-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

PL

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
K12 Schools

Language

pl_PL

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Medicine
Technika przeszczepu nerki u myszy
Technika przeszczepu nerki u myszy
JoVE Journal
Medicine
A subscription to JoVE is required to view this content.  Sign in or start your free trial.
JoVE Journal Medicine
Murine Kidney Transplant Technique

Technika przeszczepu nerki u myszy

Full Text
16,716 Views
08:58 min
October 20, 2015

DOI: 10.3791/52848-v

Robert Plenter1,2, Swati Jain3, Chelsea M. Ruller4, Trevor L. Nydam4, Alkesh H. Jani3,5

1Colorado Center for Transplantation Care, Research and Education,University of Colorado, Denver, 2Division of Pulmonary Sciences and Critical Care Medicine,University of Colorado, Denver, 3Department of Medicine, Division of Renal Diseases and Hypertension,Medical Center and University of Colorado, Denver, 4Department of Surgery, Division of Transplant Surgery,University of Colorado School of Medicine, University of Colorado-Denver, 5Renal Section,Denver Veterans Affairs Medical Center

AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Summary

Celem tego manuskryptu jest opisanie kroków wymaganych do przeprowadzenia przeszczepu nerki u myszy, zwracając szczególną uwagę na szczegóły zespolenia tętniczego.

Transcript

Ogólnym celem tej procedury jest zademonstrowanie zmodyfikowanej techniki zespolenia tętniczego do przeszczepów nerek u myszy. Osiąga się to poprzez najpierw staranne wypreparowanie odpowiednich naczyń w dawcy. Drugim krokiem jest stworzenie mankietu pięty i palców aorty brzusznej dawcy przylegającego do tętnicy nerkowej.

Następnie ten mankiet pięty i palców służy do utworzenia zespolenia tętniczego u biorcy. Ostatecznie technika ta powinna skutkować bardzo niskimi przypadkami zakrzepicy tętniczej. Ten film pokaże Ci, jak stworzyć mankiet tętniczy na pięcie i palcach, aby ułatwić przeszczepy nerek w jamie ustnej.

Główną zaletą tej techniki metod opornych jest to, że droga przepływu krwi z aorty biorcy do tętnicy nerkowej dawcy jest wyprostowana, co powoduje zmniejszenie aktywacji płytek krwi i powstawanie zakrzepicy Stosując sterylną technikę pod mikroskopem operacyjnym, pobrać nerkę dawcy, wykonać prawidłowo. Czas zbiorów wyniesie od 15 do 20 minut. Usuń futro, a następnie unieruchomij zwierzę.

Przygotuj miejsce operacji, myjąc skórę jodowidonem powidonu, udrapuj mysz i rozpocznij operację od dwucentymetrowego nacięcia brzucha w linii środkowej. Cofnij jelito na klatkę piersiową i zawiń je w wilgotną gazę. Utrzymuj gazę wilgotną przez cały czas trwania zabiegu.

Teraz znajdź wielkie naczynia brzuszne i zmobilizuj je. Wszelkie gałęzie lędźwiowe powinny być kauteryzowane lub podwiązane nylonowym szwem 10 zero. Następnie tępo wypreparuj dwumilimetrowy podział żyły głównej dolnej i aorty dystalnej do lewego naczynia nerkowego.

Następnie podwiąż i podziel wszelkie małe gałęzie tętnicze i żylne, które przyczepiają się do naczynia nerkowego. Kontynuuj rozwarstwienie, aby oddzielić żyłę nerkową od tętnicy nerkowej, umożliwiając w ten sposób późniejsze utworzenie łaty Carrolla na bliższym końcu żyły nerkowej, łatka ta zostanie wykorzystana do utworzenia zespolenia żylnego. Następnie polub go i podziel lewe naczynia nadnerczy, aby uzyskać dostęp do aorty nadnerkowej.

Po uzyskaniu dostępu zapętl sześć zero jedwabiu. Szew wokół aorty nadnerkowej do późniejszego wykorzystania. Teraz zmobilizuj naczynia nerkowe i moczowód z otaczającej powięzi.

Obróć nerkę w prawo po tylnej stronie, podwiąż i podziel wszystkie gałęzie naczyniowe, skupiając się na moczowodzie. Ostrożnie uwolnij moczowód z otaczającej powięzi. Nie należy naruszać wnęki nerkowej i chronić naczynia eteryczne.

Następnie podziel moczowód na poziomie przewodu twardego. Nerka może być teraz wyleczona. Najpierw powoli wstrzyknij 300 jednostek heparyny do dystalnego IVC, aby przeprowadzić heparynę dawcy.

Po drugie, zawiąż sześć szwów zerowych wokół nadnerkowego aa. Następnie wykonaj perfuzję lewej nerki z aorty brzusznej, wstrzykując 0,8 mililitra roztworu soli fizjologicznej heparyny w ilości 100 jednostek na mililitr. Po perfuzji natychmiast utwórz żylny plaster carylowy, unikając w ten sposób cofania się do nerki.

Cofnij żyłę nerkową w kierunku nerki, aby odsłonić AA i tętnicę nerkową. Teraz podziel aortę przylegającą do tętnicy nerkowej. Zrób piętę i mankiet.

Następnie, jeśli wymagane jest zero minut zimnego niedokrwienia, przenieś odzyskaną nerkę do przygotowanego biorcy. Alternatywnie, przenieś narządy do komory magazynowej o temperaturze czterech stopni Celsjusza, a następnie poddaj dawców eutanazji, jak wskazano w protokole tekstowym. Ta procedura zajmie od 35 do 45 minut, tak jak w przypadku znieczulenia dawcy.

W razie potrzeby biorca powinien również uzupełnić bolus początkowy. Zaopatrz biorcę w krem okulistyczny. Następnie należy podać zwierzęciu zastrzyk buprenorfiny i kontynuować jej podawanie po zabiegu, po wykonaniu początkowego nacięcia i przemieszczeniu jelita, tak jak to miało miejsce w przypadku dawcy, przystąpić do nefrektomii prawej, podwiązać tętnicę nerkową i żyłę za pomocą sześciu szwów zerowych, podwiązać i podzielić moczowód proksymalnie do nerki za pomocą sześciu szwów zerowych.

Następnie wyciąć nerkę dystalnie do szwu naczyniowego. Teraz poniżej naczyń nerkowych wyizoluj AA i IVC, a następnie powyżej miejsca zespolenia. Umieść cztery bawełniane krawaty wokół aorty, a IVC zrób to samo gorzej niż w tym miejscu.

Wszelkie naczynia lędźwiowe znajdujące się w tym regionie powinny być albo kauteryzowane, albo podwiązane za pomocą nylonowego szwu 10 zero, a nie szwu, który jest gorszy, a następnie ciasno, a następnie ciasno, nie szwu, który jest lepszy. Spowoduje to zatrzymanie części krwi w aorcie, ułatwiając autotomię AOR. Wykonaj atom za pomocą igły o rozmiarze 30, a następnie przedłuż nacięcie do około dwóch milimetrów długości za pomocą cienkich mikronożyczek.

Kolejnym krokiem jest wykonanie zespolenia endo od pięty dawczej i mankietu palcowego do aorty biorcy. Najpierw umieść szew podtrzymujący w pięcie aorty dawcy z 10 szwem zerowym. Kontynuuj to przez dolny koniec nacięcia w aorcie biorcy i zwiąż.

Po drugie, umieść szew zerowy 10 w górnym końcu nacięcia aorty i kontynuuj to przez palec mankietu dawcy i zawiąż. Po trzecie, zaczynając od górnego końca, wykonaj płynny szew w bocznej ścianie aorty i przywiąż do wcześniej umieszczonego dolnego szwu podporowego. Następnie odwróć nerkę i kontynuuj szew biegnący wzdłuż ściany przyśrodkowej i przywiąż do górnego szwu podporowego.

Uzupełnij zespolenie żylne, nakłuwając IVC za pomocą igły, a następnie przedłużając nacięcie cienkimi mikronożyczkami. Używając nylonu 10 zero, przywiąż żyłę nerkową dawcy do dolnego rogu IVC. Umieść kolejne 10 szwów zerowych na górnym końcu IVC i żyły dawczej i wykonaj szew biegnący po obu stronach.

Podobnie jak w przypadku zespolenia tętniczego, awersja krawędzi tkanek pomaga w uszczelnieniu i gojeniu. Teraz sprawdź swoją pracę. Przeciwległe ściany nie powinny być chwytane przez szwy, ponieważ przepływ krwi będzie zbyt zwężony.

Kolejnym niezwykle ważnym czynnikiem zapewniającym optymalne napięcie linii szwu zespolenia jest zbyt luźny i nieodwracalny wyciek, zbyt ciasny i zwężenie przepływu. Jeśli po stronie tętniczej, spowoduje to słabą obfitość przeszczepu. Jeśli po stronie żylnej, dojdzie do przekrwienia nerki.

Po zakończeniu zespolenia zwolnij dystalną opaskę bawełnianą, aby ustalić przepływ żylny. Następnie stopniowo rozluźniaj proksymalny krawat i umyj w kierunku hemostazy w zespoleniu tętniczym. Gdy oba zespolenia zostaną potwierdzone jako bezpieczne, oto pęcherz biorcy z igłą o rozmiarze 20, która wykonuje dwa otwory, przepuszcza kleszcze przez otwory i przeciąga moczowód dawcy przez pęcherz.

Następnie zakotwiczyć proksymalny koniec moczowodu do ściany pęcherza moczowego za pomocą szwów 2 10 0. Przyciąć nadmiar wystającego moczowodu tak, aby cofnął się w pęcherzu. Następnie zamknij drugi otwór w pęcherzu za pomocą 10 szwów zerowych.

Zakończ operację, wymieniając jelito, zamykając brzuch w dwóch warstwach za pomocą pięciu zerowych szwów jedwabnych i wstrzykując jeden mikrolitr soli fizjologicznej do brzucha przed zamknięciem. Po zamknięciu jamy brzusznej wstrzyknij podskórnie kolejne 0,8 mililitra soli fizjologicznej i odzyskaj zwierzę na ciepłym kocu W ciągu jednego roku zbierania danych technika ta znacznie zmniejszyła częstość występowania zakrzepicy tętniczej z 35% do 0%, a ten wskaźnik 0% zakrzepicy utrzymuje się od czasu przeprowadzenia immunohistochemii na nerce bez przeszczepu i nerce przeszczepionej. Stosując opisaną technikę, okresowe barwienie kwasem ujawniło normalne proksymalne komórki kanalikowe w grupie kontrolnej i dawcy.

Komórki są prostopadłościenne z przezroczystą cytoplazmą i okrągłym jasnym jądrem w środku komórki dla obu strzałek. Zwróć uwagę na dowody łagodnego uszkodzenia brzegu zarośli, ale większość obrzeży zarośli jest regularna i dobrze zachowana. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonać zespolenie tętnicze pięty i panewki palcach, które spowoduje zmniejszenie liczby przypadków zakrzepicy i bardziej udane przeszczepy nerek.

Explore More Videos

Przeszczep nerki model myszy mysz przeszczep nerki zespolenie tętnicze zakrzepica tętnicza utrata przeszczepu technika chirurgiczna aorta dawcy mankiet pięty i palców u nóg

Related Videos

Zabieg przeszczepu nerki u myszy

18:48

Zabieg przeszczepu nerki u myszy

Related Videos

30.2K Views

Mapowanie losów ludzkich embrionalnych komórek macierzystych przez tworzenie potworniaków

08:56

Mapowanie losów ludzkich embrionalnych komórek macierzystych przez tworzenie potworniaków

Related Videos

17.6K Views

Metoda izolacji mysich wysp trzustkowych i podtorebkowego przeszczepu nerki

17:42

Metoda izolacji mysich wysp trzustkowych i podtorebkowego przeszczepu nerki

Related Videos

65.1K Views

Ekstrakcja nienaruszonej nerki od myszy: technika uzyskiwania nerki bez torebki nerkowej z modeli mysich

03:00

Ekstrakcja nienaruszonej nerki od myszy: technika uzyskiwania nerki bez torebki nerkowej z modeli mysich

Related Videos

5.1K Views

Ortotopowy przeszczep nerki świni: technika przeszczepu nerki w modelu świni

04:43

Ortotopowy przeszczep nerki świni: technika przeszczepu nerki w modelu świni

Related Videos

2.7K Views

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

16:15

Przeszczep nerki u myszy: modele odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Related Videos

21.3K Views

Izolacja i przeszczep różnych wiekowych mysich przeszczepów grasicy.

05:47

Izolacja i przeszczep różnych wiekowych mysich przeszczepów grasicy.

Related Videos

14.2K Views

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

09:15

Ortotopowy przeszczep nerki szczura: nowatorskie i uproszczone podejście chirurgiczne

Related Videos

16.4K Views

Podtorebkowe przeszczepienie nerki mysiej grasicy embrionalnej leczonej 2'-deoksyguanozyną u nagich myszy

07:39

Podtorebkowe przeszczepienie nerki mysiej grasicy embrionalnej leczonej 2'-deoksyguanozyną u nagich myszy

Related Videos

11.3K Views

Zmodyfikowana technika chirurgiczna przeszczepu nerki u myszy

10:38

Zmodyfikowana technika chirurgiczna przeszczepu nerki u myszy

Related Videos

6.6K Views

JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code