-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

PL

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Calculus
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Biopharma

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
K12 Schools
Biopharma

Language

pl_PL

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Calculus

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Neuroscience
Jednoczesna rejestracja kolokalizowanej elektroencefalografii i lokalnego potencjału pola u gryzoni
Jednoczesna rejestracja kolokalizowanej elektroencefalografii i lokalnego potencjału pola u gryzoni
JoVE Journal
Neuroscience
This content is Free Access.
JoVE Journal Neuroscience
Concurrent Recording of Co-localized Electroencephalography and Local Field Potential in Rodent

Jednoczesna rejestracja kolokalizowanej elektroencefalografii i lokalnego potencjału pola u gryzoni

Full Text
12,913 Views
08:31 min
November 30, 2017

DOI: 10.3791/56447-v

Sungmin Kang1, Michael Bruyns-Haylett2, Yurie Hayashi1, Ying Zheng1

1School of Biological Sciences, Whiteknights,University of Reading, 2Department of Bioengineering,Imperial College

AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Overview

This protocol describes a method for concurrent recording of electroencephalography (EEG) and multi-laminar local field potential (LFP) in an anesthetized rat. The technique provides insights into the relationship between EEG and LFP signals in the barrel cortex while ensuring minimal distortion of the EEG signal from the invasive procedure.

Key Study Components

Area of Science

  • Neuroscience
  • Electrophysiology
  • Experimental Models

Background

  • Electroencephalography (EEG) provides valuable information on brain activity.
  • Local field potentials (LFP) reflect synaptic activity in cortical layers.
  • The study aims to simultaneously capture these signals in vivo.

Purpose of Study

  • To develop a technique for recording co-localized EEG and LFP signals.
  • To investigate the effects of surgical procedures on EEG signal integrity.

Methods Used

  • Method involves surgery and electrode placements in anesthetized rats.
  • The model used is an anesthetized rat, specifically focusing on the barrel cortex.
  • The process includes drilling a burr hole for electrode insertion.
  • Critical steps include temperature monitoring and careful electrode positioning.

Main Results

  • Findings indicate that the EEG signal distortion from the burr hole is negligible.
  • The LFP recorded is an order of magnitude larger than the ERP from EEG.
  • The study confirms the relationship between the temporal profiles of the EEG and LFP.

Conclusions

  • This study demonstrates a reliable method for recording EEG and LFP concurrently.
  • The results provide insights into cortical signal interactions and influence future research on neurophysiological recordings.

Frequently Asked Questions

What are the advantages of this concurrent recording method?
This method allows for direct comparison of EEG and LFP signals, enhancing understanding of brain activity interactions without significant signal distortion.
How is the rat anesthetized for the procedure?
The rat is anesthetized using isoflurane in a chamber and maintained via a nose cone during the surgical process.
What types of data are obtained from this procedure?
The main data include EEG and LFP recordings, providing insights into neuronal excitability and cortical dynamics.
What steps are taken to ensure minimal disturbance to the EEG signal?
Careful surgical techniques, including minimizing burr hole size and monitoring electrode resistance, ensure the integrity of the EEG signal.
Can this technique be adapted for other brain regions?
Yes, while this protocol focuses on the barrel cortex, the approach can be modified for other cortical and subcortical areas.
What limitations are associated with this method?
One limitation is the invasive nature of the electrode insertion, which may introduce variability in signal quality.

Ten protokół opisuje prostą metodę jednoczesnego rejestrowania kolokalizowanej elektroencefalografii (EEG) i wielolaminarnego potencjału pola lokalnego u znieczulonego szczura. Wykazano, że otwór w czaszce wywiercony w czaszce w celu wprowadzenia mikroelektrody powoduje znikome zniekształcenia sygnału EEG.

Ogólnym celem tej metodologii jest jednoczesne rejestrowanie kolokalizowanej elektroencefalografii i potencjału pola lokalnego u znieczulonego szczura. Aby rozpocząć tę procedurę, zapisz wagę szczura na wadze laboratoryjnej. Znieczulić szczura w komorze izofluranowej.

Następnie umieść go na uchwycie stereotaktycznym, z ręcznikiem papierowym pod ciałem i oprzyj zęby na drążku do gryzienia. Następnie podawać izofluran w sposób ciągły przez twardy, plastikowy stożek nosowy zamontowany na zacisku nosowym. Podłączyć stożek do systemu znieczulającego izofluranem dla małych zwierząt.

Następnie włóż termostatyczną poduszkę grzewczą pod ręcznik papierowy, na którym spoczywa szczur, a następnie zabezpiecz głowę szczura dwoma nausznikami. Monitoruj temperaturę ciała za pomocą termometru doodbytniczego. Teraz ogol czubek głowy zwierzęcia.

Następnie nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki. Przed odsłonięciem czaszki nałóż krople lidokainy na skórę głowy i delikatnie wmasuj je w skórę. Następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości około dwóch do trzech centymetrów na skórze głowy za pomocą skalpela, aby odsłonić czaszkę.

Ostrożnie oddziel mięsień skroniowy, przeciwległy do opuszki wąsa, który ma być stymulowany od czaszki za pomocą skalera płaszczowego i pary ząbkowanych, zakrzywionych kleszczy preparacyjnych. W razie potrzeby wyczyść czaszkę bawełnianymi wacikami. Za pomocą plecionego, jedwabnego, niewchłanialnego szwu przywiąż oddzielony mięsień do skóry głowy za pomocą ciasnego węzła, a następnie bezpiecznie przywiąż szew do ramy stereotaktycznej.

Następnie użyj współrzędnych stereotaktycznych, aby zlokalizować korę beczkowatą, która ma dwa punkty pięć milimetrów ogonowych do bregma i sześć milimetrów bocznych do linii środkowej. Następnie narysuj kropkę w miejscu kory somatosensorycznej za pomocą cienkiej końcówki, markera permanentnego. Wywierć otwór o średnicy mniejszej niż dwa milimetry w czaszce.

Uważaj, aby nie wiercić w oponie twardej. Rozcieńczyć dno otworu, aby uzyskać przezroczystość. Aby zapobiec przegrzaniu czaszki podczas wiercenia, należy co 10 do 15 sekund nakładać sterylną sól fizjologiczną na obszar roboczy.

Następnie użyj igły o rozmiarze 27, aby przebić oponę twardą, aby umożliwić wprowadzenie mikroelektrody. Następnie przenieś ramkę stereotaktyczną ze szczurem do klatki Faradaya zamontowanej na górze stacji roboczej z izolacją drgań. Przymocuj zacisk czujnika pulsoksymetru, podłączony do jednostki sterującej pulsoksymetru, do tylnej łapy szczura, aby w sposób ciągły monitorować parametry fizjologiczne.

Następnie należy wymienić twardy, plastikowy stożek nosowy i zacisk nosowy na odpowietrznik Micro Flex wyposażony w przezroczysty miękki stożek nosowy, aby umożliwić łatwą stymulację wąsów po jednej stronie opuszki wąsów bez uszczerbku dla podawania izofluranu. Następnie włóż dwie elektrody stymulujące ze stali nierdzewnej do podkładki wąsów odsłoniętej przez wycięcie w stożku nosowym. Następnie podłącz elektrody stymulujące do izolowanego stymulatora prądu.

Następnie podnieś skórę linii środkowej szyi za pomocą kleszczy i wykonaj nożyczkami jedno- lub dwucentymetrowe nacięcie, gotowe do umieszczenia elektrod referencyjnych. W tej procedurze oczyść i osusz czaszkę otaczającą otwór zadziorowy za pomocą bawełnianego wacika. Ostrożnie nałóż przewodzącą pastę EEG na płaską stronę elektrody pająka EEG.

Pozostaw mały otwór z dala od pasty EEG na elektrodzie pająka, aby umożliwić przejście mikroelektrody wielopłytkowej przez otwór bez kontaktu z pastą i elektrodą pająka. Wyrównaj elektrodę pająka z otworem w czaszce z pastą EEG skierowaną w stronę czaszki. Ostrożnie dociśnij elektrodę pająka do czaszki, mocno dotykając czaszki za pomocą pasty EEG.

Za pomocą igły na strzykawce usunąć wszelką pastę zasłaniającą otwór zadzioru i usunąć nadmiar pasty EEG poza obwód elektrody pająka, tak aby kontakt między elektrodą pająka a czaszką był ograniczony przestrzennie do rozmiaru elektrody. Następnie rozsmaruj pastę EEG na elektrodzie referencyjnej EEG i umieść ją bezpiecznie w nacięciu z tyłu szyi szczura. Następnie podłącz elektrody EEG do przedwzmacniacza za pomocą pasywnego rozdzielacza sygnału dla sygnałów o niskiej impedancji.

Na tym etapie sprawdź rezystancję sondy EEG, aby upewnić się, że jest poniżej pięciu kiloomów. Jeśli nie, dodaj więcej pasty EEG i upewnij się, że elektroda pająka ma dobry kontakt z czaszką. Następnie zamontuj ramię mikromanipulatora na ramie stereotaktycznej.

Podłącz liniową 16-kanałową mikroelektrodę do 16-kanałowego ostrego stopnia głowicy, bezpiecznie przypiętą do ramienia mikromanipulatora. Następnie rozsmaruj pastę EEG na elektrodzie referencyjnej dla mikroelektrody, a następnie umieść ją bezpiecznie w nacięciu, obok elektrody referencyjnej dla EEG. Wyreguluj kąt ramienia mikromanipulatora tak, aby mikroelektroda była prostopadła do powierzchni kory mózgowej.

Teraz opuść mikroelektrodę pod mikroskopem, tak aby końcówka mikroelektrody była skierowana na maleńki otwór na dnie otworu zadziorowego, aż górna elektroda po prostu wniknie w powierzchnię kory. Należy uważać, aby nie wciskać mikroelektrody na powierzchnię opony twardej, ponieważ mogłoby to spowodować uszkodzenie elektrody. Wprowadzić mikroelektrodę do powierzchni kory mózgowej na głębokości 1 500 mikrometrów.

Mikroregulacja głębokości poprzez zastosowanie ciągu bodźców do podkładki wąsów i obserwację 16-kanałowego LFP wywołanego na monitorze komputera. Ostrożnie obracaj pokrętłem osi z na mikromanipulatorze, aż wystąpi najwyższa amplituda wywoływanego LFP, ponieważ zbiega się to z warstwą czwartą w korze mózgowej. Rysunek ten pokazuje, że ERP zarejestrowany przez sondę EEG jest o rząd wielkości mniejszy niż LFP zarejestrowany przez mikroelektrodę w warstwie nadziarnistej kory beczkowej.

Profil czasowy ERP jest podobny do profilu LFP w warstwie suprakrynarnej, gdy jest znormalizowany do negatywnego wglądu i nałożony. Jednak opóźnienia wglądu w ERP są dłuższe niż odpowiadające im opóźnienia wglądu w LFP. Z drugiej strony, profil czasowy ERP znacznie różni się od profilu warstwy granulowanej LFP.

Co ważne, nie są to swoje lustrzane odbicia z ziarnistym LFP zdominowanym przez pojedynczy negatywny rzut oka. Natomiast ERP składa się przede wszystkim z dwóch spojrzeń o przeciwnej polaryzacji. Wreszcie, sygnały EEG zebrane wokół otworu w czaszce nie różnią się znacząco od zapisów EEG z nienaruszonej czaszki.

Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu godziny, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Po jej opracowaniu, technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się EEG i neuronauką obliczeniową do zbadania neurogenezy sensorycznych potencjałów wywołanych. W ten sposób zapewniono ograniczenia dla matematycznego modelowania ERP.

Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak jednocześnie rejestrować kolokowane EEG i LFP.

Explore More Videos

Słowa kluczowe: elektroencefalografia potencjał pola lokalnego gryzoń znieczulony stereotaktyczny izofluran termostatyczna poduszka grzewcza lidokaina czaszka mięsień skroniowy kora beczkowa kora somatosensoryczna mikroelektroda klatka Faradaya izolacja drgań pulsoksymetr

Related Videos

Jednoczesne fMRI i elektrofizjologia w mózgu gryzoni

08:22

Jednoczesne fMRI i elektrofizjologia w mózgu gryzoni

Related Videos

14K Views

Jednoczesna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

10:45

Jednoczesna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Related Videos

20.8K Views

Rejestracja potencjału pola lokalnego w wycinkach kory hipokampowo-śródwęchowej myszy

02:44

Rejestracja potencjału pola lokalnego w wycinkach kory hipokampowo-śródwęchowej myszy

Related Videos

992 Views

Rejestracja potencjału pola lokalnego z obu półkul mózgu myszy

03:00

Rejestracja potencjału pola lokalnego z obu półkul mózgu myszy

Related Videos

796 Views

Metoda Micro-drive Array do zapisu elektrofizjologicznego z wielu obszarów mózgu

04:49

Metoda Micro-drive Array do zapisu elektrofizjologicznego z wielu obszarów mózgu

Related Videos

784 Views

Równoczesne zapisy potencjału elektroencefalograficznego i lokalnego potencjału pola u znieczulonego szczura

04:17

Równoczesne zapisy potencjału elektroencefalograficznego i lokalnego potencjału pola u znieczulonego szczura

Related Videos

728 Views

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

12:39

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Related Videos

16.7K Views

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego, elektrokardiogram, elektromiogram i rytm oddychania swobodnie poruszającego się szczura

10:07

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego, elektrokardiogram, elektromiogram i rytm oddychania swobodnie poruszającego się szczura

Related Videos

11.5K Views

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów

07:52

Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów

Related Videos

9.2K Views

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

08:59

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Related Videos

3.8K Views

JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
  • Biopharma
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • JoVE Newsroom
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code