Name: Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Poznaj metodę niskokosztowej akwizycji EEG o dużej gęstości u myszy przy użyciu otwartych zasobów. Technika ta umożliwia badanie organizacji sieci neuronowych oraz przestrzenno-czasowych cech odpowiedzi wrażeniowych w neurobiologii snu, epilepsji i anestezjologii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ta praca była wspierana przez Foundation for Anesthesia Education and Research Mentored Research Training Grant (ARM), przez granty National Institutes of Health GM107117 (MBK) i GM088156 (MBK) oraz przez Wydział Anestezjologii i Intensywnej Terapii na University of Pennsylvania, Perelman School of Medicine.

<ol><li>Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. -S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+resolution+electroencephalography+in+freely+moving+mic%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">High resolution electroencephalography in freely moving mic.</a> J. Neurophysiol. 104 (3), 1825-1834 (2010).</li>
<li>Lee, M., Kim, D., Shin, H., Sung, H., Choi, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-density+EEG+Recordings+of+the+Freely+Moving+Mice+using+Polyimide-based+Microelectrode%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">High-density EEG Recordings of the Freely Moving Mice using Polyimide-based Microelectrode.</a> J Vis Exp. (47), e2-e5 (2011).</li>
<li>Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A. M., Kiss, J. Z., Michel, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+for+studying+large-scale+neuronal+networks+using+EEG+mapping+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques.</a> Neuroimage. 42 (2), 591-602 (2008).</li>
<li>Sabourin, M. E., Cutcomb, S. D., Crawford, H. J., Pribram, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+correlates+of+hypnotic+susceptibility+and+hypnotic+trance%3A+spectral+analysis+and+coherence%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Psychophysiol%22%5BJournal%5D)">EEG correlates of hypnotic susceptibility and hypnotic trance: spectral analysis and coherence.</a> Int J Psychophysiol. 10 (2), 125-142 (1990).</li>
<li>Miller, E. K., Wilson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((All+My+Circuits%3A+Using+Multiple+Electrodes+to+Understand+Functioning+Neural+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">All My Circuits: Using Multiple Electrodes to Understand Functioning Neural Networks.</a> Neuron. 60 (3), 483-488 (2008).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Kipke, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+Neurotechnologies+for+Chronic+Neural+Interfaces%3A+New+Horizons+and+Clinical+Opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Advanced Neurotechnologies for Chronic Neural Interfaces: New Horizons and Clinical Opportunities.</a> J Neurosci. 28 (46), 11830-11838 (2008).</li>
<li>Logothetis, N. K., Kayser, C., Oeltermann, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Measurement+of+Cortical+Impedance+Spectrum+in+Monkeys%3A+Implications+for+Signal+Propagation%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">In Vivo Measurement of Cortical Impedance Spectrum in Monkeys: Implications for Signal Propagation.</a> Neuron. 55 (5), 809-823 (2007).</li>
<li>Michel, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electric+source+imaging+of+human+brain+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Rev%22%5BJournal%5D)">Electric source imaging of human brain functions.</a> Brain Res Rev. 36 (2-3), 108-118 (2001).</li>
<li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex%3A+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiol Rev. 65 (1), 37-100 (1985).</li>
<li>Cook, I. A., O'Hara, R., Uijtdehaage, S. H. J., Mandelkern, M., Leuchter, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+the+accuracy+of+topographic+EEG+mapping+for+determining+local+brain+function%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Assessing the accuracy of topographic EEG mapping for determining local brain function.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 107 (6), 408-414 (1998).</li>
<li>Teplan, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundamentals+of+EEG+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22Meas+Sci+Rev%22%5BJournal%5D)">Fundamentals of EEG measurement.</a> Meas Sci Rev. 2, 1-11 (2002).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. a, Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents-+EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents- EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Kahana, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Cognitive+Correlates+of+Human+Brain+Oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The Cognitive Correlates of Human Brain Oscillations.</a> J Neurosci. 26 (6), 1669-1672 (2006).</li>
<li>Olejniczak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurophysiologic+basis+of+the+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Neurophysiologic basis of the EEG.</a> J Clin Neurophysiol. 23 (3), 186-189 (2006).</li>
<li>Thut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulating+Brain+Oscillations+to+Drive+Brain+Function%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Modulating Brain Oscillations to Drive Brain Function.</a> PLoS Biol. 12 (12), 1-4 (2014).</li>
<li>Buzsáki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+Oscillations+in+Cortical+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuronal Oscillations in Cortical Networks.</a> Science. 304, 1926-1929 (2004).</li>
<li>Crick, F., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+a+neurobiological+theory+of+consciousness%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Towards a neurobiological theory of consciousness.</a> Semin Neurosci. 2, 263-275 (1990).</li>
<li>Murakami, S., Okada, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+principal+neocortical+neurons+to+magnetoencephalography+and+electroencephalography+signals%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Contributions of principal neocortical neurons to magnetoencephalography and electroencephalography signals.</a> J Physiol. 575 (3), 925-936 (2006).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22The+Mouse+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates.+3rd+ed%22">The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. 3rd ed</a>. , Elsevier. New York. (2007).</li>
<li>Lein, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+atlas+of+gene+expression+in+the+adult+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain.</a> Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).</li>
<li>Allen Mouse Brain Atlas. , Allen Institute for Brain Science. Available from: 
 <a target="_blank" href="http://mouse.brain-map.org">http://mouse.brain-map.org</a> (2015).</li>
<li>Berger, R. D., Akselrodv, S., Gordon, D., Cohen, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Efficient+Algorithm+for+Spectral+Analysis+of+Heart+Rate+Variability%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">An Efficient Algorithm for Spectral Analysis of Heart Rate Variability.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 33 (9), 900-904 (1986).</li>
<li>Pan, J., Tompkins, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Real-Time+QRS+Detection+Algorithm%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A Real-Time QRS Detection Algorithm.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 32 (3), 230-236 (1985).</li>
<li>Moody, G. B., Mark, R. G., Zoccola, A., Mantero, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Derivation+of+Respiratory+Signals+from+Multi-lead+ECGs%5BTitle%5D)+AND+%22Comput+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Derivation of Respiratory Signals from Multi-lead ECGs.</a> Comput Cardiol. 12, 113-116 (1985).</li>
<li>Thongpang, S., Richner, T. J., Brodnick, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Micro-Electrocorticography+Platform+and+Deployment+Strategies+for+Chronic+BCI+Applications%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+EEG+Neurosci%22%5BJournal%5D)">A Micro-Electrocorticography Platform and Deployment Strategies for Chronic BCI Applications.</a> Clin EEG Neurosci. 42 (4), 259-265 (2011).</li>
<li>Laird, H. E. I., Hermansen, J. E., Huxtable, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+electrode-cannula+unit+for+intracerebral+electrical+stimulation%2C+EEG+recording+and+drug+administration+in+small+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacolgy+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">An electrode-cannula unit for intracerebral electrical stimulation, EEG recording and drug administration in small animals.</a> Pharmacolgy Biochem Behav. 10 (2), 429-431 (1979).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisano niskokosztową konstrukcję i kroki chirurgiczne niezbędne do prawidłowego uzyskania 26-kanałowego montażu EEG o dużej gęstości u myszy. Prawidłowy kontakt z elektrodą zewnątrzoponową ma kluczowe znaczenie dla uzyskania wysokiej jakości sygnałów EEG w tym systemie. Dwa kroki w protokole rozwiązują ten problem: przycinanie szpilek w celu dopasowania do konturu mózgu oraz implantacja nakrycia głowy przed wzmocnieniem akrylowym. Ważne jest, aby na etapie budowy nie przyciąć szpilki zbyt krótko. Podczas wszczepiania nakryć głowy konieczne jest sprawdzenie rozmieszczenia kołków przed ostatecznym wzmocnieniem akrylowym. Jednym ze sposobów potwierdzenia prawidłowego kontaktu z elektrodą jest test impedancji. Pozornie impedancje 5-10 kΩ sugerują prawidłowe umiejscowienie znieczulenia zewnątrzoponowego.26 Pomiary impedancji wskazują na trwałość głowic, ponieważ wartości impedancji elektrod są stabilne w tym zakresie 5-10 kΩ przez co najmniej 4 miesiące po implantacji. Innym istotnym krokiem jest wyrównanie pinów EMG z dwoma najbardziej tylnymi rzędami cegły EEG 2 x 7. Ma to kluczowe znaczenie dla podłączenia adaptera, ponieważ nieprawidłowo ustawione piny EMG i EEG spowodują niemożność podłączenia adaptera lub wygiętych pinów adaptera.
Główną zaletą tego systemu akwizycji jest łatwość modyfikacji kształtu układu elektrod w celu optymalizacji różnorodnych potrzeb eksperymentalnych. Można łatwo stworzyć niestandardowe układy elektrod, które są optymalnie dostosowane do konkretnych eksperymentów. Dostosowanie do konkretnych eksperymentów może potencjalnie połączyć EEG z kaniulą w celu ukierunkowanego dostarczania leków w połączonych badaniach farmakologicznych, elektroencefalograficznych i behawioralnych. 27 Nakrycia głowy, adaptery i zabiegi chirurgiczne można łatwo dostosować do wielu badań, jeśli stosuje się metody opisane w powyższym protokole. Drugą ważną zaletą tego systemu akwizycji jest jego niski koszt. Obecnie ten system akwizycji może nagrywać 128 kanałów wejściowych na maksymalnie 4 oddzielnych kablach, co pozwala na jednoczesne nagrywanie z 4 myszy lub, w razie potrzeby, szczurów z siatkami o większej gęstości. Taka rozbudowa wymagałaby jedynie dodatkowych kabli i adapterów.
Takie podejście do akwizycji EEG o dużej gęstości rozwiązuje wady innych metod akwizycji EEG o dużej gęstości u myszy. System opisany w tej pracy jest zgrabnie skonstruowany z prostych materiałów i wykorzystuje sprzęt i oprogramowanie typu open source, które jest niedrogie i stabilne, pozwala na wielokrotne pomiary u tego samego zwierzęcia przez miesiące, umożliwia swobodny ruch podczas eksperymentu i nie wymaga znieczulenia myszy do nagrywania. Ograniczenia tego systemu polegają na tym, że do tej pory został on zwalidowany tylko u myszy o wadze 20 g lub więcej i starszych niż 12 tygodni. Mniejsze lub młodsze myszy mogą mieć trudności z implantacją nakrycia głowy. Wtórnym ograniczeniem tej metodologii jest brak możliwości precyzyjnej kontroli głębokości elektrody po wyprodukowaniu głowicy. Jednak to samo ograniczenie dotyczy tradycyjnych śrubowych elektrod EEG, ponieważ nie ma sposobu, aby dokładnie określić głębokość przedśmiertnej w stosunku do powierzchni kory mózgowej. Rozwiązywanie problemów w przypadku tej metody zwykle polega na prawidłowym ekranowaniu sygnału zakłócającego z myszy podczas korzystania z uwięzi w celu uzyskania sygnału wolnego od zakłóceń.
Matryce EEG o dużej gęstości są niezbędne do złożonych analiz czasoprzestrzennych danych EEG, które są nową normą we współczesnej interpretacji EEG. Podczas gdy zilustrowano rozkład przestrzenny wizualnego potencjału wywołanego, dane uzyskane za pomocą tego systemu mogą być analizowane przy użyciu technik obrazowania źródeł elektrycznych i pomiarów łączności neuronalnej. Zmniejszenie powierzchni styku między tymi stykami elektrody o 60% do 70% w porównaniu z tradycyjnymi stykami śrubowymi pozwala na bardziej precyzyjną lokalizację sygnału, jak pokazano na rysunku 4. Zastosowanie technik analitycznych o dużej gęstości u genetycznie zmodyfikowanych myszy, po interwencji farmakologicznej lub u zwierząt z wewnętrzną patologią, taką jak zaburzenia napadowe, może pomóc w rozpoznaniu mechanizmów generujących określone oscylacje kory mózgowej, zlokalizowaniu źródeł ERP i EP oraz ujawnieniu właściwości sieci na dużą skalę. Dzięki lepszemu równoległemu dopasowaniu systemów ludzkich podejście to pozwoli na udoskonalenie modeli neurofizjologii i neuropatologii człowieka na małych zwierzętach, ułatwiając przełożenie odkryć dokonanych na modelach gryzoni na znaczenie naukowe i kliniczne u ludzi.

Aktywność neuronalna może być rejestrowana pozakomórkowo z różnymi poziomami szczegółowości, od mikroskopijnej (indywidualne potencjały czynnościowe) przez mezoskopową (lokalne potencjały pola) do makroskopowej (elektroencefalogram). Te ślady fal mózgowych są klasycznie analizowane w dziedzinie częstotliwości w celu scharakteryzowania stanów behawioralnych, neurofizjologicznych lub elektrofizjologicznych. Można to zrobić za pomocą pojedynczego biopotencjału,4 ale zapisy EEG o rzadkiej gęstości nie są w stanie określić przestrzennego składnika aktywności neuronalnej. Nowoczesna analiza elektroencefalogramu opiera się na wielu elektrodach w celu stworzenia szczegółowych map czasoprzestrzennego rozkładu aktywności kory mózgowej w celu skorelowania tej aktywności z określonymi warunkami psychologicznymi i procesami fizjologicznymi. 5-7 Dwie z najczęściej stosowanych kategorii analiz wymagających montażu EEG o dużej gęstości to obrazowanie źródeł elektrycznych i pomiary łączności sieci neuronowych. 8-11
Obrazowanie źródła elektrycznego polega na lokalizacji funkcjonalnie aktywnych obszarów mózgu. Mapowanie topograficzne układu elektrod może wizualizować gęstość źródła prądu aktywności elektrycznej w mózgu podczas potencjałów związanych ze zdarzeniami (ERP) i potencjałów wywołanych (EP). Lokalizacja źródła elektrycznego jest powszechnie stosowana zarówno w badaniach napadów, jak i w analizach dystrybucji mocy. 12-15 Ponieważ EEG ma wysoką rozdzielczość czasową, badania EEG umożliwiają ocenę ERP i EP w czasie rzeczywistym, a także czasowo precyzyjną analizę post hoc. 3,11,12
Powiązanie stanów i funkcji poznawczych z wzajemnym oddziaływaniem oscylacji obserwowanych na elektroencefalogramie jest ostatecznym celem różnych pomiarów połączeń sieci neuronowych. Liczne badania wykazały, że synchronizacja i blokowanie fazowe oscylacji między różnymi regionami mózgu są związane z określonymi stanami pobudzenia, uwagi i działania.6,13,14,16-19 Wykazanie takich powiązań sygnałów między regionami mózgu wymaga tablic o dużej gęstości, które umożliwiają ocenę łączności sieciowej.
Lokalizacja źródeł i analizy sieciowe sygnałów EEG pochodzą z badań na ludziach, ale badania nad neuronalnymi podstawami tych sygnałów z konieczności obejmują modele zwierzęce, ponieważ wymagają one technik inwazyjnych, które są niemożliwe do wykonania u ludzi. Aby powtórzyć te analizy w modelach gryzoni, potrzebna jest metoda przechwytywania sygnałów EEG o dużej gęstości w mózgu gryzoni. Podczas gdy inne grupy skonstruowały układy mikroelektrod o dużej gęstości do stosowania u myszy, takie podejścia są ograniczone do dostępności dla badaczy bez dostępu do urządzeń do nanowytwarzania, nie są wystarczająco solidne, aby można je było powtarzać przez dłuższy czas lub są ograniczone do stosowania u znieczulonych myszy. 1-3,7 Poniżej przedstawiono tani alternatywny protokół do budowy przewlekłego układu elektrod przezczaszkowych o dużej gęstości.
Opisane tutaj podejście do pozyskiwania sygnałów nie ogranicza się do EEG, ale obejmuje sygnały elektromiograficzne (EMG). Akwizycja sygnałów EMG może być uzupełniającym podejściem do definiowania stanu zachowania i jest szczególnie przydatna w badaniach snu. Takie podejście zapewnia rozwiązanie pośrednie między drogimi siatkami wewnątrzczaszkowymi o bardzo dużej gęstości a ograniczoną liczbą odprowadzeń możliwą do osiągnięcia w przypadku tradycyjnych elektrod śrubowych, które są niewystarczające dla zaawansowanych metod analizy. Konstrukcja głowicy jest łatwa w budowie i przystępna cenowo do badań o wysokiej przepustowości. Zastosowanie tego systemu akwizycji w połączeniu z różnymi genetycznymi lub farmakologicznymi technikami manipulacyjnymi w modelach gryzoni może pomóc w odkryciu mechanizmów generowania drgań korowych, rozbieżności behawioralnych od prawdziwych różnic genotypowych, lokalizacji źródeł ERP i EP oraz komunikacji sieciowej na dużą skalę.

<table><tbody><tr><td>32-kanałowy wzmacniacz RHD2132 Intan</td><td>Technologies</td><td>C3314</td><td></td></tr><tr><td>Płyta zakupowa</td><td>Open Ephys</td><td>v2.2</td><td></td></tr><tr><td>100-pozycyjne złącze odbieralne</td><td>Digi-Key</td><td>ED85100-ND</td><td>Głowica</td></tr><tr><td>aceton (1 l)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>179973-1L</td><td></td></tr><tr><td>Żyletka (100 szt.)</td><td>McMaster Carr</td><td>3962A4</td><td></td></tr><tr><td>Szczypce do cięcia drutu</td><td>MSC Industrial</td><td>321786</td><td></td></tr><tr><td>2-częściowy żywica epoksydowa</td><td>McMaster Carr</td><td>7605A18</td><td></td></tr><tr><td>Drut srebrny powlekany PFA (25 stóp)</td><td>Systemy AM</td><td>787000</td><td>EMG Wire</td></tr><tr><td>CircuitWriter Pen</td><td>MCM Electronics</td><td>200-175</td><td>Srebrny aplikator do końcówek elektrod</td></tr><tr><td>36-pozycyjne dwurzędowe męskie złącze nano-miniaturowe</td><td>Złącze Omnetics Corporation</td><td>A79028-001</td><td>Głowica do adaptera wzmacniacza</td></tr><tr><td>Nagłówek listwy połączeniowej 2 x 50</td><td>Digi-Key</td><td>ED83100-ND</td><td>Głowica do wzmacniacza</td></tr><tr><td>Adapter Clidox Base i Acitvator</td><td>Pharmacal</td><td>95120F i 96120F</td><td>Sterylant</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Priamal Enterprises Ltd</td><td>66794-019-10</td><td></td></tr><tr><td>Gaz tlenowy</td><td></td><td>OX USP300</td><td></td></tr><tr><td>Regulator temperatury z zamkniętą pętlą</td><td>CWE Inc.&nbsp;</td><td>08-130000</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki zakrzywione</td><td>FST</td><td>14085-09</td><td></td></tr><tr><td>0,25% chlorowodorek bupiwakainy</td><td>Hospira</td><td>0409-1159-02</td><td>Znieczulenie miejscowe</td></tr><tr><td>Meloksykam 5 mg / ml</td><td>Henry Schein</td><td>6451602845</td><td>Ulga w bólu / stanie zapalnym</td></tr><tr><td>0,9% Chlorek sodu</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-20</td><td>Płyny</td></tr><tr><td>Cefazolin</td><td>Hospira</td><td>0409-0806-01</td><td>Antybakteryjny</td></tr><tr><td>No.11 Jednorazowy Scapel (20 szt.)</td><td>Pióro</td><td>2975#11</td><td></td></tr> Micro <tr><td>Serrefines</td><td>FST</td><td>18052-3</td><td></td></tr><tr><td>Waciki bawełniane (1,000 szt.)</td><td>MSC Industrial</td><td>8749574</td><td></td></tr><tr><td>Mikrowiertło 0,5 mm</td><td>FST</td><td>19007-05</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło stereotaktyczne</td><td>Kopf</td><td>Model 1471</td><td></td></tr><tr><td>zakrzywione Kleszcze</td><td>Roboz</td><td>RS-5136</td><td></td></tr><tr><td>Metakrylan metylu</td><td>AM Systems</td><td>525000</td><td>Cement do głowicy</td></tr><tr><td>Związek sieciujący metakrylan metylu</td><td>Systemy</td> AM <td>526000</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione hemostatyki</td><td>FST</td><td>13003-10</td><td>Aide in Adapter Connection</td></tr><tr><td>RHD2000 standardowy interfejsu SPI (3ft)</td><td>Intan Technologies</td><td>C3203</td><td></td></tr><tr><td>Ramię wspornikowe</td><td>Instech</td><td>MCLA</td><td></td></tr><tr><td>Micro Spatula (12 szt.)</td>Cyfrowa stacja lutownicza <td>Fischer Scientific</td><td>S50822</td><td></td></tr><tr><td></td><td>MCM Electronics</td><td>21-10115</td><td></td></tr><tr><td>Lut z rdzeniem kalafonii 60/40 Cyna / ołów</td><td>MCM Electronics</td><td>21-1045</td><td></td></tr><tr><td>Lakier do paznokci Color Craze z utwardzaczami (na bazie nitrocelulozy)</td><td>L.A. Kolory</td><td>CNP508</td><td></td></tr><tr><td>Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt z cyfrowym wyświetlaczem Konsola</td><td>Kopf</td><td>Model 940</td><td></td></tr></tbody></table>

akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

High-density Electroencephalographic Acquisition in a Rodent Model Using Low-cost and Open-source Resources

Zaawansowane techniki analizy elektroencefalograficznej wymagające wysokiej rozdzielczości przestrzennej, w tym obrazowanie źródeł elektrycznych i pomiary łączności sieciowej, mają zastosowanie do coraz szerszego zakresu zagadnień w neurobiologii. Wykonywanie tego rodzaju analiz w modelu gryzoni wymaga większej gęstości elektrod niż mogą to osiągnąć tradycyjne elektrody śrubowe. Chociaż istnieją montaże elektroencefalograficzne o większej gęstości dla gryzoni, są one ograniczone do większości badaczy, nie są wystarczająco wytrzymałe, aby można je było powtarzać przez dłuższy czas lub są ograniczone do stosowania u znieczulonych gryzoni. 1-3 Proponowana tania metoda konstruowania trwałego, licznego, przezczaszkowego układu elektrod, składającego się z obustronnie wszczepialnych nakryć głowy, jest badana jako sposób na przeprowadzenie zaawansowanych analiz elektroencefalogramu u myszy lub szczurów.

Przedstawiono procedury wytwarzania nakryć głowy i chirurgicznego wszczepienia implantów niezbędnych do wytworzenia sygnału o wysokim współczynniku szumu, elektroencefalograficznych i elektromiograficznych o niskiej impedancji. Chociaż metodologia jest przydatna zarówno u szczurów, jak i myszy, ten manuskrypt koncentruje się na trudniejszej implementacji dla mniejszej czaszki myszy. Swobodnie poruszające się myszy są podłączone do tylko za pomocą wspólnego adaptera podczas nagrywania. Jedna wersja tego systemu elektrod, która zawiera 26 kanałów elektroencefalograficznych i 4 kanały elektromiograficzne, jest opisana poniżej.

Przykładowe dane zarejestrowane u swobodnie poruszającej się myszy z implantowanym gęstym układem elektrod EEG przedstawiono na Rysunku 3. Poszczególne przebiegi EEG odpowiadają schematowi mapowania kanałów pokazanemu na Rysunku 2. Na Rysunku 3 wyświetlono również przykłady EMG z odcinka szyjnego i piersiowego. Należy zauważyć, że zapis EMG klatki piersiowej zawiera również wbudowaną aktywność elektryczną pochodzącą z serca myszy, która staje się wyraźna po obliczeniu sygnału różnicowego między dwoma przewodami EMG klatki piersiowej (T). Dzięki temu zapisowi możliwe jest również obliczenie częstości akcji serca myszy poprzez pomiar czasu między impulsami QRS w zapisie elektrokardiograficznym.23-24 Podobnie można zmierzyć częstość oddechów myszy, obliczając zmienność fazową impulsu QRS w miarę rozszerzania się i kurczenia klatki piersiowej przy każdym oddechu.25 Zatem taka konfiguracja umożliwia przeprowadzenie polisomnografii u myszy. Co więcej, układ ten pozwala na mapowanie korowe potencjałów wywołanych wzrokowo (Rysunek 4). Gdy 10 msec impuls światła zostanie dostarczony wyłącznie do lewego oka myszy, w przeciwległej (ale nie w tej samej) pierwotnej korze wzrokowej rejestrowane są klasyczne odpowiedzi, po których następuje opóźniona odpowiedź w przeciwległej wtórnej korze wzrokowej. Film dołączony do Rysunku 4 przedstawia zmienne w czasie potencjały elektryczne na całej powierzchni kory wraz z wykresami aktywności w przeciwległych obszarach V1 i V2.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>AP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3.3</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>0</td>
			<td>0</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2</td>
			<td></td>
			<td>0.4</td>
			<td>0.6</td>
			<td>0.6</td>
			<td>0.4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.7</td>
			<td></td>
			<td>0.6</td>
			<td>0.9</td>
			<td>0.9</td>
			<td>0.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-0.6</td>
			<td></td>
			<td>0.9</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>0.9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-1.9</td>
			<td></td>
			<td>1</td>
			<td>1.1</td>
			<td>1.1</td>
			<td>1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-3.2</td>
			<td>3</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>-4.5</td>
			<td>3</td>
			<td>0.7</td>
			<td>0.7</td>
			<td>0.7</td>
			<td>0.7</td>
			<td>3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UCZENIE MASZYNOWE</td>
			<td></td>
			<td>-2.3</td>
			<td>-1</td>
			<td>1</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Długości przycinania pinów. Rysunek ten przedstawia wymagane długości przycinania, w mm, dla każdego pinu w uchwycie głowicowym. Długości przycinania pinów zostały pobrane z atlasu mózgu myszy. Po przycięciu piny w uchwycie głowicowym dopasowują się do profilu powierzchni mózgu.20 Piny EMG są całkowicie odcinane, ponieważ przewody służące do rejestracji sygnału EMG są lutowane do pozostałego kikutu pinu.
<img alt="Schemat konfiguracji eksperymentu neuronaukowego przedstawiający montaż wieloprzewodowego złącza głowicy dla badania na myszach." src="/files/ftp_upload/54908/54908fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Komponenty głowicy, pośrednie etapy konstrukcji i prawidłowe połączenie do rejestracji. Na tym rysunku przedstawiono surowce użyte do stworzenia głowic. Z gniazda złącza 100-pinowego tworzone są mniejsze komponenty 2 x 7 oraz 2 x 1. Należy zauważyć, że w komponencie 2 x 1 oryginalna krawędź elementu 2 x 50 pozostała nienaruszona, co umożliwia spójną konstrukcję głowicy i pozwala na użycie jednego adaptera do wielu implantowanych myszy. Rysunek 1B oraz 1C przedstawiają materiały niezbędne do wykonania adaptera łączącego głowicę z wzmacniaczem. 1B prezentuje koniec adaptera od strony głowicy, który jest w podobny sposób przycinany, aby połączyć się z głowicą. Należy zwrócić uwagę, że element 2 x 1 ponownie posiada oryginalną krawędź z komponentu bazowego, co zapewnia prawidłowe połączenie między adapterem a głowicą. Rysunek 1C pokazuje koniec adaptera, który łączy się ze wzmacniaczem. Rysunek 1D ilustruje komponenty 2 x 7 i 2 x 1 utwierdzone żywicą epoksydową wraz z przygotowanymi przewodami EMG do rejestracji sygnału. Rysunek 1E przedstawia gotową głowicę. Rysunek 1F pokazuje gotowy adapter. Rysunek 1G przedstawia prawidłowe połączenie między głowicami a adapterem. Na koniec, Rysunek 1H pokazuje mysz z implantem oraz podłączonym adapterem i wzmacniaczem. Układ wzmacniacza jest połączony z kablem interfejsu, który prowadzi do karty akwizycji (nie pokazano). <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat mapowania mózgu z zestawem macierzy elektrod do badań neuronalnych obok monety dla skali." src="/files/ftp_upload/54908/54908fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Montaż elektrod i w pełni skonstruowany uchwyt na głowę. Ten rysunek przedstawia rozmieszczenie elektrod w odniesieniu do mózgu myszy. Położenia elektrod oparto na współrzędnych stereotaksycznych od punktu Bregma. Współrzędne dla każdej elektrody znajdują się w kroku 4.8 protokołu. Kolor elektrody odpowiada obszarom mózgu pod każdą elektrodą. Biały = przedczołowa kora asocjacyjna (FrA), Pomarańczowy = pierwotna kora ruchowa (M1), Różowy = wtórna kora ruchowa (M2), Ciemnozielony = pierwotna kora somatosensoryczna, obszar kończyny przedniej (S1FL), Zielony = pierwotna kora somatosensoryczna, strefa dysgranularna (S1DZ), Jasnozielony = pierwotna kora somatosensoryczna, pole beczkowe (S1BF), Żółty = przyśrodkowa przyciemieniowa kora asocjacyjna (MPtA), Ciemnoniebieski = pierwotna kora wzrokowa (V1), Jasnoniebieski = wtórna kora wzrokowa, obszar mediomedialny (V2MM), Czarny = retrosplenialna kora dysgranularna (RSD).20 Przedstawiono również wspólną referencję/masę. Ten schemat referencyjny minimalizuje artefakty oddechowe w sygnale surowym. Numery przypisane do każdej pojedynczej elektrody stanowią mapę kanałów dla całej macierzy. Obraz zmodyfikowany na podstawie Atlasu Mózgu Myszy Allena.21,22 Rysunek 2B przedstawia w pełni skonstruowany uchwyt na głowę w skali w odniesieniu do monety 10 centów. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres przebiegu EEG; analiza aktywności mózgu za pomocą elektroencefalografii; pomiar sygnału." src="/files/ftp_upload/54908/54908fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Przykładowe zapisy EEG i EMG z montażu elektrod. Kształty fal elektrod odpowiadają mapowaniu kanałów przedstawionemu na Rysunku 1A. Szyjny EMG (C) umożliwia określenie napięcia mięśni karku (+). Sygnały EMG zawierają również impulsy elektryczne zespołu QRS serca (*). Przedstawiono paski skali: 200 µV dla amplitudy zapisu oraz 1 sec dla czasu trwania zapisu. <a href="https://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54908/54908fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Mapa kolorystyczna elektrofizjologiczna ze skalą napięcia, wykresem natężenia światła i wykresem napięcia w funkcji czasu." src="/files/ftp_upload/54908/54908fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Przestrzenny rozkład potencjału wywołanego wzrokowo. Przestrzenny rozkład potencjału wywołanego po zastosowaniu jednostronnego błysku światła skierowanego wyłącznie do lewego oka. Górny schemat przedstawia montaż EEG o wysokiej gęstości, gdzie każde koło reprezentuje elektrodę. Zmiana koloru w czasie odpowiada zmianom napięcia w czasie dla każdej z odpowiednich elektrod. W czasie = 0 msec podawany jest 10 msec impuls świetlny, przedstawiony na środkowym rysunku. Dolna grafika ilustruje średnie ślady potencjałów wywołanych dla przeciwstronnych elektrod EEG V1 i V2 (n = 108 prób EP). Impuls świetlny występuje w 0 msec. Należy zauważyć, że odpowiednia odpowiedź potencjału wywołanego jest obserwowana w przeciwstronnym V1 (czarny ślad), a następnie odpowiedź potencjału wywołanego o dłuższym utajeniu w przeciwstronnym V2 (czerwony ślad). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54908/Figure_4.mov" target="_blank">(Kliknij prawym przyciskiem myszy, aby pobrać).</a>

Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Advanced electroencephalographic analysis techniques requiring high spatial resolution, including electrical source imaging and measures of network ...

Ogólnym celem tej metodologii jest zaprezentowanie niskokosztowego, alternatywnego protokołu konstrukcji i rejestracji sygnałów z przewlekłego, wysokogęstościowego przezczaszkowego układu elektrod. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu neuronauk, takie jak wielkoskalowa organizacja sieci neuronalnych oraz przestrzenne i czasowe cechy odpowiedzi wywołanych sensorycznie. Głównymi zaletami tej techniki są niski koszt, powtarzalność oraz łatwość dostosowania do specyfiki konkretnego eksperymentu.Choć metoda ta może dostarczyć cennych informacji w ramach złożonych analiz danych elektroencefalograficznych, jej zastosowanie jest idealne w badaniach nad anestezjologią, epilepsją i neurobiologią snu. Aby przygotować opaskę na głowę, należy rozpocząć od izolacji pinów w kostce pinów o układzie dwa na pięćdziesiąt, nakładając bardzo cienką warstwę lakieru do paznokci. Następnie, za pomocą pęsety, należy usunąć co ósmą rzędową grupę pinów, wypychając ich końcówce gniazdowe przez kostkę.Gdy lakier całkowicie wyschnie, należy usunąć powłokę z końcówek pinów za pomocą małej ściereczki i acetonu. Następnie, używając żyletki lub obcinaczy do drutu, należy przyciąć bloki tak, aby uzyskać klocki o wymiarach dwa na siedem pinów. Dwa z tych klocków będą pełnić funkcję elektrod przezczaszkowego EEG.Następnie, z każdego końca klocka o wymiarach 2x50, przygotuj w ten sam sposób dwa klocki z wypustkami o wymiarach 1x2 do rejestracji sygnału EMG. Każdy klocek 1x2 powinien zachować jedną z zewnętrznych gładkich boków klocka 2x50. Aby ukończyć dwie połowy pełnej macierzy, dopasuj otwory i wypustki klocka 1x2 do tylnego rzędu wypustek klocka o wymiarach 2x7.Następnie należy użyć dwuskładnikowej żywicy epoksydowej, aby połączyć ich gładkie powierzchnie i w razie potrzeby wzmocnić połączenie dodatkową ilością żywicy. Pozostaw obie połowy do utwardzenia na noc. Aby przygotować dwa przewody EMG do klatki piersiowej, należy użyć 3cm izolowanego srebrnego drutu.Usuń 1 cm izolacji z jednego końca i wykonaj dwie pętle na odsłoniętym drucie, owijając go wokół pęsety. Następnie usuń 25 mm izolacji z drugiego końca. Teraz w ten sam sposób przygotuj dwa przewody do EMG szyi, zaczynając od drutu o długości 1,5 cm.Z każdej połowy uchwytu głowy usuń boczny pin w najbardziej przednim rzędzie, ponieważ pin ten nie będzie miał kontaktu z odpowiednimi tkankami. Aby przymocować przewody, utnij piny klocków jeden na dwa w odległości 3mm od ich końców. Następnie przylutuj przewód EMG szyjnego do przedniego pinu oraz przewód EMG piersiowego do tylnego pinu.Przed przystąpieniem do dalszych działań należy użyć multimetru w trybie sprawdzania ciągłości obwodu, aby upewnić się, że każdy pin jest elektrycznie odizolowany. Należy podłączyć sondy do różnych kombinacji pinów; jeśli para jest sprzężona elektrycznie, miernik wyemituje sygnał dźwiękowy. Po wyschnięciu należy zgiąć przewody EMG tak, aby biegły równolegle do osi AP z minimalnym przesunięciem bocznym.Następnie pokryć luty lakierem do paznokci. Teraz, przy użyciu obcinaczek do drutu i z pomocą atlasu mózgu, dopasować długość pinów. Znaleźć pin, którego odległość brzuszna od bregmy będzie największa.Nie przycinaj tego pinu, lecz przytnij wszystkie pozostałe piny względem niego. Aby wykończyć głowice, pokryj wszystkie końcówki pinów roztworem srebra za pomocą pisaka aplikacyjnego. Aby przygotować adapter, należy zacząć od 36-pozycyjnego, dwurzędowego męskiego nano-złącza.W pierwszej kolejności przytnij żyły przewodów łączących do jednolitej długości 2cm. Następnie zdejmij izolację z 2,5mm końcówki każdego przewodu. Na koniec ocynuj sploty cienkich żył i usuń pozostałą izolację z ocynowanego drutu.Następnie należy wykonać pasujący do uchwytu konektor męży-męski z listwy pinowej 2x50. Podobnie jak poprzednio, przygotuj dwa moduły 2x7 oraz dwa moduły 2x1. Teraz przylutuj jeden z przewodów uziemienia z nano-konektora do pinu znajdującego się 0,6mm przed (anterior) i 1mm bocznie (lateral) od bregma.Pin ten pełni funkcję referencyjną, a w przypadku użycia układu wzmacniacza RHD 2132 – funkcję masy. Następnie przylutuj ocynowane przewody nanokonektora po tej samej stronie, co połączenie pinu masy. Ponieważ każdy przewód odpowiada konkretnemu kanałowi, należy zapoznać się ze schematem mapowania kanałów stopnia wejściowego wzmacniacza i przyporządkować odpowiednie kanały.Po przylutowaniu wszystkich przewodów do odpowiednich pinów, należy odciąć niewykorzystane końcówki drutów. Następnie, używając woltomierza, upewnij się, że każdy pin jest odizolowany elektrycznie od pozostałych. Po potwierdzeniu izolacji elektrycznej nałóż cienką warstwę lakieru do paznokci wokół każdego połączenia lutowniczego, aby dodatkowo odizolować każdy pin.Następnie, używając dwuskładnikowej żywicy epoksydowej, przymocuj odpowiedni nano-adapter do bocznych macierzy pinów w klockach typu męsko-męski. Na środkowych częściach adapterów nie może znajdować się nadmiar żywicy, ponieważ uniemożliwi to jednoczesne podłączenie głowic. Aby zwiększyć trwałość, pokryj żywicą epoksydową podstawę nano-konektora.Należy upewnić się, że wszystkie połączenia lutowane zostały pokryte żywicą epoksydową. Po wyschnięciu żywicy należy potwierdzić mapowanie kanałów za pomocą pomiarów impedancji. Po bezpiecznym unieruchomieniu myszy i zdefiniowaniu bregmy jako punktu zerowego stereotaktycznego układu współrzędnych, należy wypoziomować czaszkę w osi bocznej oraz w osi przednio-tylnej.Następnie, używając wiertła mikro otwornicy o średnicy 0,5mm, wykonaj otwory trepanacyjne w odstępach 1,3mm, w odległości 1mm od linii środkowej, zaczynając 3,3mm przed bregma i kończąc 4,5mm za bregma. Wykonaj dwa rzędy obustronnie. Następnie wywierć otwory trepanacyjne po obu stronach linii środkowej w odstępach 1,3mm, zaczynając 2mm przed bregma i kończąc 4,5mm za bregma.Następnie należy zaimplantować uchwyty głowowe. Za pomocą pęsety prostej należy przygotować tunele dla przewodów EMG w obrębie klatki piersiowej. Od strony grzbietowej myszy należy wykonać tunel pod skórą na głębokości 2,5cm i umieścić w nim przewody EMG.Następnie, za pomocą zakrzywionych pęsety ustaw moduł EEG w taki sposób, aby piny pokrywały się z otworami trepanacyjnymi. Wywierając lekki nacisk, wprowadź piny do czaszki, delikatnie nimi poruszając. Po prawidłowym osadzeniu moduł EEG będzie stabilny.Następnie ustaw druty EMG w ich końcowych pozycjach. Po ich ustaleniu przygotuj mieszaninę metakrylanu metylu z odpowiednim związkiem sieciującym w stosunku jeden do jednego. Następnie pokryj cementem odsłoniętą czaszkę, pomalowane lakierem do paznokci części elektrod szpilkowych oraz proksymalne odcinki przewodów EMG.Należy uważać, aby nie zakryć gniazd żeńskich uchwytu głowowego i nie dopuścić do dostania się cementu do futra zwierzęcia. Po wyschnięciu cementu procedura montażu jest zakończona. Wyjmij mysz z ramy stereotaksycznej i pozwól jej dojść do siebie, monitorując parametry życiowe.Dwa tygodnie po operacji w pełni zregenerowana mysz może zostać podłączona do kabla rejestrującego za pomocą adaptera w celu habituacji. Po habituacji myszy mogą być wykorzystane w eksperymentach. Po podłączeniu myszy do karty akwizycji sygnału poprzez adapter, wzmacniacz i standardowy kabel interfejsu, należy uruchomić oprogramowanie rejestrujące Open E-Fizz.Następnie, tworząc łańcuch sygnałowy, przeciągnij moduły rhythm FPGA oraz LFP viewer do obszaru łańcucha sygnałowego. Następnie uzyskaj wartości impedancji elektrod przy częstotliwości 30.0 kilo-samples per second. Na koniec wybierz żądaną częstotliwość próbkowania dla rejestracji.Jeśli jest to pożądane, filtry można również przeciągnąć do łańcucha sygnałowego. Następnie należy wybrać ścieżkę zapisu danych oraz pożądaną częstotliwość próbkowania. Następnie kliknij w oknie podglądu LFP i naciśnij przycisk odtwarzania.Teraz, korzystając z metody rysowania w celu wizualizacji EEG, dostosuj widok, zmieniając amplitudę sygnału, prędkość sweep oraz ustawienia wszystkich używanych filtrów. Po dostosowaniu wszystkich ustawień rozpocznij rejestrację. Dane zostały zebrane od swobodnie poruszającej się myszy z implantowanym gęstym układem elektrod EEG.Rejestracja EMG klatki piersiowej zawiera wbudowaną aktywność elektryczną pochodzącą z serca. EMG szyjne zawiera informacje o napięciu mięśniowym. Poszczególne przebiegi EEG odpowiadają schematowi mapowania kanałów.Dzięki temu nagraniu możliwe jest obliczenie tętna myszy poprzez pomiar czasu pomiędzy impulsami QRS w zapisie elektrokardiograficznym. Podobnie można zmierzyć częstotliwość oddechów myszy, obliczając zmienność fazową impulsu QRS podczas rozszerzania się i kurczenia jamy klatki piersiowej przy każdym oddechu. W związku z tym ta konfiguracja umożliwia przeprowadzenie polisomnografii u myszy.Taki układ umożliwia mapowanie korowe potencjałów wywołanych wzrokowo. Gdy dziesięciomilisiekundowy impuls światła jest dostarczany wyłącznie do lewego oka, klasyczne odpowiedzi są rejestrowane w przeciwległej pierwotnej korze wzrokowej, a następnie następuje opóźniona odpowiedź w przeciwległej wtórnej korze wzrokowej. Jest to wyraźnie widoczne w zmieniających się w czasie potencjałach elektrycznych na całej powierzchni kory w przeciwległych obszarach V1 i V2. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tego, jak konstruować macierze mikroelektrod o wysokiej gęstości dla modelu gryzoni oraz jak rejestrować sygnały z wszczepionej macierzy.Po opanowaniu techniki, etapy konstrukcji i implantacji mogą zostać wykonane w ciągu dwóch godzin, o ile zostaną przeprowadzone prawidłowo. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest zapewnienie odpowiedniego kontaktu elektrod znadtwardzeniowych bez przebijania opony twardej. Przycinanie wyprowadzeń oraz uważność podczas implantacji głowic zapewnią najlepsze szanse na uzyskanie właściwego kontaktu elektrod.Powodzenia!

high-density-electroencephalographic-acquisition-rodent-model-using

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym artykule opisano procedurę chirurgiczną oraz wskazówki dotyczące obsługi związane z implantacją ultrasciennej macierzy mikroelektrod na bazie poliimidu (PBM-array) na czaszkę myszy w celu rejestracji wysokiej gęstości encefalografii (EEG) w modelu mysim.

Rejestracja EEG o wysokiej gęstości u swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliamidu

Opisano procedurę optogenetycznej manipulacji aktywnością neuronów piramidowych kory mózgowej przy jednoczesnym monitorowaniu elektroencefalogramu, elektromiogramu oraz stężenia mleczanu w mózgu. Rejestracje eksperymentalne są przeprowadzane u myszy z podłączonymi przewodami podczas spontanicznych cykli snu i czuwania. Sprzęt do optogenetyki został zbudowany w naszym laboratorium; sprzęt pomiarowy jest dostępny w sprzedaży.

Symultaniczna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Ten film demonstruje metodę zapisu EEG w wysokiej rozdzielczości w szczurzym modelu padaczki ogniskowej. Przedstawiono w nim etapy przygotowania szczura, podłączenia wielokanałowej mini-czapki EEG do skóry głowy szczura i zarejestrowania EEG w celu identyfikacji zdarzeń związanych z napadami charakterystycznych dla modelu padaczki.

Zapis elektroencefalograficzny w szczurzym modelu padaczki ogniskowej

Film demonstruje długoterminowe, ciągłe monitorowanie elektroencefalografii (EEG) u młodych gryzoni za pomocą bezprzewodowego systemu nadajników. Nadajnik zawiera dwie elektrody rejestrujące i jedną elektrodę odniesienia sięgającą do powierzchni mózgu. Po umieszczeniu szczeniaka w komorze rejestracyjnej, EEG może być stale monitorowane przez cały okres rozwoju szczeniaka do dorosłości.

Długotrwały ciągły monitoring elektroencefalograficzny u młodego gryzonia

Tutaj demonstrujemy użycie bezprzewodowej technologii umożliwiającej elektroencefalogram (EEG) w modelach chorób ludzkich noworodków gryzoni. Dzięki telemetrii nie ma obciążających połączeń, co pozwala na naturalne zachowania.

Długotrwałe, ciągłe monitorowanie EEG w modelach chorób człowieka u małych gryzoni przy użyciu systemu nadajników bezprzewodowych Epoch

Ten film przedstawia procedury przygotowania, rejestracji i analizy źródeł wysokorozdzielczego EEG u szczurów poddanych sedacji ze szczególnym przedklinicznym modelem padaczki ogniskowej w warunkach nieinwazyjnych.

Obrazowanie źródła mózgu w przedklinicznych szczurzych modelach padaczki ogniskowej przy użyciu zapisów EEG o wysokiej rozdzielczości

Zapis elektroencefalogramu (EEG) i elektromiogramu (EMG) u swobodnie zachowujących się myszy jest kluczowym krokiem do skorelowania zachowania i fizjologii ze snem i czuwaniem. Opisany w niniejszym dokumencie protokół eksperymentalny zapewnia przewodowy system do pozyskiwania zapisów EEG i EMG u myszy.

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Ten protokół opisuje prostą metodę jednoczesnego rejestrowania kolokalizowanej elektroencefalografii (EEG) i wielolaminarnego potencjału pola lokalnego u znieczulonego szczura. Wykazano, że otwór w czaszce wywiercony w czaszce w celu wprowadzenia mikroelektrody powoduje znikome zniekształcenia sygnału EEG.

Jednoczesna rejestracja kolokalizowanej elektroencefalografii i lokalnego potencjału pola u gryzoni

Ten systematyczny protokół opisuje nowy zwierzęcy model padaczki pourazowej po powtarzającym się łagodnym urazowym uszkodzeniu mózgu. Pierwsza część szczegółowo opisuje etapy indukcji urazowego uszkodzenia mózgu przy użyciu zmodyfikowanego modelu spadku masy ciała. Druga część zawiera instrukcje dotyczące podejścia chirurgicznego dla jedno- i wielokanałowych systemów akwizycji danych elektroencefalograficznych.

Wywoływanie padaczki pourazowej w mysim modelu powtarzalnego rozlanego urazowego uszkodzenia mózgu

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Poznaj metodę niskokosztowej akwizycji EEG o dużej gęstości u myszy przy użyciu otwartych zasobów. Technika ta umożliwia badanie organizacji sieci neuronowych oraz przestrzenno-czasowych cech odpowiedzi wrażeniowych w neurobiologii snu, epilepsji i anestezjologii.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Przeglądaj więcej filmów