Name: izolacja i wycięcie aorty mysiej; Wszechstronna technika w badaniu chorób sercowo-naczyniowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Poznaj metodę izolacji aorty mysiej w badaniach chorób sercowo-naczyniowych. Technika obejmuje perfuzję solą fizjologiczną i preparację mikroskopową, umożliwiając analizę patologii aorty oraz rozwój nowych terapii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Cincinnati oraz zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych z National Institutes of Health (Publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku).
1. Przygotowanie myszy
<ol>
	<li>Eutanazja polega na wystawieniu zwierzęcia na działanie supraterapeutycznej dawki środka znieczulającego, izofluranu wdychanego w celu uzyskania efektu. Zweryfikuj pierwotną eutanazję poprzez szczypanie palca u nogi jako szkodliwy bodziec. Wtórna metoda eutanazji, przecięcie przepony, nastąpi w nadchodzącym kroku. Możliwe jest zastosowanie metod alternatywnych, pod warunkiem że eutanazja zostanie uzyskana.</li>
	<li>Oczyść zewnętrzną powierzchnię myszy, spryskując futro wzdłuż brzucha, gdzie zostaną wykonane wstępne cięcia, 70% etanolem do punktu wilgoci, aby futro było mokre etanolem, a wszelkie luźne/suche włosy nie dostały się do regionu.</li>
	<li>Połóż mysz na desce chirurgicznej w pozycji leżącej na plecach z górnymi i dolnymi wyrostkami wysuniętymi na zewnątrz.</li>
	<li>Zabezpiecz przydatki do tablicy za pomocą taśmy chirurgicznej.</li>
</ol>
2. Izolacja serca i aorty
<ol>
	<li>Po prawidłowym ułożeniu myszy użyj kleszczy, aby zlokalizować i odizolować skórę brzucha tuż poniżej wyrostka mieczykowatego mostka.</li>
	<li>Stwórz napięcie, podnosząc skórę prosto do góry i użyj nożyczek, aby usunąć powierzchowną skórę, odsłaniając górną część otrzewnej i dolną część klatki piersiowej.</li>
	<li>Wejdź do jamy otrzewnej, unosząc wyrostek mieczykowaty i wykonując boczne nacięcia tuż poniżej wyrostka wzdłuż brzegów podżebrowych.</li>
	<li>Rozetnij w dół do jamy klatki piersiowej, przechodząc przez przeponę, uważając, aby nie uszkodzić serca ani żadnych głównych naczyń krwionośnych.</li>
	<li>Przedłuż boczne nacięcia wykonane w kroku 2.3 czaszki, aby usunąć przednią część klatki piersiowej. W razie potrzeby uwolnij serce od przedniej ściany klatki piersiowej za pomocą rozwarstwienia.</li>
	<li>Oczyść klatkę piersiową z obcej krwi i płynu za pomocą sterylnej gazy do wchłonięcia materiału. Gdy obszar będzie bardziej widoczny, usuń płuca, aby lepiej odsłonić serce i aortę.</li>
</ol>
3. Perfuzja serca i aorty
UWAGA: Aby pobrać krew poprzez nakłucie serca, zrób to tuż przed tym krokiem.
<ol>
	<li>Napełnij strzykawkę o pojemności 10 ml sterylnego, lodowatego roztworu buforu 1x fosforanowego (PBS) i przymocuj igłę o rozmiarze 25 do strzykawki.</li>
	<li>Delikatnie wbić igłę do lewej komory serca.</li>
	<li>Wytnij prawy przedsionek, aby złagodzić wzrost ciśnienia spowodowany perfuzją. Zawartość strzykawki należy wmieszać do myszy w ciągu 2 - 3 minut.</li>
	<li>Użyj sterylnej gazy przy otworze w prawym przedsionku, aby wchłonąć płyn perfuzyjny.</li>
</ol>
4. Izolacja i wycięcie aorty
<ol>
	<li>Po zakończeniu perfuzji użyj sterylnej gazy, aby wchłonąć pozostały płyn mętny w polu widzenia w jamie klatki piersiowej.</li>
	<li>Odsłonić treść przewodu pokarmowego, przecinając doogonowo ścianę brzucha, przedłużając nacięcie do obszaru nadłonowego. Przedłuż nacięcie dalej w kierunku kończyn dolnych obustronnie, aby utworzyć płaty skóry, które można przypiąć lub wyciąć.</li>
	<li>Usuń płaty wątroby, trzustki, żołądka, śledziony i jelit, aby lepiej uwidocznić aortę. Zachowaj ostrożność podczas preparowania w pobliżu okolicy okołonerkowej, ponieważ aorta jest powierzchowna w gałęziach tętnic nerkowych. 
	UWAGA: Wykonaj ten krok w sposób precyzyjny i immatrykulacyjny, ponieważ przewód pokarmowy jest bogaty w bakterie, co zwiększa skłonność do zanieczyszczenia.</li>
	<li>Spłucz obszar 1x PBS i usuń cały płyn przez wchłonięcie sterylną gazą.</li>
	<li>Za pomocą sterylnych mikronożyczek i mikrokleszczyków oddziel aortę od kręgosłupa grzbietowo i brzusznie przełyku. Najlepiej jest użyć sekcji i użyć do tego mikroskopu preparacyjnego. 
	UWAGA: Izolując aortę, zacznij doogonowo od rozwidlenia biodrowego i poruszaj się czaszkowo, oczyszczając i oddzielając aortę od grzbietowej powierzchni jamy lub zacznij czaszkowo od tętnic szyjnych i ramienno-głowowych rozwarstwiających się doogonowo. Każda z tych metod jest odpowiednia i zależy od komfortu badaczy.</li>
	<li>Usuń okołonaczyniową tkankę tłuszczową za pomocą cienkich mikronożyczek, uważając, aby nie usunąć części ściany aorty. Jest to niezbędne, aby zminimalizować ryzyko zanieczyszczenia fibroblastami podczas hodowli komórek mięśni gładkich aorty.</li>
</ol>

<ol><li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics--2014+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics--2014 update: a report from the American Heart Association.</a> Circulation. 129 (3), 28-292 (2014).</li>
<li>Ross, R., Harker, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperlipidemia+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Hyperlipidemia and atherosclerosis.</a> Science. 193 (4258), 1094-1100 (1976).</li>
<li>Clouse, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+aortic+dissection%3A+population-based+incidence+compared+with+degenerative+aortic+aneurysm+rupture%5BTitle%5D)+AND+%22Mayo+Clin+Proc%22%5BJournal%5D)">Acute aortic dissection: population-based incidence compared with degenerative aortic aneurysm rupture.</a> Mayo Clin Proc. 79 (2), 176-180 (2004).</li>
<li>Daugherty, A., Cassis, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+abdominal+aortic+aneurysms%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse models of abdominal aortic aneurysms.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (3), 429-434 (2004).</li>
<li>Pleumeekers, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aneurysms+of+the+abdominal+aorta+in+older+adults.+The+Rotterdam+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Epidemiol%22%5BJournal%5D)">Aneurysms of the abdominal aorta in older adults. The Rotterdam Study.</a> Am J Epidemiol. 142 (12), 1291-1299 (1995).</li>
<li>Brophy, C. M., Reilly, J. M., Smit, G. J., Tilson, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+inflammation+in+nonspecific+abdominal+aortic+aneurysm+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">The role of inflammation in nonspecific abdominal aortic aneurysm disease.</a> Ann Vasc Surg. 5 (3), 229-233 (1991).</li>
<li>Ray, J. L., Leach, R., Herbert, J. M., Benson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+vascular+smooth+muscle+cells+from+a+single+murine+aorta%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Isolation of vascular smooth muscle cells from a single murine aorta.</a> Methods Cell Sci. 23 (4), 185-188 (2001).</li>
<li>Weiss, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+the+murine+cardiovascular+system+with+magnetic+resonance%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Imaging the murine cardiovascular system with magnetic resonance.</a> Circ Res. 88 (6), 550-551 (2001).</li>
<li>Graham, E. L., Balla, C., Franchino, H., Melman, Y., del Monte, F., Das, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+culture%2C+and+functional+characterization+of+adult+mouse+cardiomyoctyes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Isolation culture, and functional characterization of adult mouse cardiomyoctyes.</a> J Vis Exp. (79), 50289(2013).</li>
<li>Wassef, M., Upchurch, G. R. Jr, Kuivaniemi, H., Thompson, R. W., Tilson, M. D. 3rd <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+and+opportunities+in+abdominal+aortic+aneurysm+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Challenges and opportunities in abdominal aortic aneurysm research.</a> J Vasc Surg. 45 (1), 192-198 (2007).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Choroba aorty może prowadzić do znacznej patologii ogólnoustrojowej i możliwej śmierci w ciężkich przypadkach. Możliwości leczenia są obecnie ograniczone, dlatego konieczne jest kontynuowanie badań w tej dziedzinie10. Modele mysie są idealne do dalszego badania progresji choroby i potencjalnych opcji terapeutycznych4. W związku z tym pomyślne zakończenie metody opisanej w tym manuskrypcie zapewni badaczom narzędzia do pomiaru progresji choroby i skuteczności leków. 
Techn...

Aorta odgrywa kluczową rolę w funkcjonowaniu układu sercowo-naczyniowego, zaopatrując organizm w natlenioną krew i podobnie jak inne części ciała, jest podatna na choroby. Do powszechnych chorób aorty należą miażdżyca i tętniak, które są wynikiem czynników genetycznych i środowiskowych, w tym diety, palenia tytoniu i siedzącego trybu życia1. Miażdżyca to odkładanie się płytki nazębnej na bazie wapnia i lipidów na ścianie aorty, zwykle występującej u pacjentów z przewlekłą hiperlipidemią2. Tętniaki charakteryzują się degradacją elementów strukturalnych aorty i ścieńczeniem ściany naczynia, a następnie zwiększoną średnicą, co ostatecznie może prowadzić do pęknięcia3.
Modele zwierzęce są ważnymi narzędziami używanymi do badania mechanizmu choroby i skuteczności potencjalnych metod leczenia. Typowe modele zwierzęce stosowane w badaniach sercowo-naczyniowych, w szczególności badania nad zaburzeniami naczyniowymi i metabolicznymi, obejmują genetycznie zmodyfikowane myszy w celu zmiany poziomu lipidów, takie jak nokaut genu apolipoproteiny E i myszy z nokautem genu receptora lipoprotein o niskiej gęstości4. Większość metod oceny mechanizmów choroby i skuteczności terapii obejmuje izolację i wycięcie aorty.
Gdy aorta zostanie zlokalizowana i odizolowana, można określić analizę morfometryczną, taką jak obecność tętniaka, zwykle definiowana jako wzrost średnicy większy niż 50%5. Po zakończeniu niezbędnej analizy in situ aorta może zostać wycięta do dalszej analizy. Wycięta aorta może zostać błyskawicznie zamrożona w celu przeprowadzenia badań molekularnych, takich jak testy ekspresji białek i/lub genów, lub utrwalona przy użyciu 4% paraformaldehydu, a następnie osadzona, pocięta i wybarwiona do analizy histologicznej. Analiza histologiczna aorty może wykazać wspólne cechy choroby aorty, takie jak degradacja strukturalna, tworzenie się blaszki miażdżycowej i naciekanie leukocytów6,7. Dodatkowo wycięta aorta może być wykorzystana do wyizolowania pierwotnych linii komórkowych, w tym komórek śródbłonka i mięśni gładkich, które można następnie wykorzystać do różnych badań in vitro 7.
Obecnie nie ma innych metod, które pozwoliłyby na dogłębną charakterystykę choroby aorty, a także dostarczyłyby badaczom narzędzi do dalszych badań nad chorobami układu krążenia. Metody obrazowania, takie jak rezonans magnetyczny, tomografia komputerowa i ultrasonografia, są najbliższymi metodami morfologicznej oceny aorty, jednak jest to trudne u małych zwierząt, a uzyskanie urządzenia z odpowiednią technologią jest kosztowne8. Unieśmiertelnione linie komórkowe można zakupić w celu zbadania potencjalnych mechanizmów choroby i skuteczności terapii, jednak sztuczny charakter tych komórek ogranicza badanie wpływu na cykl życia komórki i apoptozę9.
Ogólnym celem tego manuskryptu jest pokazanie sterylnego izolowania i wycinania mysiej aorty w badaniu chorób sercowo-naczyniowych.

<table><tbody><tr><td>Isoflurane</td><td>Med-Vet International</td><td>#RXISO-250</td><td></td></tr><tr><td>70% etanol</td><td>Fisher</td><td>07-678-001</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5368-10PAK</td><td></td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna gaza</td><td>Dukal Corporations</td><td>1312</td><td></td></tr><tr><td>Igła 25 gauge</td><td>BD</td><td></td><td></td>305122</tr><tr><td>strzykawka 10 ml</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr></tbody></table>

izolacja i wycięcie aorty mysiej; wszechstronna technika w badaniu chorób sercowo-naczyniowych

Isolation and Excision of Murine Aorta; A Versatile Technique in the Study of Cardiovascular Disease

Choroba sercowo-naczyniowa to szeroki termin opisujący chorobę serca i/lub naczyń krwionośnych. Głównym naczyniem krwionośnym zaopatrującym organizm w natlenioną krew jest aorta. Aorta może ulec uszkodzeniu w chorobach takich jak miażdżyca i tętniak. Naukowcy badający te choroby skorzystaliby na bezpośredniej obserwacji aorty w celu scharakteryzowania postępu choroby, a także oceny skuteczności potencjalnych środków terapeutycznych. Celem tego protokołu jest opisanie prawidłowej izolacji i wycięcia aorty, aby pomóc badaczom badającym choroby sercowo-naczyniowe. Izolacja i wycięcie aorty pozwala badaczom przyjrzeć się ogólnym zmianom morfometrycznym, a także pozwala im zachować i wybarwić tkankę, aby w razie potrzeby przyjrzeć się zmianom histologicznym. Aorta może być wykorzystana do badań molekularnych w celu oceny ekspresji białek i genów w celu odkrycia celów zainteresowania i mechanizmów działania. Technika ta jest lepsza od metod obrazowania, ponieważ mają one nieodłączne ograniczenia technologiczne i kosztowe. Dodatkowo, pierwotne wyizolowane komórki ze świeżo wyizolowanej i wyciętej aorty mogą pozwolić naukowcom na przeprowadzenie dalszych testów in situ i in vitro. Izolacja i wycięcie aorty ma to do siebie, że konieczne jest poświęcenie zwierzęcia, jednak w tym przypadku korzyści przewyższają szkody, ponieważ jest to najbardziej wszechstronna technika w badaniu chorób aorty.

Po zakończeniu procedury otrzymany zostanie nienaruszona aorta wychodząca z serca, biegnąca w dół przez jamę klatki piersiowej i jamę brzuszną, z wciąż przytwierdzonymi tętnicami nerkowymi (Rycina 1A). Na tym etapie aortę można obrazować in situ w celu ilościowego określenia zmian morfometrycznych, które są diagnostyczne w badaniu tętniaków aorty brzusznej (Rycina 1B i 1C). Następnie aortę można usunąć, utrwalić i zabarwić, aby ocenić zmiany histologiczne. Powsz...

Patologia aorty może prowadzić do ciężkiej zachorowalności i śmiertelności, dlatego uzasadnione są badania nad progresją choroby i potencjalnymi terapiami. W tym miejscu przedstawiamy protokół izolacji i wycięcia mysiej aorty, aby pomóc naukowcom w badaniu chorób sercowo-naczyniowych.

izolacja i wycięcie aorty mysiej; Wszechstronna technika w badaniu chorób sercowo-naczyniowych

Cardiovascular disease is a broad term describing disease of the heart and/or blood vessels. The main blood vessel supplying the body with oxygenated ...

Ogólnym celem tej procedury jest sterylne, wyizolowanie i wycięcie mysiej aorty. Osiąga się to poprzez uprzednie odsłonięcie klatki piersiowej i jamy brzusznej. Drugim krokiem jest perfuzja zimną, sterylną solą fizjologiczną.Następnie usuwane są narządy klatki piersiowej i jamy brzusznej, pozostawiając serce przyczepione do aorty. Ostatnim krokiem jest wycięcie okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej i tkanki adwencyjnej z aorty. Ostatecznie mikroskop preparacyjny służy do sprawdzenia, czy cała otaczająca tkanka została usunięta, a aorta może być używana do różnych analiz eksperymentalnych.Tak więc ta technika jest pomocna w udzielaniu odpowiedzi na kluczowe pytania w dziedzinie badań sercowo-naczyniowych, takie jak rozwój tętniaka i tworzenie się blaszek miażdżycowych. Można się temu przyjrzeć, przyglądając się zmianom w biologii molekularnej, takim jak ekspresja genów i białek. Po eutanazji myszy zweryfikuj stan eutanazji poprzez uszczypnięcie palca u nogi.Następnie wysterylizuj skórę, zwilżając sierść na brzuchu 70% etanolem. Następnie zabezpiecz mysz na desce chirurgicznej na wznak z wyciągniętymi wyrostkami. Rozpocznij operację od użycia kleszczy w celu zlokalizowania i odizolowania skóry brzucha tuż poniżej wyrostka mieczykowatego.Następnie podnieś skórę do góry i odetnij ją nożyczkami. Powinno to odsłonić górną część otrzewnej i dolną jamę piersiową. Następnie za pomocą kleszczy i nożyczek podnieś wyrostek mieczykowaty i wykonaj boczne nacięcia tuż poniżej niego wzdłuż brzegów podżebrowych.Aby wypreparować klatkę piersiową, wejdź przez przeponę, uważając, aby nie uszkodzić serca ani żadnych głównych naczyń w tym procesie. Teraz czaszka przedłuża boczne nacięcia wzdłuż brzegów podżebrowych. W ten sposób usuń przednią część klatki piersiowej.wycięcie w celu usunięcia serca z przedniej ściany klatki piersiowej może być wymagane do wykonania tych nacięć. Teraz za pomocą gazy oczyść jamę klatki piersiowej z nadmiaru płynów, aby ułatwić dostęp do narządów. Następnie usuń płuca za pomocą kleszczy i nożyczek, płat po płacie.Serce i aorta powinny być wtedy w pełni odsłonięte i łatwo dostępne w celu pobrania krwi poprzez nakłucie serca. Zrób to teraz przed przystąpieniem do perfuzji w celu perfuzji serca, napełnij strzykawkę o pojemności 10 ml 10 mililitrami sterylnego, lodowatego jednego XPBS. Następnie przymocuj igłę o rozmiarze 25.Ostrożnie wprowadzić igłę do lewej komory. Następnie wykonaj nacięcie w prawym przedsionku, aby w kolejnym kroku nie wytworzyło się nadmierne ciśnienie w układzie krążenia. Teraz, w ciągu następnych dwóch do trzech minut, powoli wysuń PBS ze strzykawki do serca.Podczas wyrzutu PBS użyj sterylnej gazy, aby wchłonąć płyn, który wyleje się z przedsionka w miejscu nacięcia. Gdy cała ósemka PERFUSE zostanie wyrzucona, wchłonąć pozostały płyn za pomocą gazy, która zasłania czysty widok jamy klatki piersiowej. Aby odsłonić zawartość przewodu pokarmowego, przeciąć delikatnie ścianę brzucha, przedłużając nacięcie do obszaru nadłonowego.Tam przeciąć obustronnie w kierunku kończyn dolnych, aby utworzyć płat skóry, który można przygwoździć lub wyciąć. Poruszając się dalej, usuwa kilka narządów, płaty wątroby, trzustkę, śledzionę, jelita i dolną część przełyku. To otwiera widok na aortę.Zachowaj szczególną ostrożność podczas preparowania okolicy okołocznej, ponieważ w tym regionie znajdują się powierzchowne gałęzie od aorty do tętnic nerkowych. Wykonaj tę sekcję precyzyjnie i ostrożnie, ponieważ bakterie przewodu pokarmowego mogą zanieczyścić inne tkanki, przepłukać oczyszczony obszar jednym XPBS i wchłonąć nadmiar roztworu gazą, aorta powinna być łatwo dostępna. Tak więc za pomocą nożyczek i kleszczy oddziel aortę od kręgosłupa.Odpowiednia jest sekcja i zdecydowanie zaleca się użycie mikroskopu preparacyjnego. Aortę można usunąć, zaczynając od kłębiastego lub czaszkowego. Liczy się uporządkowany proces oczyszczania i oddzielania tkanek w zakładzie.Podczas preparowania okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej należy ją usunąć za pomocą drobnych mikronożyczek, aby uniknąć uszkodzenia ściany aorty. Minimalizuje to ryzyko zanieczyszczenia fibroblastami podczas hodowli komórek mięśni gładkich aorty. Bardzo ważne jest staranne wycięcie tkanki okołonaczyniowej, tłuszczowej i przydanki.Wszelkie resztki tkanki mogą spowodować zanieczyszczenie w hodowli komórkowej, ale także zniekształcić testy molekularne. Za pomocą tej procedury nienaruszona aorta pochodząca z serca schodzi do jamy piersiowej i brzusznej. Po uzyskaniu nadal przyczepionych tętnic nerkowych aortę można obrazować in situ w celu ilościowego określenia zmian morfometrycznych, które są diagnostyczne w badaniu tętniaków aorty brzusznej.Następnie aortę można usunąć, utrwalić i wybarwić, aby przyjrzeć się zmianom histologicznym, takim jak barwienie hematem, toiną i eoiną, lub barwienie ver Hoff Van Geen, aby przyjrzeć się pasmom elastyny, a tym samym zobaczyć integralność strukturalną aorty. Komórki aorty mogą być również wykorzystywane do pierwotnej izolacji komórek oraz do badań in vitro, takich jak badania żywotności i lokalizacji białek. Po procedurze można użyć innych technik, takich jak izolacja białek i RNA, aby przyjrzeć się ekspresji białek, aktywności enzymów, a także ekspresji genów.

isolation-excision-murine-aorta-versatile-technique-study

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisujemy technikę, w której fragment aorty brzusznej myszy jest przeszczepiany ortotopowo tuż poniżej tętnic nerkowych u biorcy allogenicznego lub syngenicznego. Technika ta może być przydatna w badaniach, w których za korzystne uznaje się przeszczepienie dużych tętnic o jednolitym rozmiarze.

Ortotopowy przeszczep aorty u myszy do badań nad chorobami naczyniowymi

Ten film demonstruje technikę odklejania aorty, która może prowadzić do odwrotnej przebudowy, aby ograniczyć postęp w kierunku niewydolności serca w modelu mysim. Po odzespoleniu znaczne zmniejszenie obciążenia następczego komór powoduje regresję przerostu komór i zwłóknienia, powodując poprawę funkcji serca.

Chirurgiczne odpaskowywanie aorty: procedura badania odwrotnej przebudowy lewej komory w mysim modelu zwężenia aorty

W tym filmie demonstrujemy procedurę chirurgicznego usuwania aorty u miniaturowych świń. Komórki śródbłonka pobrane z tych izolowanych aort mogą być dalej hodowane w warunkach in vitro w celu zbadania krzepnięcia i odpowiedzi immunologicznej.

Izolacja aorty świń: zabieg chirurgiczny polegający na wycięciu aorty piersiowej od miniaturowych świń w celu dalszej analizy

Komórki śródbłonka naczyniowego odgrywają znaczącą rolę w wielu ważnych zaburzeniach sercowo-naczyniowych. W tym artykule opisano prostą metodę izolowania i rozszerzania komórek śródbłonka z aorty myszy bez użycia specjalnego sprzętu. Nasz protokół zapewnia skuteczny sposób identyfikacji mechanizmów w fizjopatologii komórek śródbłonka.

Izolacja i pierwotna hodowla komórek śródbłonka aorty myszy

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie technik izolacji i hodowli mysich pierwotnych komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych (VSMC) z krążenia wieńcowego. Po wyizolowaniu VSMC można je stosować w wielu standardowych technikach hodowli.

Izolacja mysich komórek mięśni gładkich naczyń wieńcowych

Restenoza po zabiegach sercowo-naczyniowych (operacja pomostowania, angioplastyka lub stentowanie) jest poważnym problemem zmniejszającym trwałość tych procedur. Idealna terapia hamowałaby proliferację komórek mięśni gładkich (VSMC), jednocześnie promując regenerację śródbłonka. Opisano model jednoczesnej oceny proliferacji VSMC i funkcji śródbłonka in vivo.

Mysi uraz zmiażdżenia aorty: skuteczny model in vivo proliferacji komórek mięśni gładkich i funkcji śródbłonka

Protokoły badania embrionalnej i okołoporodowej mysiej aorty za pomocą analizy klonalnej in vivo i mapowania losu, eksplantatów aorty i izolowanych komórek mięśni gładkich są szczegółowo opisane tutaj. Te różnorodne podejścia ułatwiają badanie morfogenezy aorty zarodkowej i okołoporodowej w prawidłowym rozwoju oraz patogenezy choroby.

Wykorzystanie metod in vivo oraz eksplantatów tkanek i komórek do badania morfogenezy i patogenezy aorty embrionalnej i okołoporodowej

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

Ten protokół opisuje modyfikacje metody Langendorffa, w tym głębokość kaniulacji aorty do jednoczesnej izolacji miocytów przedsionkowych i komorowych od dorosłych myszy.

Modyfikacje metody Langendorffa do jednoczesnej izolacji miocytów przedsionkowych i komorowych od dorosłych myszy

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Ten protokół dostarcza kompleksową metodologię analizy ilościowej blaszek miażdżycowych, aby ułatwić bardziej dogłębne badania nad mechanizmami i postępem miażdżycy.

Izolacja i analiza zmian łuku aorty i korzeni w mysim modelu miażdżycowym

Poznaj metodę izolacji aorty mysiej w badaniach chorób sercowo-naczyniowych. Technika obejmuje perfuzję solą fizjologiczną i preparację mikroskopową, umożliwiając analizę patologii aorty oraz rozwój nowych terapii.

izolacja i wycięcie aorty mysiej; Wszechstronna technika w badaniu chorób sercowo-naczyniowych

Przeglądaj więcej filmów