November 26th, 2016
Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.
Ogólnym celem tej metodologii jest zademonstrowanie taniego alternatywnego protokołu do konstruowania i rejestrowania z przewlekłego układu elektrod przezczaszkowych o dużej gęstości. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w neuronaukach, takie jak organizacja sieci neuronalnych na dużą skalę oraz przestrzenne i czasowe cechy reakcji wywołanych czuciowo. Głównymi zaletami tej techniki są jej niski koszt, powtarzalność i łatwość dostosowywania do eksperymentu.
Chociaż metoda ta może zapewnić wgląd w złożone analizy danych elektroencefalograficznych, jej zastosowanie jest idealne do badań z zakresu anestezjologii, epilepsji i neurobiologii snu. Aby wykonać nakrycie głowy, zacznij od zaizolowania kołków cegły o wymiarach dwa na pięćdziesiąt bardzo cienką warstwą lakieru do paznokci. Następnie za pomocą pęsety usuń co ósmy rząd kołków, wciskając ich koniec gniazda przez cegłę.
Gdy pasta całkowicie wyschnie, usuń powłokę z końcówek szpilek za pomocą małej szmatki i acetonu. Następnie za pomocą żyletki lub nożyc do drutu przytnij bloki, aby uzyskać cegły na kołki o wymiarach dwa na siedem. Dwie z tych cegiełek będą pełnić funkcję przezczaszkowych elektrod EEG.
Następnie, z każdego końca cegły o wymiarach dwa na pięćdziesiąt, przygotuj dwie kostki szpilkowe jeden na dwa, aby nagrać sygnał EMG przy użyciu tego samego procesu. Każda cegła jeden na dwa powinna zachować jeden z zewnętrznych gładkich boków cegły o wymiarach dwa na pięćdziesiąt. Aby ukończyć dwie połówki pełnej tablicy, wyrównaj otwory na kołki i kołki jeden na dwa z jednego klocka z najbardziej wysuniętym do tyłu rzędem kołków cegły o wymiarach dwa na siedem.
Następnie użyj dwuskładnikowej żywicy epoksydowej, aby przymocować ich gładkie powierzchnie i w razie potrzeby wzmocnić połączenie większą ilością żywicy epoksydowej. Pozwól dwóm połówkom utwardzić się przez noc. Aby wykonać dwa przewody EMG klatki piersiowej, zacznij od izolowanego srebrnego drutu o długości 3 cm.
Usuń 1 cm izolacji z jednego końca i dodaj dwie pętle na gołym drucie, owijając go wokół pęsety. Następnie usuń 25 mm izolacji z drugiego końca. Teraz wykonaj dwa podobne druty EMG szyjki macicy, zaczynając od drutu o długości 1,5 cm.
Z każdej połówki nakrycia głowy usuń boczną szpilkę w najdalszym przednim rzędzie, ponieważ ta szpilka nie będzie stykać się z odpowiednimi tkankami. Aby przymocować przewody, odetnij kołki cegieł jeden na dwa 3 mm od ich końcówek. Następnie drut EMG szyjki macicy do szpilki przedniej, a drut EMG klatki piersiowej do szpilki tylnej.
Zanim przejdziesz dalej, użyj multimetru w trybie ciągłości, aby upewnić się, że każdy pin jest elektrycznie odizolowany. Podłącz przewody do różnych kombinacji pinów, a jeśli para jest sprzężona elektrycznie, miernik wyda sygnał dźwiękowy. Po wyschnięciu zegnij przewody EMG, aż będą równoległe do osi AP z minimalnym przemieszczeniem bocznym.
Następnie przykryj lutowane połączenia lakierem do paznokci. Teraz dostosuj długości szpilek za pomocą nożyc do drutu i atlasu mózgu. Znajdź szpilkę, której brzuszna odległość od bregmy będzie największa.
Nie przycinaj tego pinu, ale przycinaj wszystkie inne piny w odniesieniu do tego pinu. Aby uzupełnić nakrycia głowy, pokryj wszystkie końcówki szpilek srebrnym roztworem za pomocą aplikatora. Aby przygotować adapter, zacznij od 36-pozycyjnego dwurzędowego męskiego złącza nano.
Najpierw przetrzyj przewody połączeniowe brzytwą do jednolitej długości 2 cm. A następnie zdejmij 2,5 mm drutu z końca każdego drutu. Na koniec zetnij ze sobą pasma cienkiego drutu i odetnij odizolowaną izolację od ocynowanego drutu.
Następnie utwórz pasujące złącze męsko-męskie do głowicy z bloku pinów o wymiarach dwa na pięćdziesiąt pinów z listwą konwersacyjną. Tak jak poprzednio, przygotuj dwie dwójki na siedem i dwie dwójki na jeden. Teraz jeden z przewodów uziemiających od nanozłącza do pinu, który znajduje się 0,6 mm z przodu i 1 mm z boku bregmy.
Ten pin działa jako odniesienie i jako masa w przypadku korzystania z układu wzmacniacza RHD 2132. Następnie ocynowane przewody nanozłącza po tej samej stronie, co połączenie bolca uziemiającego. Ponieważ każdy przewód jest mapowany na określony kanał, zapoznaj się ze schematem mapy kanałów amplifier head stage i zmapuj kanały.
Gdy wszystkie przewody zostaną przylutowane do odpowiedniego pinu, odetnij wszelkie nieużywane przewody. Następnie użyj woltomierza, aby upewnić się, że każdy pin jest elektrycznie odizolowany od innych pinów. Po potwierdzeniu izolacji elektrycznej nałóż cienką warstwę lakieru do paznokci wokół każdego złącza lutowniczego, aby dodatkowo zaizolować każdy kołek.
Następnie, używając dwuskładnikowej żywicy epoksydowej, wzmocnij pasujący nanoadapter do dwustronnych układów pinów na klockach męsko-męskich. Na środkowych częściach adapterów nie może znajdować się nadmiar żywicy epoksydowej, ponieważ uniemożliwi to jednoczesne podłączenie głowic. Aby zwiększyć trwałość, żywica epoksydowa stanowi podstawę nanozłącza.
Pamiętaj, aby pokryć wszystkie połączenia lutownicze żywicą epoksydową. Po wyschnięciu żywicy epoksydowej potwierdź mapowanie kanałów za pomocą pomiarów impedancji. Po bezpiecznym skonfigurowaniu myszy i zdefiniowaniu bregma jako początku stereotaktycznego układu współrzędnych, wypoziomuj czaszkę w przyśrodkowej osi bocznej i w przedniej tylnej osi.
Następnie, za pomocą mikrowiertła o średnicy 0,5 mm, wywierć otwory pod zadziorami w odległości 1,3 mm od siebie i 1 mm od linii środkowej, zaczynając 3,3 mm przed bregmą i kończąc 4,5 mm za bregmą. Wykonaj dwa rzędy obustronnie. Następnie wywierć otwory na zadziory po obu stronach linii środkowej, które są oddalone od siebie o 1,3 mm, zaczynając 2 mm przed bregmą i kończąc 4,5 mm za bregmą.
Teraz wszczep nakrycia głowy. Za pomocą prostych kleszczy przygotuj tunele druciane EMG dla przewodów EMG klatki piersiowej. Z tyłu myszy przeprowadź tunel 2,5 cm pod skórą i umieść przewody EMG w jamie.
Następnie manewruj cegłą EEG za pomocą zakrzywionych kleszczy tak, aby kołki wyrównały się z otworami w zadziorach. Lekko dociśnij i wbij szpilki w czaszkę. EEG będzie stabilne po prawidłowym wstawieniu.
Następnie ustaw przewody EMG w ich ostatecznych pozycjach. Po ustawieniu na miejscu przygotuj mieszaninę metakrylanu metylu z jego związkiem sieciującym. Następnie przykryj odsłoniętą czaszkę, wypolerowane gwoździami części elektrod szpilkowych i bliższą część przewodów EMG cementem.
Nie zakrywaj żeńskich pojemników nakrycia głowy ani nie wpuszczaj cementu w sierść zwierzęcia. Po wyschnięciu cementu procedura montażu jest zakończona. Wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej i pozwól jej się zregenerować, monitorując parametry życiowe.
Dwa tygodnie po zabiegu w pełni wyleczoną mysz można przywiązać do nagrywającego za pomocą adaptera w celu przyzwyczajenia. Po przyzwyczajeniu myszy można je wykorzystać w eksperymentach. Po podłączeniu myszy do płytki akwizycyjnej za pomocą adaptera, wzmacniacza i standardowego interfejsu, otwórz oprogramowanie do nagrywania Open E-Fizz.
W tym celu utwórz łańcuch sygnałowy rytmu FPGA i przeglądarkę LFP, przeciągając moduły do łańcucha sygnałowego. Następnie należy uzyskać wartości impedancji elektrody wynoszące 30,0 kilopróbek na sekundę. Następnie wybierz żądaną częstotliwość próbkowania do nagrywania.
W razie potrzeby filtry można również przeciągnąć do łańcucha sygnałowego. Kontynuuj, wybierając ścieżkę zapisu danych i żądaną częstotliwość próbkowania. Następnie kliknij okno przeglądarki LFP i naciśnij przycisk odtwarzania.
Teraz, używając metody rysowania do wizualizacji EEG, dostosuj widok, zmieniając amplitudę sygnału, prędkość przemiatania i ustawienia wszelkich używanych filtrów. Po dostosowaniu wszystkich ustawień rozpocznij nagrywanie. Dane zebrano od swobodnie poruszającej się myszy, której wszczepiono nakrycie głowy EEG o dużej gęstości.
Zapis EMG klatki piersiowej zawiera wbudowaną aktywność elektryczną, pochodzącą z serca. EMG szyjki macicy zawiera informacje o napięciu mięśniowym. Poszczególne przebiegi EEG odpowiadają schematowi mapowania kanałów.
Dzięki temu zapisowi możliwe jest obliczenie tętna myszy, mierząc czas między elektrokardiograficznymi skokami QRS. Podobnie możliwe jest zmierzenie częstości oddechów myszy, obliczając zmienność fazową skoku QRS, gdy klatka piersiowa rozszerza się i kurczy z każdym oddechem. W związku z tym taka konfiguracja pozwala na nabycie mysiej polisomnografii.
Taka konfiguracja umożliwia korowe mapowanie wizualnych potencjałów wywołanych. Kiedy dziesięciomilisekundowy impuls światła jest dostarczany tylko do lewego oka, klasyczne reakcje są rejestrowane w przeciwległej pierwszorzędowej korze wzrokowej, a następnie opóźniona odpowiedź w przeciwległej drugorzędowej korze wzrokowej. Można to łatwo zaobserwować w zmieniających się w czasie potencjałach elektrycznych na całej powierzchni kory mózgowej w przeciwległych V1 i V2. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak konstruować układy mikroelektrod o dużej gęstości dla modelu gryzoni i nagrywać z wszczepionej matrycy.
Po opanowaniu, część konstrukcyjna i implantacyjna tej techniki może być wykonana w ciągu dwóch godzin, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Próbując wykonać tę procedurę, należy pamiętać o zapewnieniu prawidłowego kontaktu z elektrodą zewnątrzoponową bez penetracji opony twardej. Przycinanie szpilek i uważność podczas wszczepiania nakryć stworzy najlepsze szanse na odpowiedni kontakt z elektrodą.
Powodzenia!
Ten artykuł przedstawia niskobudżetową metodę konstruowania i chirurgicznego implantowania przewlekłego, wysokogęstościowego montażu elektroencefalograficznego u myszy. Szczegółowo opisuje techniki rejestracji, ekstrakcji i przetwarzania sygnałów.
High-density electroencephalographic (EEG) acquisition in rodent models enables advanced interrogation of neuronal network organization and sensory processing, supporting early-stage target validation and mechanistic de-risking in CNS drug discovery. The described low-cost, open-source methodology increases accessibility and reproducibility for preclinical teams, facilitating robust quantitative data collection in freely moving animals. This capability strengthens predictive confidence at key inflection points in neuroscience-focused R&D portfolios.
This method integrates into the discovery-to-preclinical continuum, supporting early mechanistic studies, lead identification, and translational research in neuroscience portfolios.