Summary
Здесь мы представляем новый протокол для изучения и отображения целевого осаждения носителей лекарств в эндотелиальные клетки в изготовленных, реальных, трехмерных моделях артерий человека в физиологическом потоке. Представленный способ может служить новой платформой для таргетирования носителей лекарственного средства в сосудистой системе.
Abstract
Использование трехмерных (3D) моделей артерий человека, которые спроектированы с правильными размерами и анатомией, позволяет правильно моделировать различные важные процессы в сердечно-сосудистой системе. В последнее время, хотя было проведено несколько биологических исследований с использованием таких 3D-моделей артерий человека, они не были применены для изучения сосудистого таргетирования. В этой статье представлен новый метод изготовления реконструированных моделей артерий человека реального размера с использованием метода 3D-печати, их линии с эндотелиальными клетками человека (ЭК) и изучения нацеливания частиц в физиологическом потоке. Эти модели имеют преимущество в воспроизведении физиологических размеров и состояния кровеносных сосудов в организме человека с использованием недорогих компонентов. Этот метод может служить новой платформой для изучения и понимания нацеливания лекарств в сердечно-сосудистой системе и может улучшить дизайн новых инъекционных наномедицин. Кроме того, представленный подход может обеспечить значительные инструменты для изучения адресной доставки различных агентов при сердечно-сосудистых заболеваниях в специфических для пациента течении и физиологических условиях.
Introduction
В последнее время было применено несколько подходов с использованием 3D-моделей артерий человека1,2,3,4,5. Эти модели воспроизводят физиологическую анатомию и окружающую среду различных артерий в организме человека in vitro. Тем не менее, они в основном использовались в исследованиях клеточной биологии. Текущие исследования сосудистого нацеливания частиц на эндотелий включают в себя в silico вычислительное моделирование6,7,8, in vitro микрофлюидные модели9,10,11и in vivo животные модели12. Несмотря на понимание, которое они предоставили, эти экспериментальные модели не смогли точно смоделировать процесс нацеливания, который происходит в артериях человека, где кровоток и гемодинамика являются доминирующими факторами. Например, изучение нацеливания частиц на атеросклеротические области в бифуркации сонной артерии, которые известны своей сложной схемой рециркуляционного потока и градиентом напряжения сдвига стенки, может повлиять на путешествие, предпринятое частицами до того, как они достигнут эндотелия13,14,15,16. Поэтому эти исследования должны выполняться в условиях, которые воспроизводят физиологическую среду, то естьразмер, размер, анатомию и профиль потока.
Недавно эта исследовательская группа сфабриковала 3D-реконструированные модели артерий человека для изучения осаждения и нацеливания частиц на сосудистую17. Модели были основаны на геометрических 3D-копиях кровеносных сосудов человека, которые затем культивировались с человеческими ЭК, которые впоследствии выстилали их внутренние стенки. Кроме того, при воздействии перфузионной системы, которая производит физиологический поток, модели точно воспроизводили физиологические условия. Перфузионная система была разработана для перфузии жидкостей с постоянной скоростью потока, используя перистальтический насос как в замкнутой, так и в открытой конфигурациях(рисунок 1). Система может быть использована в качестве замкнутого контура для отображения осаждения частиц и нацеливания на клетки, засеянные внутри модели сонной артерии. Кроме того, его можно использовать в качестве разомкнутого контура для вымывания неприлипших частиц в конце экспериментов, а также для очистки и обслуживания системы. В данной работе представлены протоколы изготовления 3D-моделей бифуркации сонной артерии человека, проектирования перфузионной системы и картирования осаждения целевых частиц внутри моделей.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол описывает изготовление 3D-модели сонной артерии и может быть применен для генерации любой другой интересующей артерии путем простого изменения геометрических параметров.
1. Проектирование и изготовление 3D-бифуркации модели сонной артерии человека
- Выбирайте изображения пациентов или ранее изученные геометрии бифуркации сонной артерии человека, и создайте автоматизированную модель проектирования формы, которую необходимо напечатать.
ПРИМЕЧАНИЕ: Бифуркация сонной артерии имеет одно впускное и два выхода. Важно спроектировать рамку 3D-формы вокруг артерии и временные печатные опоры между рамой и артикулярной формой(рисунок 2A-C). - Печать геометрии с помощью 3D-принтера. Вырежьте временные печатные опоры и используйте наждачную пасту для полировки и сглаживания форм, особенно в тех областях, где были вырезаны опоры. Промыть отшлифованную модель изопропиловым спиртом, чтобы удалить пластичную пыль, и дать полностью высохнуть в химической вытяжке в течение 2-3 ч.
ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь печатные формы были изготовлены из прозрачной смолы v4(рисунок 2D,E). - Чтобы легко растворить пластик, распылите формы прозрачным лаком внутрь химической вытяжки, и дайте высохнуть на воздухе в течение 1 ч. Повторите это 3x.
ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь использовался 2X Ultra Cover Clear Spray, но любой другой вид должен подходить, если это не древесный лак. Убедитесь, что не осталось открытого пластика, потому что пластик может вреагировать с силиконом и помешать ему должным образом затвердеть. Качество напыляемой поверхности будет определять качество поверхности конечной силиконовой модели. - Вырежьте прозрачные прямоугольные слайды/полоски из гладкого пластика тех же размеров, что и рама пресс-формы, и приклейте их с помощью лака к раме со всех сторон и с одной стороны рамы, чтобы она была запечатана снизу и открыта сверху. Нанесите лак с помощью кисти внутрь химической вытяжки и дайте слайдам полностью высохнуть в течение не менее 24 ч(рисунок 2F).
- Чтобы приготовить смесь силиконового каучука, добавьте жидкий силикон с его отверждателем (массовое соотношение 1:10) в пластиковую пластину и тщательно перемешайте, чтобы обеспечить полное перемешивание. Для модели сонной артерии добавьте 54 г силикона и 6 г его отверждающего агента.
- Охладите смесь в течение 15 мин при 4 °C, затем дегазуйте ее в вакуумном адсорбаторе до тех пор, пока все пузырьки воздуха не будут устранены. Поместите форму в адсорбатор (открытой стороной вверх), медленно вылейте силиконовую смесь в форму и снова удалите пузырьки воздуха, пока смесь не очистится.
- Дайте форме постоять с силиконом на ночь при комнатной температуре (если возможно, оставьте ее в адсорбаторе без вакуума). Если смесь не полностью высохла, инкубируют ее при 60 °C еще на несколько часов.
- Как только смесь полностью высохнет, удалите прозрачные слайды и погрузите модель в абсолютный ацетон на 48 ч в химическую вытяжку, пока пластик полностью не растворится. Удалите остатки пластика деревянной палочкой. Чтобы испарить ацетон, захваченный внутри модели, инкубируйте его при 60 °C в течение не менее 4 дней до посева клеток.
2. Культивирование клеток и посев в моделях
- Подготовьте три разъема для модели сонной артерии: один для входного отверстия и два для розеток (см. Таблицу материалов). Стерилизуйте модель и разъемы ультрафиолетовым облучением в биологической вытяжке в течение 20 мин.
- Покрывайте модели 4 мл 100 мкг/мл фибронектина (в 1x фосфатно-буферном физиологическом растворе (PBS)) в течение 2 ч при 37 °C или на ночь при 4 °C. Вводят раствор фибронектина в модель через вход с помощью пластикового шприца объемом 5 или 10 мл. Удалите фибронектин через розетку и промыть модель эк-средой.
- Суспендировать 2,5 ×10 6 клеток/мл эндотелиальных клеток пуповинной вены человека (HUVECs, пассаж < 6) и заполнить модель 4 мл клеточной суспензии с помощью пластикового шприца объемом 5 или 10 мл(рисунок 3A). Поместите модель на ротатор внутри инкубатора (37 °C) со скоростью 1 об/мин в течение 48 ч для обеспечения однородного посева. Убедитесь, что модель хорошо прикреплена к ротатору(рисунок 3B). Измените среду через 24 ч внутри биологической вытяжки и вернитесь к ротатору внутри инкубатора еще на 24 ч.
ПРИМЕЧАНИЕ: Через 24 ч клетки засеваются и могут быть визуаграфированы с помощью микроскопа. - Снимите модель с ротатора и мойте 1x PBS с помощью пластикового шприца объемом 10 мл. Чтобы зафиксировать клетки, инкубируйте клетки с 4 мл 4% параформальдегида (PFA) на модель в течение 15 минут внутри химической вытяжки, а затем промыть 3x PBS. Добавьте 4 мл PBS и храните при 4 °C до эксперимента(рисунок 3C). Окрашивание клеток внутри модели с использованием стандартных протоколов окрашивания(например, ядерное окрашивание 4',6-диамидино-2-фенилиндолом (DAPI), рисунок 3D).
3. Проектирование перфузионной системы
- Перфузионный аппарат имеет два входа и две выпускные трубки. Объедините два входа в одну идентификационную трубку диаметром 4 мм и снова в две 6-миллиметровые идентификационные трубки, которые соединяются с перистальтическим насосом. Объедините две 6-мм идентификационные трубки, выходящие из перистальтического насоса, в одну 4-миллиметровую трубку и подключите ее к заслонке колебаний, чтобы устранить любые колебания насоса. Используйте бутылку с узким горлом объемом 250 мл с трехстворячной крышкой в качестве заслонки.
- Подключите одно отверстие к входу из насоса, закройте второе пробкой, которая используется для сброса давления в чрезвычайных ситуациях, и протяните третье отверстие (которое является выпускным отверстием) до дна бутылки.
- Подключите амортизатор к входу модели культивируемой сонной артерии с помощью выпускной трубки. Объедините два выхода модели в одну трубку, которая будет выходом системы (все трубки имеют идентификатор 4 мм).
- Разделите выпускную трубку на две выпускные трубки (одна для замкнутого контура, а другая для контейнера для отходов в открытом контуре). Прикрепите пластиковый зажим к каждой трубке.
ПРИМЕЧАНИЕ: Комбинация открытых/закрытых зажимов определяет, находится ли система в конфигурации замкнутого или разомкнутого контура. Как показано на рисунке 1,если зажимы a и d близки, а b и c открыты, система представляет собой замкнутый контур; обратный ход приводит систему к конфигурации с открытой цепью. - Подготовьте три контейнера: один, который может вместить жидкость 300 мл (для замкнутого контура) и два других по 1 л каждый: один для промывки, а другой для отходов (для открытого контура).
4. Конфигурация замкнутого контура: перфузионный эксперимент и визуализация
- Добавьте 300 мл PBS в контейнер замкнутого контура, что достаточно для заполнения всей системы, включая трубки и модель. Поместите одну впускную трубку и одну выходную трубку (открытые зажимы b и c) внутрь контейнера.
- Наполните емкость для промывки объемом 1 л дистиллированной водой (для стирки в конце эксперимента), а остальные 1 л контейнера для отходов оставьте пустым. Поместите другую впускную и выпускную трубки (закрытые зажимы a и d) в емкости для мойки и отходов соответственно.
- Возьмите модель с фиксированной клеточной культивируемой сонной артерией из хранилища с 4 °C и очистите PBS. Соедините вход и выходы сонной артерии, как описано в шагах 3.3-3.4. Не оставляйте модель сухой в течение длительного времени. После подключения модели активируйте насос для прокачки жидкости.
- Поместите модель сонной артерии под микроскоп. Откройте трубку до входа и после выхода со сонной модели. Установите перистальтический насос на 10 об/мин и включите его. Увеличивайте скорость с шагом 5 об/мин, каждые 4-5 мин. Убедитесь, что нет утечек.
- При 100 об/мин, что равно максимальному расходу физиологической формы волны сонной артерии человека (~400 мл/мин), добавляют флуоресцентные частицы карбоксилированного полистирола (PS) (2 мкм, при концентрации 1,6 мкг/мл) к 300 мл PBS в контейнере замкнутого контура. Изобращайте интересуемую область каждые 10 с в течение 1,5 ч (при необходимости по-прежнему одиночные изображения или видео).
5. Конфигурация с открытым контуром: шаг промывки
- Откройте зажимы моечных и отработанных труб в контейнерах объемом 1 л (зажимы a и d) и немедленно закройте зажимы как впускных, так и выпускных труб в контейнере объемом 300 мл (зажимы b и c), чтобы изменить конфигурацию системы с замкнутой на открытую конфигурацию.
- Пусть большая часть воды течет из моечного контейнера в контейнер для отходов со скоростью 100 оборотов в минуту. Прежде чем он будет полностью перенесен, нажмите стоп на перистальтическом насосе и закройте зажимы трубки до входного отверстия и после выхода сонной модели.
- Используя соответствующие фильтры, захватывайте изображения модели в интересуемой области, чтобы показать осаждение и адгезию частиц к клеткам. Отсоедините модель сонной артерии. Осторожно и медленно добавьте 4 мл PBS со шприцем 10 мл через вход модели.
- Подключите «фиктивную модель» (которая также является силиконовой резиновой 3D-моделью сонной артерии, используемой только для стирки, без культивируемых клеток) вместо модели сонной артерии и промойте систему. Добавьте еще 1 л воды и снова вымойте систему, пока вся вода не будет перенесена из емкости для мойки в отходы. Выключите перистальтический насос.
6. Сбор и анализ данных
- Получите цифровой фильм осаждения частиц в интересующей области с изображениями, сделанными во время эксперимента, используя настраиваемый программный код (см. Таблицу материалов).
- Для отображения осаждения частиц вдоль модели нанесите несколько изображений на плитку, чтобы покрыть исследуемую область, представляющий интерес(рисунок 4A,B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Для количественной оценки количества прилипших частиц на интересуемом участке может быть написан индивидуальный программный код (образец файла был предоставлен в качестве дополнительной информации)17.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В этой статье представлен новый протокол для отображения осаждения частиц внутри реальных 3D-моделей артерий человека, который может обеспечить новую платформу для исследований доставки лекарств. С помощью техники 3D-печати была изготовлена модель сонная бифуркационная артерия человека(рисунок 2). Модель была изготовлена из силиконового каучука и засеяна человеческими ЭК(рисунок 3). Важно отметить, что этот протокол позволил тиражировать физиологические состояния, особенно в отношении динамики жидкости. Перфузионный блок был разработан для вливания частиц в бифуркацию сонной артерии при постоянном потоке при величине физиологической формы волны, характерной для сонной артерии. На рисунке 1 представлена перфузионная система, которая состоит из перистальтического насоса, заслонки колебаний, модели культивируемой бифуркации, трубок и контейнеров для жидкости.
Для картирования осаждения и адгезии перфузированных частиц артериальную модель визуализировали под стереомикроскопом как в конце эксперимента, так и после промывки (этап 5.3). Изображения были сделаны с использованием объектива 2x и выложены вместе, чтобы сформировать целое изображение модели. Затем количество прилипших частиц было рассчитано с использованием настраиваемого программного кода. Чтобы изучить формирование рециркуляционной картины при бифуркации, в модель были введены 10 мкм флуоресцентных стеклянных шариков. На рисунке 4А показана рециркуляция, которая предполагает, что условия внутри модели имитируют физиологические условия.
Для отображения осаждения частиц внутри модели вливали 2 мкм флуоресцентных карбоксилированных частиц PS и визуалировали их адгезию к ЭК(рисунок 4B,C). Эти частицы по-разному прилипли в различных областях вдоль модели - большая адгезия наблюдалась из области рециркуляции, где напряжение сдвига стенки велико. Эти результаты ранее обсуждались, чтобы показать, что адгезия частиц является функцией геометрии модели, характеристик поверхности частиц и напряжения сдвига17. Эти карты осаждения относительно просты и могут быть быстро получены для скрининга сродства носителей лекарств и нацеливания в физиологических условиях в моделях, специфичных для пациента.
Рисунок 1:Перфузионные системы. Перфузионный блок был разработан для перфузии жидкостей при постоянном потоке. Он состоит из (1) перистальтического насоса, (2) демпфера колебаний, (3) культивируемой 3D-артериальной модели и трех стеклянных контейнеров: двух с емкостью 1 л (4 и 6) и третьего, который может вместить 300 мл жидкости (5). Система может работать в двух конфигурациях: (i) разомкнутая цепь, в которой зажимы a+d открыты, а b+c замкнуты, или (ii) замкнутая цепь, в которой зажимы a+d замкнуты, а b+c открыты. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2:Процесс изготовления 3D-модели бифуркации сонной артерии. (A-C) Были разработаны бифуркация сонной артерии человека, рамка плесени вокруг артерии и временные печатные опоры. (D, E) Геометрии были напечатаны с помощью 3D-принтера. (F) Временные печатные опоры были разрезаны, а модель отшлифована и распылена лаком. Затем прозрачные прямоугольные слайды приклеивались к раме со всех сторон. Силиконовая резина отливалась, когда клей высох. Аббревиатура: 3D = трехмерный. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 3:Посев ЭК внутри 3D-моделей сонной артерии. (A) Реальная 3D-модель бифуркации сонной артерии человека из силиконового каучука. Модель культивировали с человеческими ЭК и заполняли клеточной средой. (B) Культивируемая модель была помещена на ротатор при 37 °C в течение 48 ч. (C) Изображения культивируемых ЭК внутри 3D-модели в ярком поле и(D)с DAPI для ядерного окрашивания в синий цвет. Шкала стержней = 10 мкм. Сокращения: ЭК = эндотелиальные клетки; DAPI = 4',6-диамидин-2-фенилиндол; 3D = трехмерный. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 4:Перфузия и отображение адгезии частиц. (A) Полосатое линейное изображение обтекаемых и рециркуляции (пунктирный прямоугольник), генерируемое при перфузии 10 мкм флуоресцентных стеклянных частиц при постоянном потоке 400 мл/мин через модель. (B)Карта осаждения 2 мкм флуоресцентных карбоксилированных частиц PS (красным цветом) внутри 3D-культивируемой модели. Шкала = 2 мм.(C)Адгезия частиц (красным цветом) к культивируемым ЭК (синим -DAPI) внутри модели при 10-кратном увеличении. Шкала шкалы = 10 мкм. Сокращения: PS = полистирол; 3D = трехмерный; ЭК = эндотелиальные клетки; DAPI = 4′,6-диамидин-2-фенилиндол. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Дополнительная информация: Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Современные подходы к изучению сосудистого нацеливания частиц не воспроизводят физиологические условия, присутствующие в организме человека. Здесь представлен протокол для изготовления 3D-реконструированных моделей артерий человека для изучения нацеливания частиц на ЭК, выстилающих артерию под физиологическим потоком, применяемым с использованием индивидуальной перфузионной системы. При выборе материала для 3D-печати лучше всего использовать прозрачный пластик, чтобы избежать переноса пигмента на силиконовую модель, которая должна быть максимально прозрачной. Кроме того, важно выбирать материал, который не растворяется в ацетоне, а вместо этого становится мягким и хрупким и впоследствии может быть легко удален из модели.
Представленные 3D модели изготовлены из силиконового каучука, прозрачного силикона, смешанного с его отверждающим агентом. Важно следить за тем, чтобы смесь всегда была при комнатной температуре или ниже, иначе сшивание между силиконом и отверждающим агентом начнется до дегазирования и отливки на формы. Хотя полидиметилсилоксан также может быть использован для изготовления таких моделей (соотношение 1:10 с его сшивателем), силиконовый каучук более долговечен. После погружения модели в ацетон для растворения пластика крайне важно инкубировать его при 60 °C в течение не менее 4 дней, чтобы обеспечить полное испарение любого остатка ацетона. Если какой-либо ацетон остается в ловушке внутри модели, клетки не будут расти должным образом. Изменение среды через 24 ч и фиксация клеток через 48 ч - это два этапа, которые включают ручное введение жидкости с использованием шприца 10 мл. Поэтому важно перфузировать медленно, иначе клетки могут быть вымыты.
Перфузионный аппарат имеет два входа и две выпускные трубки. Каждая труба имеет пластиковый зажим для управления потоком. Большая часть системы трубок состоит из 4 мм внутренних диметрических (ID) трубок, за исключением трубок, которые зажаты в насосе, которые представляют собой 6 мм идентификационные трубки. Идентификатор трубок, зажатых в насосе, определит максимальный расход, который может быть достигнут в системе. Эта перфузионная система может также генерировать пульсирующий сигнал путем наложения колебаний на постоянный средний поток17 путем подключения выходного отверстия заслонки к блоку осциллятора, который накладывает колебательную часть желаемой формы сигнала на постоянный расход, создаваемый перистальтическим насосом. Эта конфигурация позволяет работать в условиях колебательного потока или в условиях постоянного потока, когда генератор выключен.
В этой статье перфузионная система была настроена на основе экспериментов с 3D-бифуркацией сонной артерии человека. Поэтому, если используются другие артериальные модели или другие трубки, количество жидкости и скорость потока могут потребовать корректировки. В таких случаях система и скорость потока должны быть откалиброваны, при этом не обеспечивая отрыва ячеек от стенок модели. Очень важно постепенно увеличивать скорость потока в перистальтическом насосе, чтобы гарантировать, что клетки не смываются потоком. Кроме того, крайне важно обеспечить, чтобы вся система, включая трубку, модель, а также контейнер были заполнены жидкостями(например,в этом случае он был заполнен общим объемом 300 мл жидкости). Кроме того, до и после каждого эксперимента система должна промываться дистиллированной водой в конфигурации с открытым контуром.
Кровь также может быть перфузирована в модели с использованием перфузионной системы17. В этом случае необходимо проявлять особую осторожность, чтобы предотвратить любую утечку, особенно если используется человеческая кровь. Кроме того, этап промывания имеет решающее значение, так как отбеливатель должен быть перфузирован в конце эксперимента, чтобы обеспечить полное вымывание из крови. После отбеливания вода должна быть перфузина, как указано в протоколе. Важно отметить, что в данной работе использовались карбоксилированные частицы ПС, которые имеют однородный состав и узкое распределение по размерам. Более того, эти частицы прилипают к ячейкам в основном через электростатические взаимодействия. Однако могут быть использованы другие лекарственные наноносители, и специфическое нацеливание должно быть также исследовано с лиганд-мечеными частицами, например,к анти-межклеточной молекуле адгезии 1 и антитромбоцитарной молекуле адгезии эндотелиальных клеток 1, что увеличит накопление частиц в ЭК в интересуемом месте.
Кроме того, в этом протоколе ЭК были зафиксированы до подключения моделей к перфузионной системе и впрыска частиц. Адгезия частиц к фиксированным клеткам представляет собой первую стадию процесса связывания, и поэтому необходимо проводить эксперименты с живыми клетками, где интернализация частиц может происходить на более поздних стадиях процесса адгезии. Этот протокол может быть использован для изготовления 3D-моделей артерий для изучения носителей лекарств в физиологических условиях. Изложенный подход может помочь в изучении доставки агентов в специфических для пациента условиях.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Израильским научным фондом (грант ISF No 902/18). Стипендия Марии Хури была поддержана Докторской программой баронессы Ариан де Ротшильд.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D printer | FormLabs | PKG-F2-REFURB | |
| Acetone, absolute (AR grade) | |||
| Connectors | Nordson Medical | FTLL013-1 | Female Luer |
| FTLL230-1 | Female Luer | ||
| FTLL360-1 | Female Luer | ||
| LP4-1 | Male Luer Integral Lock | ||
| Damper | Thermo-Fisher Scientific | DS2127-0250 | Nalgene Polycarbonate, Validation Bottle |
| Damper Cover | Thermo-Fisher Scientific | 2162-0531 | Nalgene Filling/Venting Closures |
| Elastosil Elastosil RT 601 A | Wacker | 60003805 | |
| Elastosil RT 601 B | Wacker | 60003817 | The crosslinker |
| Endothelial Cell Media | ScienCell | 1001 | |
| Fibrontectin | Sigma Aldrich | F0895-5mg | |
| HUVEC | Lonza | CC-2519 | |
| Isopropyl alcohol, AR grade 99.5% | Remove plastic dust from the sanded model | ||
| Lacquer | Rust-Oleum | 2X-Ultra cover Gloss Clear | |
| Matlab | Mathworks | https://www.mathworks.com/products/matlab.html | |
| Microscope | Nikon | SMZ25 | |
| Microscope Camera | Nikon | DS-Qi2 | |
| Peristaltic pump | Watson Marlow | 530U IP31 | With 2 pumpheads: 313D |
| Plastic tube clamp | Quickun | 1-2240-stopvalve-2pcs | |
| Polystyrene Particles | Thermo-Fisher Scientific | F8827 | Diameter = 2 µm |
| Printer resin | FormLabs | RS-F2-GPCL-04 | |
| Rotator | ELMI Ltd. | Intelli-Mixer RM-2 | |
| Solidworks | SolidWorks Corp., Dassault Systèmes | https://www.solidworks.com/ | |
| Tubing | Watson Marlow | 933.0064.016 | Tubing for the pump: 6.4 mm ID |
| All the other tubing: Silicon tubing: 4 mm ID | |||
References
- Chiu, J. J., et al. Analysis of the effect of disturbed flow on monocytic adhesion to endothelial cells. Journal of Biomechanics. 36 (12), 1883-1895 (2003).
- Martorell, J., et al. Extent of flow recirculation governs expression of atherosclerotic and thrombotic biomarkers in arterial bifurcations. Cardiovascular Research. 103 (1), 37-46 (2014).
- Karino, T., Goldsmith, H. L. Flow behaviour of blood cells and rigid spheres in an annular vortex. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological. 279 (967), 413-445 (1977).
- Goldsmith, H. L., Karino, T. Platelets in a region of disturbed flow. Transactions - American Society for Artificial Internal Organs. 23, 632-638 (1977).
- Farcas, M. A., Rouleau, L., Fraser, R., Leask, R. L. The development of 3-D, in vitro, endothelial culture models for the study of coronary artery disease. Biomedical Engineering Online. 8, 30 (2009).
- Peng, B., et al. Modeling nanoparticle targeting to a vascular surface in shear flow through diffusive particle dynamics. Nanoscale Research Letters. 10 (1), 942 (2015).
- Shah, S., Liu, Y., Hu, W., Gao, J. Modeling particle shape-dependent dynamics in nanomedicine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 11 (2), 919-928 (2011).
- Hossain, S. S., Hughes, T. J., Decuzzi, P. Vascular deposition patterns for nanoparticles in an inflamed patient-specific arterial tree. Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. 13 (3), 585-597 (2014).
- Charoenphol, P., Huang, R. B., Eniola-Adefeso, O. Potential role of size and hemodynamics in the efficacy of vascular-targeted spherical drug carriers. Biomaterials. 31 (6), 1392-1402 (2010).
- Ta, H. T., Truong, N. P., Whittaker, A. K., Davis, T. P., Peter, K. The effects of particle size, shape, density and flow characteristics on particle margination to vascular walls in cardiovascular diseases. Expert Opinion on Drug Delivery. 15 (1), 33-45 (2018).
- Cooley, M., et al. Influence of particle size and shape on their margination and wall-adhesion: implications in drug delivery vehicle design across nano-to-micro scale. Nanoscale. 10 (32), 15350-15364 (2018).
- Jiang, X. Y., et al. Quantum dot interactions and flow effects in angiogenic zebrafish (Danio rerio) vessels and human endothelial cells. Nanomedicine: Nanotechnology, Biology, and Medicine. 13 (3), 999-1010 (2017).
- Zarins, C. K., et al. Carotid bifurcation atherosclerosis. Quantitative correlation of plaque localization with flow velocity profiles and wall shear stress. Circulation Research. 53 (4), 502-514 (1983).
- Chien, S. Effects of disturbed flow on endothelial cells. Annals of Biomedical Engineering. 36 (4), 554-562 (2008).
- Malek, A. M., Alper, S. L., Izumo, S. Hemodynamic shear stress and its role in atherosclerosis. JAMA. 282 (21), 2035-2042 (1999).
- Glagov, S., Zarins, C., Giddens, D. P., Ku, D. N. Hemodynamics and atherosclerosis. Insights and perspectives gained from studies of human arteries. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 112 (10), 1018-1031 (1988).
- Khoury, M., Epshtein, M., Zidan, H., Zukerman, H., Korin, N. Mapping deposition of particles in reconstructed models of human arteries. Journal of Controlled Release. 318, 78-85 (2020).
