a deposição de partículas dentro de modelos de artéria humana 3D de tamanho real, que podem fornecer uma nova plataforma para pesquisa de entrega de medicamentos. Utilizando uma técnica de impressão 3D, foi fabricado um modelo da artéria de bifurcação carótida humana(Figura 2). O modelo era feito de borracha de silicone e semeado com CEs humanos (Figura 3). É importante ressaltar que este protocolo possibilitou a replicação de condições fisiológicas, especialmente no que diz respeito à dinâmica dos fluidos. Um sistema de perfusão foi projetado para infundir partículas à bifurcação carótida sob fluxo constante na magnitude da forma de onda fisiológica característica do carótida. A Figura 1 apresenta o sistema de perfusão, que consiste na bomba peristáltica, um amortecedor de oscilação, o modelo de bifurcação cultivado, tubos e recipientes fluidos.
Para mapear a deposição e a adesão das partículas perfusadas, o modelo arterial foi imageado sob um estereótipo, tanto no final do experimento quanto após a lavagem (etapa 5.3). As imagens foram capturadas usando 2x objetivo e se uniram para formar toda uma imagem do modelo. Em seguida, o número de partículas aderidas foi calculado usando um código de software personalizado. Para examinar a formação do padrão de recirculação na bifurcação, foram infundidas contas de vidro fluorescentes de 10 μm no modelo. A Figura 4A mostra a recirculação, o que sugere que as condições dentro do modelo imitam condições fisiológicas.
Para mapear a deposição de partículas dentro do modelo, partículas de PS fluorescentes de 2 μm foram infundidas, e sua adesão aos CEs foi imageada(Figura 4B,C). Essas partículas aderiram de forma diferente em várias regiões ao longo do modelo-mais adesão foi observada fora da área de recirculação, onde o estresse da tesoura de parede é alto. Esses resultados foram previamente discutidos para mostrar que a adesão de partículas é uma função da geometria do modelo, características da superfície de partículas e estresse de corte17. Estes mapas de deposição são relativamente simples e podem ser rapidamente obtidos para triagem da afinidade dos portadores de medicamentos e direcionados em condições fisiológicas em modelos específicos do paciente.
Figura 1: O sistema de perfusão. Um sistema de perfusão foi projetado para perfumar fluidos sob fluxo constante. É composto por (1) uma bomba peristáltica, (2) um amortecedor de oscilação, (3) o modelo arterial 3D cultivado e três recipientes de vidro: dois com capacidade de 1 L (4 e 6) e um terço que pode conter fluido de 300 mL (5). O sistema pode operar em duas configurações: (i) um circuito aberto, no qual os grampos a+d estão abertos e b+c estão fechados, ou (ii) um circuito fechado, no qual os grampos a+d são fechados e b+c estão abertos. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Processo de fabricação de um modelo de bifurcação da artéria carótida 3D. (A-C) Foi projetada a bifurcação carótida humana, a estrutura de molde ao redor da artéria e suportes temporários de impressão. (D, E) As geometrias foram impressas usando uma impressora 3D. (F) Os suportes temporários de impressão foram cortados, e o modelo foi lixado e pulverizado com laca. Em seguida, slides retangulares transparentes foram colados ao quadro de todos os lados. A borracha de silicone foi lançada quando a cola estava seca. Abreviação: 3D = tridimensional. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: Semeadura de CEs dentro de modelos 3D da artéria carótida. (A) Modelo 3D real da bifurcação carótida humana feita de borracha de silicone. O modelo foi cultivado com CEs humanos e preenchido com meio celular. (B) O modelo cultivado foi colocado em um rotador a 37 °C por 48 h. (C) Imagens dos CEs cultivados dentro do modelo 3D em brightfield e (D) com DAPI para coloração nuclear em azul. Barras de escala = 10 μm. Abreviaturas: ECs = células endoteliais; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenildole; 3D = tridimensional. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4: Perfusing e mapeamento da adesão de partículas. (A) Imagem de linha de raia de aerogás e recirculação (retângulo tracejado) gerada após a perfusão de partículas de vidro fluorescentes de 10 μm a um fluxo constante de 400 mL/min através do modelo. (B) Mapa de deposição das partículas PS fluorescentes de 2 μm (em vermelho) dentro do modelo 3D cultivado. Barra de escala = 2 mm. (C) Adesão das partículas (em vermelho) aos CEs cultivados (em azul-DAPI) dentro do modelo a uma ampliação de 10x. Barra de escala = 10 μm. Abreviaturas: PS = poliestireno; 3D = tridimensional; CES = células endoteliais; DAPI = 4′,6-diamidino-2-fenildole. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Informações suplementares: Clique aqui para baixar este Arquivo.
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Discussion
As abordagens atuais para estudar o direcionamento vascular de partículas ficam aquém na replicação das condições fisiológicas presentes no corpo humano. Apresentado aqui é um protocolo para fabricar modelos reconstruídos em 3D de artérias humanas para estudar partículas direcionadas às CES que revestem a artéria sob fluxo fisiológico aplicado usando um sistema de perfusão personalizado. Ao escolher o material para impressão 3D, é melhor usar um plástico transparente para evitar a transferência de pigmento para o modelo de silicone, que deve ser o mais transparente possível. Além disso, é importante escolher um material que não se dissolva em acetona, mas em vez disso se torna macio e frágil e pode posteriormente ser facilmente removido do modelo.
Os modelos 3D apresentados são feitos de borracha de silicone, um silicone transparente, misturado com seu agente de cura. É importante garantir que a mistura esteja sempre em temperatura ambiente ou abaixo, caso contrário, o crosslinking entre o silicone e o agente de cura começará antes da desgassagem e fundição nos moldes. Embora a polidimetilsiloxana também possa ser usada para fabricar tais modelos (proporção 1:10 com seu crosslinker), a borracha de silicone é mais durável. Depois de imergir o modelo em acetona para dissolver o plástico, é crucial incuba-lo a 60 °C por pelo menos 4 dias para garantir a evaporação completa de qualquer resíduo de acetona. Se alguma acetona permanecer presa dentro do modelo, as células não crescerão adequadamente. Mudar o meio após 24h e fixação das células após 48 h são as duas etapas que envolvem injeção manual de fluido usando uma seringa de 10 mL. Por isso, é importante permear lentamente, caso contrário as células podem ser lavadas.
O sistema de perfusão tem duas entradas e dois tubos de saída. Cada tubo tem um grampo de tubo plástico para controle de fluxo. A maior parte do sistema de tubulação é composta por tubos de dimetr interno de 4 mm (ID), exceto para os tubos que estão fixados na bomba, que são tubos de 6 mm de ID. O ID dos tubos fixados na bomba determinará a taxa máxima de fluxo que pode ser alcançada no sistema. Este sistema de perfusão também pode gerar uma forma de onda pulsante superpondo oscilações no fluxo médio constante17, conectando a saída do amortecedor a um conjunto oscilador, que substitui a parte oscilatória de uma onda desejada na taxa de fluxo constante produzida pela bomba peristáltica. Esta configuração permite a operação sob fluxo oscilatório ou sob condições constantes de fluxo quando o oscilador é desligado.
Neste artigo, o sistema de perfusão foi personalizado com base em experimentos com a bifurcação da artéria carótida humana 3D. Portanto, se outros modelos arteriais ou outros tubos forem utilizados, as quantidades de fluidos e a taxa de fluxo podem exigir ajustes. Nesses casos, o sistema e a taxa de fluxo terão de ser calibrados, garantindo sem desprendimento celular das paredes do modelo. É muito importante aumentar gradualmente a vazão na bomba peristáltica para garantir que as células não sejam lavadas com o fluxo. Além disso, é fundamental garantir que todo o sistema, incluindo o tubo, o modelo, bem como o recipiente estejam cheios de fluidos (por exemplo,neste caso, foi preenchido com um volume total de 300 mL de fluido). Além disso, antes e depois de cada experimento, o sistema deve ser lavado com água destilada em uma configuração de circuito aberto.
O sangue também pode ser perfundido nos modelos usando o sistema de perfusão17. Neste caso, deve-se ter cuidado extra para evitar qualquer vazamento, especialmente se o sangue humano for usado. Além disso, a etapa de lavagem é crucial, pois o alvejante deve ser perfundido no final do experimento para garantir a lavagem completa do sangue. Após o alvejante, a água deve ser perfundida como mencionado no protocolo. É importante notar que neste artigo foram utilizadas partículas PS carboxiladas, que possuem uma composição uniforme e uma distribuição de tamanho estreito. Além disso, essas partículas aderem às células principalmente através de interações eletrostáticas. No entanto, outros nanocarriers de drogas podem ser usados, e o direcionamento específico deve ser examinado também com partículas rotuladas por ligante, por exemplo,para a molécula de adesão anti-intercelular 1 e a molécula de adesão celular endotelial anti-plaqueta 1, o que aumentará o acúmulo de partículas para ECs no local de interesse.
Além disso, neste protocolo, as CE foram fixadas antes de conectar os modelos ao sistema de perfusão e injeção das partículas. A adesão de partículas às células fixas representa o primeiro estágio do processo de ligação e, portanto, experimentos com células vivas precisam ser realizados, onde a internalização das partículas pode ocorrer durante estágios posteriores do processo de adesão. Este protocolo pode ser usado para fabricar modelos arteriais 3D para o estudo de portadores de drogas em condições fisiológicas. A abordagem delineada pode auxiliar no estudo da entrega de agentes em condições específicas do paciente.
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Disclosures
Os autores não declaram conflitos de interesse.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela Israel Science Foundation (isf grant # 902/18). A bolsa de estudos de Maria Khoury foi apoiada pelo Programa de Doutorado feminino da Baronesa Ariane de Rothschild.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D printer | FormLabs | PKG-F2-REFURB | |
| Acetone, absolute (AR grade) | |||
| Connectors | Nordson Medical | FTLL013-1 | Female Luer |
| FTLL230-1 | Female Luer | ||
| FTLL360-1 | Female Luer | ||
| LP4-1 | Male Luer Integral Lock | ||
| Damper | Thermo-Fisher Scientific | DS2127-0250 | Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle |
| Damper Cover | Thermo-Fisher Scientific | 2162-0531 | Nalgene Filling/Venting Closures |
| Elastosil Elastosil RT 601 A | Wacker | 60003805 | |
| Elastosil RT 601 B | Wacker | 60003817 | The crosslinker |
| Endothelial Cell Media | ScienCell | 1001 | |
| Fibrontectin | Sigma Aldrich | F0895-5mg | |
| HUVEC | Lonza | CC-2519 | |
| Isopropyl alcohol, AR grade 99.5% | Remove plastic dust from the sanded model | ||
| Lacquer | Rust-Oleum | 2X-Ultra cover Gloss Clear | |
| Matlab | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | |
| Microscope | Nikon | SMZ25 | |
| Microscope Camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| Peristaltic pump | Watson Marlow | 530U IP31 | With 2 pumpheads: 313D |
| Plastic tube clamp | Quickun | 1-2240-stopvalve-2pcs | |
| Polystyrene Particles | Thermo-Fisher Scientific | F8827 | Diameter = 2 µm |
| Printer resin | FormLabs | RS-F2-GPCL-04 | |
| Rotator | ELMI Ltd. | Intelli-Mixer RM-2 | |
| Solidworks | SolidWorks Corp., Dassault Systèmes | https://www.solidworks.com/ | |
| Tubing | Watson Marlow | 933.0064.016 | Tubing for the pump: 6.4 mm ID |
| All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID | |||
References
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