Jednoczesne zapisy lokalnych potencjałów pola korowego i elektrokortykogramy w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów
7 stycznia 2019
Opracowaliśmy technikę, która jednocześnie rejestruje zarówno elektrokortykografię, jak i lokalne potencjały pola w odpowiedzi na nocyceptywne bodźce laserowe od swobodnie poruszających się szczurów. Technika ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych na poziomie mezoskopowym i makroskopowym, co ułatwia badanie nocyceptywnego przetwarzania informacji w mózgu.
Metoda ta pomaga ustalić bezpośredni związek sygnałów elektrokorowych zarejestrowanych zarówno z ECoG, jak i głębokości przewodów, aby odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące neuronalnego wkładu potencjałów wywołujących laser. Główną zaletą tej techniki jest to, że implantacja elektrody może być chroniona przez powłokę polimlekową, dzięki czemu zapis może być stosowany u naszych wolno poruszających się szczurów. Metoda ta może być stosowana do rejestrowania reakcji mózgu wywołanych przez bodźce różnych wrażeń lub krótkie cechy chorób psychicznych, które sprzyjają badaniu ich odpowiednich neuromagnetyzmów.
Rozpocznij tę procedurę od znieczulenia szczura, jak opisano w protokole tekstowym. Następnie użyj aparatu stereotaktycznego, aby przymocować głowę szczura z nosem umieszczonym w masce znieczulającej. Tolerancję chirurgiczną osiąga się, gdy szczur nie reaguje na szczypanie palca
.Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby uniknąć wysuszenia rogówki. Ogol górną część skóry głowy szczura za pomocą standardowej golarki. Następnie wysterylizuj skórę głowy za pomocą medycznego roztworu dezynfekującego jodoforu i 75% alkoholu, aby usunąć jod.
Wstrzyknij 2% lidokainę w skórę głowy w celu miejscowego znieczulenia. Następnie podaj atropinę, aby zahamować nadmierne rozrost dróg oddechowych. Wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości około dwóch do trzech centymetrów na skórze głowy za pomocą skalpela.
Wytnij i usuń część skóry głowy wzdłuż linii środkowej i odsłoń czaszkę. Zaznacz położenie elektrod ECoG na podstawie predefiniowanych współrzędnych stereotaktycznych. Zaznacz również położenie elektrod odniesienia i uziemienia na linii środkowej.
Wywierć otwory na ECoG za pomocą elektrycznej wiertarki czaszkowej w czaszce w zaznaczonych celownikach, nie niszcząc opony twardej. Wkręć nierdzewną, która łączy się z drutem miedzianym pokrytym izolacją, w otwór na głębokość około jednego milimetra. Unikaj penetracji leżącej poniżej opony twardej.
Umieść ochronną podstawę skorupy na czaszce. Przymocuj podstawę za pomocą sąsiednich do czaszki za pomocą akrylu dentystycznego. Zaznacz położenie elektrod z drutu głębokościowego na podstawie predefiniowanych współrzędnych stereotaktycznych.
Teraz wywierć małe otwory w czaszce wokół celowników do implantacji drutu i ostrożnie usuń płat kostny, aby odsłonić oponę twardą. Kraniotomię należy często myć solą fizjologiczną. Za pomocą igły podnieś i przetnij oponę twardą, nie uszkadzając pia mater, naczyń krwionośnych i powierzchni kory nowej.
Opuść elektrody z drutu głębokościowego na powierzchnię kory nowej. Następnie powoli penetruj mózg na docelową głębokość. Uszczelnij kraniotomię mieszaniną wosku i oleju parafinowego, aby upewnić się, że elektrody z drutu głębokościowego mogą być przesuwane w celu późniejszych manipulacji eksperymentalnych.
Zamocuj aparat elektrodowy za pomocą akrylu dentystycznego na czaszce. Przyspawaj każdy drut miedziany, który łączy się ze śrubą ECoG, do odpowiedniego kanału w module złącza. Zamontuj ściankę powłoki ochronnej do podstawy i przyspawaj elektrody odniesienia i uziemiające do odpowiednich kanałów.
Przymocuj nasadkę do powłoki ochronnej za pomocą taśm, aby uniknąć zanieczyszczenia. Po wstrzyknięciu szczurowi penicyliny, po operacji należy go umieścić w klatce o kontrolowanej temperaturze i wilgotności, zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Umieść szczura w komorze behawioralnej na co najmniej godzinę przed eksperymentem, aby upewnić się, że szczur zaaklimatyzuje się do środowiska nagrywania.
Delikatnie połącz stopień głowicy nagrywającej z modułem elektrody, aby uniknąć przestraszenia szczura i uszkodzenia modułu elektrody. Skonfiguruj generator laserowy. Podłącz światłowód i dostosuj rozmiar plamki lasera zgodnie z instrukcją obsługi urządzenia.
Teraz podłącz wyjście cyfrowe z generatora wyzwalacza do cyfrowego portu wejściowego karty nagrywającej. Ustaw kamerę wideo pod rogiem komory eksperymentalnej, aby stale rejestrować nocyceptywne zachowania szczura, gdy jego łapa otrzymuje nocyceptywną stymulację laserową. Dostarczaj ciągły biały szum przez głośnik w górnej części komory.
Zebrać dane elektrofizjologiczne zarówno z ECoG, jak i z elektrod drucianych głębokościowych za pomocą systemu rejestracji zgodnie z instrukcją obsługi urządzenia. Teraz dostarcz impulsy laserowe do podeszwy przedniej łapy szczura przez szczeliny w dnie komory, najpierw ustawiając generator laserowy. Następnie naciśnij przełącznik, aby dostarczyć stymulację laserową.
Pokazano tutaj surowe dane elektrofizjologiczne z obustronnej pierwotnej kory ruchowej, obustronnej pierwotnej kory somatosensorycznej i ECoG. Wyraźny potencjał wywołany laserem lub odpowiedź LEP jest wykrywalny po nadejściu bodźca laserowego. Pokazano tutaj uśrednioną falę LEP na poziomie grupy z sześciu elektrod pięciu szczurów.
Odpowiedzi LEP składają się z dominującego ujemnego odchylenia zwanego falą N1. Należy zauważyć, że fala N1 obustronnej pierwotnej kory somatosensorycznej wykazuje krótsze opóźnienie i wyższą amplitudę niż w przypadku obustronnej pierwotnej kory ruchowej. Rysunek ten pokazuje przekształconą falkowość koherencji między LEP-ami pobranymi z ECoG a drutami głębokościowymi w obustronnych S1 i M1, z laserem dostarczonym na podeszwę prawej przedniej łapy szczura.
Zauważ, że lewe S1 i M1 wykazywały wyższą koherencję niż prawe S1 i M1 w paśmie częstotliwości gamma. Po opracowaniu technika ta utoruje naukowcom drogę do jednoczesnego przywołania zarówno ECoG, jak i miejscowych potencjałów wypełnienia międzykorowego u swobodnie poruszających się szczurów, aby ujawnić neuronalny wkład potencjałów wywoływanych laserem.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
To badanie przedstawia nową technikę jednoczesnego rejestrowania elektrokortikografii (ECoG) i lokalnych potencjałów pola w szczurów swobodnie poruszających się w odpowiedzi na nocyceptywne stymulacje laserowe. To podejście ustanawia bezpośredni związek między sygnałami elektrokortykalnymi na poziomie mezoskopicznym i makroskopicznym, poprawiając rozumienie przetwarzania informacji nocyceptywnych w mózgu.
Kluczowe elementy badania
Obszar nauki
- Neuronauki
- Elektrofizjologia
- Badania behawioralne
Tło
- Rozumienie przetwarzania nocyceptywnego jest kluczowe dla badań neuronaukowych.
- Elektrokortikografia zapewnia wgląd w aktywność mózgu.
- Lokalne potencjały pola odzwierciedlają aktywność neuronów w odpowiedzi na stymulacje.
- Modele zwierząt swobodnie poruszających się są niezbędne do badania naturalnych zachowań.
Cel badania
- Rozwój metody rejestrowania ECoG i lokalnych potencjałów pola jednocześnie.
- Badanie wkładu neuronów w potencjały wywołane laserem.
- Ułatwienie badań nad reakcji mózgu na różne stymulacje zmysłowe.
Zastosowane metody
- Szczury są znieczulone i przygotowane do implantacji elektrod.
- Do zamocowania głowy szczura stosowany jest aparat stereotaksyczny.
- Elektrody są chronione przez muszlę polilaktydową dla wytrzymałości.
- Rejestracji dokonuje się podczas swobodnego poruszania się szczurów.
Główne wyniki
- Technika z powodzeniem rejestrował ECoG i lokalne potencjały pola.
- Dane ujawniają związek między sygnałami elektrokortykalnymi a stymulacjami nocyceptywnymi.
- Wyniki wspierają dalsze badania nad przetwarzaniem sensorycznym i stanami psychiatrycznymi.
- Metoda pozwala na wszechstronne zastosowania w badaniach neuronaukowych.
Wnioski
- Ta technika poprawia rozumienie przetwarzania nocyceptywnego w mózgu.
- Dostarcza cennego narzędzia do badania reakcji mózgu na różne stymulacje.
- Projekt metody pozwala na jej zastosowanie w modelach zwierząt swobodnie poruszających się.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
This method enables simultaneous recording of electrocorticographic and local field potential signals in freely moving rats, providing a translational bridge between mesoscopic and macroscopic neural activity measurements. By capturing nociceptive-evoked responses with high signal-to-noise ratio, it supports mechanistic de-risking in pain target validation and phenotypic screening workflows. The approach enhances predictive confidence in early discovery by linking cortical surface and depth electrophysiology to behavioral phenotypes.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Interrogates therapeutic hypotheses by correlating laser-evoked potential waveforms with nociceptive pathway activation.
- Operational Value: Enables functional target validation through simultaneous surface and depth electrocortical signal acquisition.
- Predictive Value: Supports portfolio triage by quantifying neural response consistency across cortical layers.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Prepares validated biological systems for downstream assay standardization using synchronized ECoG and LFP readouts.
- Operational Value: Enhances screening readiness through reproducible, noise-minimized electrophysiological recordings in awake-behaving models.
- Scalability: Facilitates platform reuse via 3D-printed protective shell design that maintains electrode stability across sessions.
Translational & Preclinical Research
- Translational Continuity: Aligns with disease-relevant systems by modeling nociceptive processing mechanisms relevant to analgesic development.
- Preclinical Model: Supports risk-adjusted advancement decisions through quantifiable, stimulus-locked neural biomarkers.
- Mechanistic De-risking: Clarifies neuronal contributions to laser-evoked potentials, reducing ambiguity in target engagement interpretation.
Pipeline & Workflow Integration
The method integrates into early discovery workflows by enabling hypothesis testing of nociceptive targets through concurrent cortical surface and depth electrophysiology measurements.
- Discovery Biology: Supports pathway clarification by isolating neuronal contributions to evoked potentials across cortical layers.
- Screening: Delivers quantitative, stimulus-locked outputs that facilitate compound effect comparison in behavioral paradigms.
- Analytics: Provides coherent signal metrics (e.g., wavelet coherence) that help teams compare neural engagement across conditions.
- Translational Research: Connects to preclinical continuity via measurable nociceptive biomarkers predictive of analgesic efficacy.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable electrophysiology capability for longitudinal target validation across multiple sensory modalities.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence by reducing mechanistic ambiguity in cortical nociceptive processing.
- Operational Value: Ensures standardization and reproducibility through protected electrode implantation in freely moving models.
- Strategic Value: Improves go/no-go decisions by providing multi-scale electrocortical validation of target engagement.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization through objective, quantifiable neural response metrics.
Implementation Considerations
- Requires expertise in stereotaxic surgery, electrophysiology, and behavioral neuroscience.
- Dependent on laser stimulation systems, recording headstages, and spectral analysis software.
- Necessitates cross-team standardization for electrode placement, stimulus timing, and noise control protocols.
- Involves adaptation considerations when extending to other cortical targets or disease models.
- Limited by the need for surgical recovery periods and environmental acclimatization before data collection.
